Name: Mesure du courant bioélectrique avec une sonde vibrante (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2011-01-04T17:00:00.000+00:00
Duration: 7 min 28 s
Description: Apprenez à fabriquer et utiliser des sondes vibrantes pour mesurer les courants bioélectriques de manière non invasive. Cette technique sensible permet d'étudier les champs électriques et la cicatrisation des plaies.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Nous sommes reconnaissants au Professeur Richard Borgens, Centre de recherche paralysie, l&#39;Université de Purdue, de l&#39;aide dans le montage du système de sonde vibrante. Cette étude a été soutenue par IEN subventions du NIH pour 1R01EY019101 MZ et BR, et en partie par des subventions du California Institute of Regenerative Medicine RB1-01417, NSF MCB-0951199, et par une subvention sans restriction de la recherche pour prévenir la cécité, l&#39;UC Davis ophtalmologie.

<ol><li>Reid, B., Nuccitelli, R., Zhao, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Non-invasive+measurement+of+bioelectric+currents+with+a+vibrating+probe%5BTitle%5D)+AND+%22Nat.+Protoc%22%5BJournal%5D)">Non-invasive measurement of bioelectric currents with a vibrating probe.</a> Nat. Protoc. 2, 661-9282 (2007).</li>
<li>Reid, B., Song, B., McCaig, C. D., Zhao, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Wound+healing+in+rat+cornea%3A+the+role+of+electric+currents%5BTitle%5D)+AND+%22FASEB+J%22%5BJournal%5D)">Wound healing in rat cornea: the role of electric currents.</a> FASEB J. 19, 379-386 (2005).</li>
<li>Lois, N., Reid, B., Song, B., Zhao, M., Forrester, J. V., McCaig, C. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Electric+currents+and+lens+regeneration+in+the+rat%5BTitle%5D)+AND+%22Exp.+Eye+Res%22%5BJournal%5D)">Electric currents and lens regeneration in the rat.</a> Exp. Eye Res. 90, 316-323 (2010).</li>
<li>Wang, E., Reid, B., Lois, N., Forrester, J. V., McCaig, C. D., Zhao, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Electrical+inhibition+of+lens+epithelial+cell+proliferation%3A+an+additional+factor+in+secondary+cataract%5BTitle%5D)+AND+%22FASEB+J%22%5BJournal%5D)">Electrical inhibition of lens epithelial cell proliferation: an additional factor in secondary cataract.</a> FASEB J. 19, 842-844 (2005).</li>
<li>Guo, A., Song, B., Reid, B., Gu, Y., Forrester, J. V., Jahoda, C., Zhao, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effects+of+physiological+electric+fields+on+migration+of+human+dermal+fibroblasts%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Invest.+Derm%22%5BJournal%5D)">Effects of physiological electric fields on migration of human dermal fibroblasts.</a> J. Invest. Derm. , (2010).</li>
<li>Reid, B., Song, B., Zhao, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Electric+currents+in+Xenopus+tadpole+tail+regeneration%5BTitle%5D)+AND+%22Dev.+Biol%22%5BJournal%5D)">Electric currents in Xenopus tadpole tail regeneration.</a> Dev. Biol. 335, 198-207 (2009).</li>
<li>Zhao, M., Song, B., Pu, J., Wada, T., Reid, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Electrical+signals+control+wound+healing+through+phosphatidylinositol-3-OH+kinase-%CE%B3%5BTitle%5D)+AND+%22%22%5BJournal%5D)">Electrical signals control wound healing through phosphatidylinositol-3-OH kinase-γ.</a> 442, 457-460 (2006).</li>
<li>Reid, B., EO, G. raue-H. ernandez, Mannis, M. J., Zhao, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Modulating+endogenous+electric+currents+in+human+corneal+wounds+-+a+novel+approach+of+bioelectric+stimulation+without+electrodes%5BTitle%5D)+AND+%22Cornea%22%5BJournal%5D)">Modulating endogenous electric currents in human corneal wounds - a novel approach of bioelectric stimulation without electrodes.</a> Cornea. , Forthcoming (2010).</li>
<li>Nuccitelli, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((An+ultrasensitive+vibrating+probe+for+measuring+steady+extracellular+currents%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Cell+Biol%22%5BJournal%5D)">An ultrasensitive vibrating probe for measuring steady extracellular currents.</a> J. Cell Biol. 63, 614-628 (1974).</li>
<li>Hotary, K. B., Nuccitelli, R., Robinson, K. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+computerized+2-dimensional+vibrating+probe+for+mapping+extracellular+current+patterns%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Neurosci.+Meth%22%5BJournal%5D)">A computerized 2-dimensional vibrating probe for mapping extracellular current patterns.</a> J. Neurosci. Meth. 43, 55-67 (1992).</li>
<li>Nuccitelli, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Endogenous+ion+currents+and+DC+electric+fields+in+multicellular+animal+tissues%5BTitle%5D)+AND+%22Bioelectromagnetics+Supplement%22%5BJournal%5D)">Endogenous ion currents and DC electric fields in multicellular animal tissues.</a> Bioelectromagnetics Supplement. 1, 147-157 (1992).</li>
<li>Levin, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Bioelectric+mechanisms+in+regeneration%3A+Unique+aspects+and+future+perspectives%5BTitle%5D)+AND+%22Seminars+in+Cell+Dev.+Biol%22%5BJournal%5D)">Bioelectric mechanisms in regeneration: Unique aspects and future perspectives.</a> Seminars in Cell Dev. Biol. 20, 543-556 (2009).</li>
<li>Zhao, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Electric+fields+in+wound+healing+-+An+overriding+signal+that+directs+cell+migration%5BTitle%5D)+AND+%22Seminars+in+Cell+Dev.+Biol%22%5BJournal%5D)">Electric fields in wound healing - An overriding signal that directs cell migration.</a> Seminars in Cell Dev. Biol. 20, 674-682 (2009).</li>
</ol>

