Name: Bioessais pour la résistance aux insecticides de surveillance (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2010-12-30T16:30:00.000+00:00
Duration: 6 min 30 s
Description: Apprenez les bioessais pour surveiller la résistance aux insecticides chez les arthropodes ravageurs. Cette méthode permet de déterminer les niveaux de résistance en comparant les valeurs de CL50 et d'améliorer les stratégies de lutte antiparasitaire.

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Nous tenons à remercier Cotton Incorporated Programme de soutien Etat # 08-317MO, USDA / CSREES SR-IPM Grant 2009-34103-20018 et Landis international pour la recherche de financement se rapportant à cette publication.

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<li>Snoddgrass, G. L., Scott, W. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+discriminating-dose+bioassay+for+detecting+pyrethroid+resistance+in+tarnished+plant+bug+%28+Heteroptera%3A+Miridae%29+populations%5BTitle%5D)+AND+%22Southwest.+Entomol%22%5BJournal%5D)">A discriminating-dose bioassay for detecting pyrethroid resistance in tarnished plant bug ( Heteroptera: Miridae) populations.</a> Southwest. Entomol. 24, 301-307 (1999).</li>
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<li>Lopez, J. D. Jr, Hoffman, W. C., Latheef, M. A., Fritz, B. K., Martin, D. E., Lan, Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Evaluation+of+toxicity+of+selected+insecticides+against+thrips+on+cotton+in+laboratory+bioassays%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Cotton+Sci%22%5BJournal%5D)">Evaluation of toxicity of selected insecticides against thrips on cotton in laboratory bioassays.</a> J. Cotton Sci. 12, 188-194 (2008).</li>
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<li>Smith, T. R., Cave, R. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Pesticide+susceptibility+of+Cybocephalus+nipponoicus+and+Rhyzobius+Iophanthae+%28Coleoptera+Cybocephalidae%2C+Coccinellidae%29%5BTitle%5D)+AND+%22Fla.+Entomol%22%5BJournal%5D)">Pesticide susceptibility of Cybocephalus nipponoicus and Rhyzobius Iophanthae (Coleoptera Cybocephalidae, Coccinellidae).</a> Fla. Entomol. 89, 502-507 (2006).</li>
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<li>Kanga, L. H. B., Plapp, F. W. J. r, Wall, M. L., Elzen, G. W., Lopez, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Monitoring+for+resistance+to+organophosphorus%2C+carbamate%2C+and+pyrethroid+insecticides+in+the+oriental+fruit+moth+%28Lepidoptera%3A+Torticidae%29%5BTitle%5D)+AND+%22Canadian+Entomol%22%5BJournal%5D)">Monitoring for resistance to organophosphorus, carbamate, and pyrethroid insecticides in the oriental fruit moth (Lepidoptera: Torticidae).</a> Canadian Entomol. , 131-441 (1999).</li>
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<li>Snodgrass, G. L., Scott, W. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Seasonal+changes+in+pyrethroid+resistance+in+tarnished+plant+bug+%28Heteroptera%3A+Miridae%29+populations+during+a+three+year+period+in+the+delta+area+of+Arkansas%2C+Louisiana+and+Mississippi%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Econ.+Entomol%22%5BJournal%5D)">Seasonal changes in pyrethroid resistance in tarnished plant bug (Heteroptera: Miridae) populations during a three year period in the delta area of Arkansas, Louisiana and Mississippi.</a> J. Econ. Entomol. 93, 441-446 (2000).</li>
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La valeur CL 50 peut être utilisé pour établir que la susceptibilité de base d&#39;une population cible (s). La valeur de ces données peuvent être dans les enquêtes de surveillance futurs, ou pour le but immédiat de comparer les résultats actuels à celle d&#39;une CL 50 précédemment déterminé pour déterminer la sensibilité de la population cible a changé. Réels CL 50 valeurs peuvent être comparées entre les populations en examinant les intervalles de confiance à 95%, si les limites supérieures et inférieures ne se chevauchent pas, alors il est probable que la population a connu un changement important dans la susceptibilité et dans certaines situations est une indication de la résistance 33. La CL 50 peut également être utilisé pour examiner les changements saisonniers dans l&#39;insecticide esusceptibilitye 28, ou comparer les réponses entre les espèces ou les insecticides AI s. Un travail considérable a également utiliser ces données pour comparer les réponses entre les hommes et les femmes âgées de 10 ou entre adultes et immatures, 10,34. Parfois, les intervalles de confiance sont larges ou pas pu être calculés. Pour gagner des intervalles de confiance plus serré effectuer l&#39;essai biologique avec plus d&#39;insectes et / ou plusieurs concentrations.