Nous décrivons un faible coût, de base, mais très sensible du système sonde vibrante pour mesurer de façon non invasive de courant électrique dans une variété de systèmes biologiques. Modifications possibles <ol><li> Si platine / iridium électrodes (instruments de précision du monde; # cat PTM23B20) sont utilisés au lieu de l&#39;acier inoxydable, puis l&#39;étape de placage à l&#39;or peut être éliminé. </li></ol> Applications Nous avons ut...

<table><tbody><tr><td>Électrode en acier inoxydable Eligoy</td><td>World Precision Instruments, Inc.</td><td>SSM33A70</td><td>76 mm, 7 M&amp;#937;, extrémité de 1-2&amp;#x03BC;m</td></tr><tr><td>Connecteur or R30</td><td>www.vectorelect.com</td><td>R30</td><td>Réutilisable</td></tr><tr><td>Époxy chargé d'argent</td><td>3M</td><td>SL65</td><td>Mélanger 1 partie de résine avec 1 partie de durcisseur</td></tr><tr><td>Microscope stéréoscopique</td><td>Olympus Corporation</td><td>SZ40</td><td>Grossissement x6 à x40</td></tr><tr><td>Dicyanoaurate de potassium (KAu(CN)&lt;sub&gt;2&lt;/sub&gt;)</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>379867</td><td>ATTENTION : Toxique</td></tr><tr><td>Acide chloroplatinique hydraté (H&lt;sub&gt;2&lt;/sub&gt;PtCl&lt;sub&gt;6&lt;/sub&gt; x 6H&lt;sub&gt;2&lt;/sub&gt;O)</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>520896</td><td>ATTENTION : Toxique</td></tr><tr><td>Acétate de plomb(II) trihydraté (Pb(CH&lt;sub&gt;3&lt;/sub&gt;CO&lt;sub&gt;2&lt;/sub&gt;)&lt;sub&gt;2&lt;/sub&gt; x 3H&lt;sub&gt;2&lt;/sub&gt;O)</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>185191</td><td>ATTENTION : Toxique</td></tr><tr><td>Source d'alimentation en nanoampères</td><td>Fabriquée maison</td><td>-</td><td>Alimentée par six piles de 1,5 V (AAA)</td></tr><tr><td>Micro-positionneur tridimensionnel</td><td>Line Tool Co.</td><td>Modèle H</td><td></td></tr><tr><td>Amplificateur synchrone</td><td>Stanford Research Systems</td><td>SR530</td><td></td></tr><tr><td>Interface d'E/S numérique</td><td>National Instruments</td><td>PCI-6220</td><td></td></tr><tr><td>Bloc de connexion blindé avec connexions BNC</td><td>National Instruments</td><td>BNC-2110</td><td></td></tr><tr><td>Logiciel d'électrophysiologie Strathclyde</td><td>University of Strathclyde Institute of Pharmacy and Biomedical Sciences, UK</td><td>WinWCP V4.1.5</td><td>Téléchargement gratuit à partir de : &lt;a href=&quot;http://spider.science.strath.ac.uk/sipbs/software_ses.htm">http://spider.science.strath.ac.uk/sipbs/software_ses.htm&lt;/a&gt;</td></tr><tr><td>Chambre d'étalonnage</td><td>Fabriquée maison</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Étalonneur de courant constant</td><td>Vibrating Probe Company</td><td></td><td>Alimenté par une pile de 9 V (PP3)</td></tr></tbody></table>

mesure du courant bioélectrique avec une sonde vibrante

Measurement of Bioelectric Current with a Vibrating Probe

Les champs électriques, générés par le transport actif des ions, sont présents dans de nombreux systèmes biologiques et servent souvent d&#39;importantes fonctions dans les tissus et organes. Par exemple, ils jouent un rôle important dans la direction de la migration des cellules lors de la cicatrisation. Nous décrivons ici la fabrication et l&#39;utilisation de sondes ultra vibrant pour mesurer les courants électriques extracellulaire. La sonde est un isolant, fil de métal aiguisé avec une petite pointe de noir de platine (30-35 um), qui peut détecter des courants ioniques dans le pA / cm 2 dans du sérum physiologique large. La sonde est mise en vibration à environ 200 Hz par un piézoélectriques Bender. En présence d&#39;un courant ionique, la sonde détecte une différence de tension entre les extrêmes de son mouvement. Un lock-dans des filtres amplificateurs à bruit parasite en verrouillant à la fréquence de la sonde de vibration. Les données sont enregistrées sur ordinateur. La sonde est étalonnée en début et en fin d&#39;expériences dans une solution saline appropriée, en utilisant une chambre qui applique un courant de 1,5 pA exactement / cm 2. Nous décrivons comment faire des sondes, configurer le système et les calibrer. Nous démontrons également la technique de mesure la cornée, et de montrer quelques résultats représentatifs à partir de spécimens différents (cornée, peau, du cerveau).

La fabrication, l&#39;étalonnage et l&#39;utilisation de la non-invasive des sondes vibrant pour mesurer le courant bioélectrique dans divers systèmes biologiques est décrite.

Mesure du courant bioélectrique avec une sonde vibrante

Les champs électriques, générés par le transport actif d'ions, sont présents dans de nombreux systèmes biologiques et remplissent souvent des fonctions importantes dans les tissus et les organes.