<table><tbody><tr><td>Bécher en verre de 50 à 100 ml </td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Fiole jaugée avec bouchon (on peut utiliser des flacons ambrés pour les pesticides sensibles à la lumière, comme les pyréthrinoïdes)</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Vials en verre de 20 ml avec couvercles sans revêtement interne</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Une méthode pour colorer les vials (peinture ou feutres)</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Acétone</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Appareil commercial à hot-dogs (élément chauffant déconnecté)</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Deux flacons pulvérisateurs (l’un modifié de sorte que l’ouverture soit large pour une distribution rapide du liquide, l’autre avec une ouverture étroite pour une distribution lente des liquides)</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Boîte de pesée petite (s’assurer que tous les matériaux en plastique sont résistants à l’acétone)</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Accès à une balance avec une lisibilité de 0,001 g ou une précision supérieure.</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Parafilm M</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Pipetteur répéteur</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Embouts appropriés</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Pipettes en verre adaptées à la fiole jaugée.</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Hotte (utilisée pour éliminer l’odeur d’acétone)</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Un endroit pour stocker les solutions d’insecticide et les vials [réfrigérateur (solutions), pièce sombre ou congélateur selon la nature du produit chimique (vials)]</td><td></td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

bioessais pour la résistance aux insecticides de surveillance

Bioassays for Monitoring Insecticide Resistance

Résistance aux pesticides est un problème croissant, car les pesticides sont une partie intégrante de l&#39;agriculture de production à haut rendement. Lorsque peu de produits sont étiquetés pour un ravageur individu au sein d&#39;un système de culture en particulier, des options de lutte chimique sont limités. Par conséquent, le même produit (s) sont utilisés de façon répétée et continuelle pression de sélection est placée sur le ravageur cible. Il ya les coûts financiers et environnementaux associés au développement de populations résistantes. Le coût de la résistance aux pesticides a été estimée à environ 1,5 milliard $ chaque année aux États-Unis. Ce document décrit les protocoles, actuellement utilisé pour surveiller des arthropodes (insectes spécifiquement) des populations pour le développement de la résistance. Le test de flacon pour adultes est utilisée pour mesurer la toxicité pour les insecticides de contact et une modification de ce test est utilisé pour des plantes insecticides systémiques. Dans ces essais biologiques, d&#39;insectes sont exposés à l&#39;insecticide de qualité technique et les réponses (mortalité) a enregistré à un moment précis d&#39;intervalle post-exposition. Les données de mortalité sont soumis à l&#39;analyse probit Connexion dose de générer des estimations d&#39;une concentration létale qui fournit la mortalité à 50% (CL 50) des populations cibles et une série de limites de confiance (CL) que les estimations de la variabilité des données. Lorsque ces données sont collectées pour une gamme d&#39;insecticide-populations sensibles, la CL 50 peut être utilisé comme données de base à des fins de surveillance future. Après les populations ont été exposés à des produits, les résultats peuvent être comparés à une CL 50 précédemment déterminé en utilisant la même méthodologie.

Ce manuscrit démontre et explique les techniques utilisées pour étudier la susceptibilité de pesticides et de détecter la résistance au contact et des pesticides systémiques dans les arthropodes nuisibles.

Bioessais pour la résistance aux insecticides de surveillance

La résistance des ravageurs aux pesticides est un problème croissant, car les pesticides font partie intégrante d'une agriculture de production à haut rendement. Lorsque peu de produits...