Ce vidéo montre une procédure permettant de fabriquer et d'utiliser des sondes vibrantes destinées à mesurer les courants bioélectriques provenant d'échantillons biologiques. Les premières sondes sont fabriquées à partir de sondes en acier inoxydable vierges, dont les extrémités sont recouvertes d'or par électrolyse. Ensuite, les paramètres de la sonde en platine, tels que la fréquence et l'angle de phase, sont déterminés, puis la sonde est étalonnée.Des mesures peuvent ensuite être effectuées sur l'échantillon d'intérêt, permettant d'obtenir des données révélant la nature des courants bioélectriques générés par l'échantillon biologique et circulant autour de celui-ci. Le principal avantage de cette technique par rapport aux méthodes existantes réside dans son caractère non invasif, sa grande sensibilité et son rapport signal sur bruit élevé. Cette méthode permet de répondre à des questions essentielles dans le domaine médical, telles que la manière dont les champs électriques des plaies stimulent les cellules pour favoriser la cicatrisation.Pour commencer le processus de fabrication de sondes vibrantes destinées à mesurer les courants bioélectriques, des sondes vierges sont achetées auprès de World Precision Instruments. Commencez par couper la sonde à 25 à 30 millimètres derrière la pointe, puis utilisez un scalpel de taille 11 pour gratter environ cinq millimètres de l’isolation en paraline à l’extrémité coupée afin d’assurer une bonne connexion. Ensuite, à l’aide d’un époxy chargé d’argent conducteur, fixez la sonde dans un connecteur en or R 30.Conserver la sonde pendant la nuit à température ambiante pour permettre à l'époxyde de durcir le lendemain. Plaquer l'extrémité de la sonde avec de l'or, puis du platine. Pour ce faire, rincer d'abord l'extrémité de la sonde dans l'acétone et la relier à la sortie négative d'une source d'alimentation en nanoampères.Placez maintenant la sonde sous un microscope stéréoscopique et immergez-la dans une solution de placage or. Un fil de référence relié à la sortie positive et placé dans la solution complète le circuit. Appliquez un courant de cinq nanoampères pendant cinq minutes, puis augmentez le courant à 20 nanoampères jusqu’à ce que la pointe atteigne environ la moitié de la taille finale souhaitée.Maintenant, rincez l'extrémité de la sonde dans de l'eau distillée, puis placez-la dans la solution d'affinage. Appliquez un courant de 250 nanoampères pendant cinq minutes, puis augmentez le courant à 500 nanoampères jusqu'à ce que l'extrémité atteigne environ 80 % de la taille finale souhaitée. Augmentez ensuite le courant à un microampère et appliquez le courant par impulsions d'une seconde jusqu'à obtenir un diamètre final de l'extrémité compris entre 30 et 35 micromètres.Enfin, rincez la pointe ; les sondes d'eau distillée peuvent être stockées indéfiniment à température ambiante. Voyons maintenant le système de sonde une fois fabriqué : fixez la sonde à un courbeur piézoélectrique. Montez la sonde sur un micro-positionneur tridimensionnel.Les vibrations sont contrôlées par l'alimentation électrique de la sonde vibrante, qui permet également de régler la vibration, l'amplitude et la fréquence. L'alimentation de la sonde envoie un signal de référence à l'amplificateur synchrone, qui affiche également la fréquence de vibration et l'angle de phase. L'amplificateur est connecté à un ordinateur via une interface analogique-numérique.Les données sont enregistrées à l'aide des paramètres du programme en mode cellule entière du logiciel d'électrophysiologie Strat Clyde pour l'amplificateur à détection synchrone ; ces paramètres sont indiqués dans la partie écrite de ce protocole. Voyons maintenant comment configurer la nouvelle sonde. Les nouvelles sondes doivent être testées, et leur fréquence et angle de phase propres doivent être déterminés pour ce faire.Placer la nouvelle sonde ainsi que les fils de référence et de masse dans la chambre de calibration contenant la solution saline physiologique. Allumer l'alimentation et augmenter la fréquence jusqu'à ce que la vibration maximale soit observée. Il s'agit de la fréquence de résonance de la sonde.L'utilisation de la sonde à cette fréquence de résonance peut provoquer une instabilité et du bruit dans l'enregistrement. La sonde est donc désaccordée en soustrayant 10 hertz afin d'obtenir la fréquence de fonctionnement de la sonde. Ajustez l'amplitude des vibrations de manière à ce que la distance de vibration de la sonde soit égale au diamètre de la pointe.Ainsi, lorsque la sonde est mise en vibration, une image double de l'extrémité de la sonde est observée. Pour déterminer l'angle de phase, placer la sonde dans la solution saline contenue dans la chambre d'étalonnage et appliquer un courant de 1,5 microampères par centimètre carré. Ajuster à plusieurs reprises l'angle de phase sur l'amplificateur à détection synchrone jusqu'à ce qu'il n'y ait plus de réponse.L'ajout ou la soustraction de 90 degrés donne la réponse maximale, et cet angle correspond à l'angle de phase de fonctionnement de la sonde. Pendant une expérience, il est important que ces réglages de fréquence, de phase, d'angle et d'amplitude ne soient pas modifiés, car cela affecterait la réponse de la sonde. Pratiquement, un courant circulant du sud vers le nord produira une déviation vers le haut.Lorsque le courant circule du nord vers le sud, il devrait provoquer une déviation vers le bas. La réponse de la sonde à un courant normalisé de exactement 1,5 microampère par centimètre carré appliqué à la sonde dans une chambre d'étalonnage est utilisée pour calculer le courant dans l'échantillon avant la mesure de celui-ci, étalonner la sonde dans une solution appropriée, puis réétalonner la sonde à la fin de l'expérience dans la solution utilisée afin de compenser les variations d'osmolalité dues à l'évaporation. Lors de l'analyse des mesures effectuées durant la première moitié de l'expérience, celles-ci peuvent être calculées à l'aide des valeurs d'étalonnage initiales, tandis que les mesures de la seconde moitié sont calculées en utilisant l'étalonnage final.Lors de la mesure d'échantillons, on utilise une chambre conçue pour contenir et mobiliser l'échantillon. Par exemple, des boîtes de Pétri munies de boucles métalliques destinées à maintenir les yeux sont utilisées pour les mesures sur la cornée. Pour mesurer un échantillon, placez la boîte contenant du sérum physiologique sous le microscope stéréo et positionnez la zone d'intérêt de l'échantillon dans le champ de vision.Ensuite, placer la sonde dans la solution orientée parallèlement à la surface de l'échantillon et au point focal, de sorte qu'elle soit au même niveau que le point de l'échantillon à mesurer. Déplacer la sonde d'environ un centimètre par rapport à l'échantillon et activer les vibrations tout en enregistrant à l'aide du logiciel informatique afin d'établir une ligne de base stable. Puis, déplacer la sonde en position de mesure à environ 50 micromètres de la surface.Lorsque la nouvelle valeur maximale est stable, remettez la sonde en position de référence et le tracé reviendra à la ligne de base. Cette opération peut être répétée à intervalles réguliers afin d'obtenir des données en séquence temporelle, ou bien l'échantillon peut être légèrement déplacé pour effectuer des mesures à différentes positions. Les données de cartographie spatiale du courant TE montreront maintenant quelques résultats représentatifs.Ce profil actuel d'une plaie de la cornée montre des flux de courant maximaux au niveau du bord de la plaie. Les données en lapse de temps illustrent l'évolution temporelle du changement de courant au niveau de la plaie cutanée. Le point rouge indique le courant avant la blessure et après la blessure.Il existe un courant entrant transitoire qui s'inverse ensuite pour devenir un courant sortant. Des mesures effectuées sur le cerveau de rat montrent des courants sortants au niveau du bulbe olfactif et des courants entrants au niveau du ventricule latéral. On observe ici la cartographie spatiale du courant au niveau d'une plaie de la cornée suite à cette procédure. D'autres méthodes, telles que l'utilisation d'électrodes microscopiques sélectives, peuvent être employées pour répondre à des questions supplémentaires, comme par exemple quelles cellules souches sont responsables du transport du courant électrique après son développement.Cette technique a ouvert la voie aux chercheurs dans le domaine de la recherche médicale pour étudier la cicatrisation des plaies, le développement embryonnaire et les lésions de la moelle épinière.

measurement-of-bioelectric-current-with-a-vibrating-probe

Research

Recherche

JoVE Journal

Bioengineering

Bioingénierie

Champ électrique externe induit une tension sur la membrane d'une cellule, appelée tension de membrane induite (ΔΦ). En utilisant le colorant potentiométrique di-8-ANEPPS, il est possible de mesurer la ΔΦ non invasive. Cette vidéo montre le protocole de mesure de ΔΦ utilisant di-8-ANEPPS.

Mesurer la tension de membrane induite avec Di-8-ANEPPS

L'interface électrode-tissu d'électrodes d'enregistrement de neurones peut être caractérisée par spectroscopie d'impédance électrique (SIE) et la voltamétrie cyclique (CV). Application de la capacité d'enregistrement des changements de tension de polarisation des propriétés électrochimiques de l'interface électrode-tissu et peut améliorer. Tension de polarisation, EIS, CV, et des enregistrements de neurones sont complémentaires.

Tension de polarisation, voltampérométrie cyclique, et la spectroscopie d&#39;impédance électrique pour des interfaces neuronales

Ce protocole d'évaluations Cell-substrat électrique impédance de détection, un procédé pour enregistrer et analyser le spectre de cellules adhérentes d'impédance pour la quantification de la fixation cellulaire, la prolifération, la motilité et la réponse cellulaire aux stimuli pharmacologiques et toxiques. La détection de la perméabilité endothéliale et l'évaluation des contacts cellule-cellule et cellule-substrat sont mis en évidence.