L'objectif général de l'expérience suivante est de déterminer si l'insecte a développé une résistance à l'insecticide. Cela est réalisé en préparant les concentrations à tester en dissolvant l'insecticide de qualité technique dans de l'acétone pour les insecticides de contact, comme décrit par Plaid AL en 1987, ou dans une solution aqueuse de miel pour les insecticides systémiques, comme décrit par Snores Etol en 2008.En second lieu, éluquez 0,5 millilitre de la solution insecticide à l'acétone dans un flacon en verre isolant de 20 millilitres, puis faites rouler les flacons sur un rouleau chauffant commercial dont l'élément chauffant est éteint, ou éluquez 0,5 millilitre de la solution insecticide au sirop de miel sur un morceau de mousse florale placé à l'intérieur d'un flacon. Ensuite, collectez l'insecte souhaité pour le test en flacon adulte afin de réaliser le bioessai, qui surveille la résistance aux insecticides ; les résultats obtenus indiquent si l'insecte a développé ou non une résistance à l'insecticide, en comparant la CL50 obtenue par analyse probit aux CL50 préexistantes. Bonjour, je m'appelle Audra Miller.Je viens du Delta Research Center du College of Agriculture, Food and Natural Resources de l'Université du Missouri à Portageville, Missouri. Je vais réaliser une expérience issue du laboratoire d'entomologie de la Dre Kelly Kindle. Je vais montrer la procédure permettant de détecter si une résistance aux insecticides se produit ou non.Commençons maintenant. Il est impératif d'adopter les précautions de sécurité appropriées, telles que des lunettes de protection, des masques et des gants, entre autres. Lors de la manipulation d'insecticides, consulter la fiche de données de sécurité du matériau pour connaître les équipements de protection individuelle recommandés pour l'insecticide spécifique en cours d'essai.Pour préparer une solution mère, ajustez en fonction de la pureté et mesurez l'insecticide technique de manière appropriée. Dans la hotte, remplissez partiellement une fiole jaugée avec de l'acétone. Ajoutez l'insecticide, puis rincez le bateau de pesée avec de l'acétone dans la fiole.Remplir la fiole jaugée jusqu'au trait de jauge avec de l'acétone en mélangeant par retournements successifs. Effectuer des dilutions sérielles selon les besoins et coder par couleur les concentrations sur les vials à l’aide de peinture ou de marqueurs. Verser environ la moitié du volume correspondant au nombre de vials à préparer dans un petit bécher lorsque la solution n’est pas utilisée, et la couvrir pour minimiser l’évaporation.Utilisez une pipette répétitive pour distribuer 0,5 millilitre dans les vials. Travaillez des concentrations faibles à élevées, en commençant par le témoin contenant uniquement de l'acétone afin de recouvrir l'intérieur du vial de l'insecticide de qualité technique. Placez les vials sur un rouleau chauffant commercial avec le chauffage éteint.Laisser les vials tourner jusqu'à ce que tout l'acétone se soit évaporée. Examiner chaque vial individuellement pour s'assurer de la sécheresse. Rassembler les insectes à tester à l'aide de pièges à phéromones, de filets balayeurs ou de tout autre moyen de capture massive.Fournir aux insectes de la nourriture et de l'humidité pendant huit à 24 heures. Sélectionner des spécimens sains et actifs pour le bioessai, avec 10 à 25 insectes par test. Concentration. Placer les insectes dans les vials de manière à ce qu'ils soient exposés à toute la gamme des concentrations, et non à une seule concentration à la fois.Après un temps d'incubation approprié, évaluer la mortalité selon des critères de mouvement coordonné, comme la capacité à se retourner lorsqu'il est placé sur sa face dorsale ou le mouvement coordonné lorsqu'il est légèrement piqué. Si l'insecte parvient à se retourner mais tombe ensuite, il n'y a pas de mouvement coordonné, donc l'insecte doit être considéré comme mort. Noter le nombre d'individus vivants et morts et calculer le pourcentage de survie pour toutes les concentrations.Préparer des vials contenant l'insecticide de qualité technique dissous dans une solution aqueuse de miel à 10 % : peser le miel pour obtenir une solution aqueuse de miel à 10 % en volume, transférer dans une fiole jaugée et ajouter l'insecticide de qualité technique à la solution aqueuse de miel, puis rincer le bateau de transfert. Répéter le processus de dilution en série, mais utiliser la solution aqueuse de miel au lieu de l'acétone. Couper un morceau de mousse florale et le placer à l'intérieur du vial Eloqua.Appliquez 0,5 mL de solution sur la mousse florale contenant les insectes, en utilisant une boule de coton au lieu d'un couvercle. Réalisez le bioessai de la même manière que pour les insecticides de contact, en corrigeant la mortalité observée dans le témoin selon la méthode d'Abbott. Déterminez la concentration létale nécessaire pour tuer 50 % d'une population, ainsi que les intervalles de confiance à 95 %.Cela peut être effectué à l’aide d’un logiciel comme SAS Proc probate ou Polo Plus, par exemple, dans ce programme d’échantillon pour SAS, dose représente la concentration utilisée dans le bioessai. N est le nombre d’individus testés à une concentration donnée et réponse est le nombre d’individus morts ; on trouve ainsi la probabilité de 0,5, ce qui correspond à la CL50 avec des limites de confiance allant de 0,1891 à 0,3273 microgrammes par flacon. S’il existe des données de référence pour l’insecte testé ou une CL50 obtenue à partir d’une population connue comme étant sensible, la nouvelle CL50 peut être comparée à la CL50 des données de référence ou des populations sensibles.Si la valeur de lc 50 de base était de 0,1487 microgrammes par flacon avec des limites de confiance comprises entre 0,1167 et 0,1793 microgrammes par flacon, on pourrait conclure qu'il y a eu un changement significatif de la résistance, car les limites de confiance ne se chevauchent pas. Toutefois, si la valeur de lc 50 de base était de 0,1487 microgrammes par flacon, mais que les limites de confiance allaient de 0,0958 à 0,1983 microgrammes par flacon, il n'y aurait pas d'augmentation significative de la résistance, car les limites de confiance se chevauchent. Cette expérience peut aider à déterminer si la résistance aux insecticides est à l'origine de l'échec de l'insecticide ou non. Toutefois, n'oubliez pas que lors de la manipulation d'insecticides, vous devez toujours utiliser des équipements de protection appropriés.Merci d'avoir regardé et bonne chance avec vos expériences.

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