Électrique Cell-substrat Impedance Sensing pour la quantification de la prolifération endothéliale, de la fonction barrière, et la motilité

Les transporteurs dans les membranes cellulaires permettent la ségrégation différentielle des ions à travers les membranes cellulaires ou les couches cellulaires et jouent un rôle crucial dans la physiologie, la réparation et la pathologie des tissus. Nous décrivons la microélectrode autoréférencée sélective aux ions qui permet de mesurer des flux d’ions spécifiques au niveau de cellules et de tissus uniques in vivo.

Mesure de extracellulaire Ion flux Utilisation de l&#39;Ion sélectif microélectrodes Technique d&#39;auto-référencement

cultures sont un bon Neuronal modèle pour l'étude des techniques nouvelles de stimulation du cerveau par leurs effets sur les neurones individuels ou une population de neurones. Présentés ici sont des méthodes différentes pour la stimulation des cultures de neurones à motifs par un champ électrique produit par des électrodes directement de bain ou induite par un champ magnétique variant dans le temps.

Externe Excitation Neurones Utilisation de champs électriques et magnétiques et des cultures dans One- à deux dimensions

Un protocole de mesure de conductivité électrique des biofilms microbiens vivant dans des conditions physiologiques pertinentes est présenté.

Caractérisation de Transport des électrons par l’intermédiaire de Biofilms de vie

Ici, nous démontrons comment mettre en place un volt-amperemètre bon marché avec la fréquence de sortie programmable qui peut être utilisé avec des électrodes de baguette disponibles dans le commerce pour les mesures de résistance électrique transépithéliale/endothéliale.

Une approche simple pour effectuer des mesures TEER à l'aide d'une Volt-Amperemètre auto-faite avec fréquence de sortie programmable

Deux technologies récentes - tatouage et textiles - ont démontré des résultats prometteurs dans la détection cutanée. Nous présentons ici les méthodes de fabrication et d’évaluation des électrodes de tatouage et textiles pour la détection électrophysiologique cutanée. Ces interfaces électroniques en polymères conducteurs surpassent les normes existantes en termes de confort et de sensibilité.

Électrodes portables conformables : de la fabrication à l’évaluation électrophysiologique

Cet article explique comment effectuer une myographie d’impédance électrique in vivo (à l’aide de réseaux d’électrodes de surface et à aiguilles) et ex vivo (à l’aide d’une cellule diélectrique) sur le muscle gastrocnémien du rongeur. Il démontrera la technique chez les souris et les rats et détaillera les modifications disponibles (c.-à-d. animaux obèses, petits).

Réalisation de myographie d’impédance électrique in vivo et ex vivo chez les rongeurs

Dans cette étude, nous démontrons comment évaluer la présence d’une surcharge de fluide grâce à l’analyse vectorielle d’impédance bioélectrique (BIVA) et le rapport d’impédance mesuré à l’aide d’un équipement multifréquence tétrapolaire chez les patients admis au service des urgences. BIVA et le rapport d’impédance sont des outils fiables et utiles pour prédire les mauvais résultats.

Évaluation de la surcharge de fluide par analyse vectorielle d’impédance bioélectrique

Ici, nous présentons un protocole pour fabriquer un dispositif microfluidique unique à deux couches pour étudier la régulation électromécanique de l’homéostasie du tissu épithélial. L’appareil applique des courants électriques physiologiques statiques perpendiculaires au plan tissulaire, ce qui a un impact sur l’adhésion, la prolifération et l’extrusion entre les cellules. L’imagerie de cellules vivantes et les mesures de contraintes mécaniques révèlent les mécanismes de ces processus.

Révéler le contrôle électromécanique de l’homéostasie tissulaire à l’aide d’un dispositif microfluidique à deux couches

Apprenez à fabriquer et utiliser des sondes vibrantes pour mesurer les courants bioélectriques de manière non invasive. Cette technique sensible permet d'étudier les champs électriques et la cicatrisation des plaies.

Mesure du courant bioélectrique avec une sonde vibrante

Explorer plus de vidéos