Name: Interférences ARNi par injection dans les ARNdb Drosophile Embryons (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2011-04-11T11:00:00.000+00:00
Duration: 8 min 30 s
Description: Découvrez l'interférence ARN par injection d'ARNdb dans des embryons de Drosophile pour identifier les gènes essentiels au développement des organes. Cette méthode rapide permet d'analyser les fonctions géniques in vivo.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Les auteurs tiennent à remercier équipages Stephen dysfusion ADNc, des anticorps Dys et w mouches 1118.

1. Collecte d'embryons <ol><li> Mettre en place des cages à 25 ° C en utilisant 2-4 jours âgé w 1118 plaques de jus flies.Grape sont changés tous les heures pendant la journée pour synchroniser le ramassage des œufs pendant 1-2 jours avant la collecte période </li><li> Recueillir des embryons pour 1h à 25 ° C </li><li> Couper une pièce rectangulaire d'agar jus de raisin, coupe légèrement au milieu avec une lame de rasoir, de laisser une ligne dans la gélose </li><li> Utiliser une sonde métallique de transférer les embryons de la plaque de jus de raisin à votre morceau de agar jus de raisin, les aligner dans une ligne droite avec axe long de l'embryon angle de 45 degrés à la ligne dans le milieu de l'agar. Obtenir une ligne droite d'environ 50 embryons. Assurez-vous que tous les points embryons dans la même direction, avec extrémité postérieure pointant loin de la ligne. </li><li> Couper une pièce rectangulaire de ruban adhésif double, et il place pour une lamelle 18x18mm. </li><li> Ramassez embryons avec du ruban adhésif double bâton sur la lamelle </li><li> Placer la lamelle sur une lame de verre, sèche l'embryon dans l'air pendant environ 10 min. </li><li> Couvrir l'embryon d'une fine couche d'huile de 700 sur les halocarbures, il est maintenant prête pour l'injection. </li></ol> 2. En tirant l'aiguille Faire des aiguilles de microinjection en tirant des tubes capillaires en verre. Nous utilisons un extracteur aiguille de l'instrument de précision du monde (Modèle PUL-1). Les spécifications d'aiguille extracteur programme sont: la chaleur: 1, délai 4. 3. Remplir les Aiguilles Retour à vide en utilisant les aiguilles Eppendorf p20 pipettes munies d'embouts Microloader Eppendorf, normalement la charge de 1,5 à 2 uL ARNdb 4. Cassez les Aiguilles <ol><li> Avant de rompre l'aiguille, placer une lamelle sur une lame. </li><li> Préparer une diapositive avec une goutte d'huile dans le milieu de la diapositive </li><li> Allumez le picopump Picospritzer III pour ajuster la pression de l'air </li><li> Casser l'aiguille remplie contre le bord d'une lamelle, la création d'une pointe acérée. </li><li> Lorsque la pointe est cassée, pas sur la pédale d'Picospritzer III picopump, certains ARNdb aura une fuite hors de la pointe de l'aiguille. </li><li> Sortez la lame avec la lamelle. </li><li> Insérer l'aiguille sous la goutte d'huile dans le milieu de la diapositive préparée avant. </li><li> Réglez le paramètre sur la picopump Picospritzer III pour obtenir 100-200PL ARNdb lorsque vous appuyez sur la pédale. ARNdb peut être vu comme une petite goutte. </li></ol> 5. Injection <ol><li> Apportez la pointe de l'aiguille à la partie postérieure de l'embryon de blastoderme d'abord dans le même plan focal et injecter l'embryon hors du centre de longueur environ 30-50% d'oeuf. </li><li> Après vous faites un pas sur la pédale de l'picopump Picospritzer III, une petite quantité d'ARNdb apparaîtra comme un petit point au site d'injection. </li></ol> 6. Analyse phénotypique <ol><li> Après l'injection, placer la lame dans une chambre humide couverte (une boîte de Pétri en plastique) à 18 ° C jusqu'à ce que les embryons se développent jusqu'au stade désiré embryonnaire. </li><li> Utilisez la sonde pour chasser les embryons de l'adhésif double face et de les pousser vers le bord de la lamelle. Laver les embryons de la lame dans un flacon collection avec filet de nylon à la base en utilisant l'heptane, laver 3 fois avec le PBT. Embryons Dechorionate l'eau de Javel à 50% pendant 5 min, et laver 3 fois avec le PBT. Transfert des embryons à partir du flacon de collecte à un morceau de filet de nylon, puis tremper le filet de nylon dans la solution de fixation (5 ml d'heptane, 4,5 ml de PBS, le formaldéhyde 0.5ml 37%) pour libérer les embryons. Fixer des embryons dans la solution de fixation pour 30min. Devitellinize embryons avec du méthanol, le transfert des embryons dans un tube Eppendorf et immunocoloration des embryons en utilisant des protocoles standard. </li><li> Les embryons peuvent également développer au stade larvaire approprié. </li><li> Préparer une diapositive avec une goutte d'huile sur les halocarbures 700 dans le milieu </li><li> Transférer une larve à la diapositive, mettez une lamelle sur le dessus </li><li> Observez les larves sous microscope en champ clair. </li></ol> 7. Les résultats représentatifs: Un exemple d'ARNdb renverser dysfusion (dys) gène dans l'embryon Drosophlia est montré dans Fig1. GFP-ARNdb embryons injectés sont le contrôle négatif. Dys est un facteur de transcription bHLH PAS exprimée dans les cellules de fusion trachéale. GFP-ARNdb embryons injectés montrent normale de fusion de la trachée et des protéines Dys est présent dans les cellules de fusion (figure 1A). D'autre part, la dys-ARNdb injecté embryons montrent la fusion branche échoué, et les protéines Dys ne sont pas présents dans les cellules de la fusion (figure 1B). Lorsque ARNdb injecté embryons se développent au stade larvaire, les larves dys-ARNdb injecté montré la fusion branche échoué (Fig.1D) par rapport à la GFP-contrôle négatif ARNdb injecté (figure 1C). Ces résultats ont montré efficaces renverser l'expression des gènes endogènes dys par ARNdb injection dans des embryons de drosophile <img src="/files/ftp_upload/2477/2477fig1.jpg" alt="Figure 1" data-altupdatedat="1787634011000" data-alt="Figure 1"> Figure 1. Suppression de la fonction dys par dys-RNAi révèle la fusion d trachéaleefects. Embryons de blastoderme (w 1118) ont été injectés soit avec GFP-ARNdb (contrôle négatif) ou dys-ARNdb et analysés pour les défauts trachéale. (A) Etape 16 embryons injectés avec GFP-ARNdb et colorées avec α-Dys et MAb 2A12 que les taches de la lumière trachéale. Bien en vue est le tronc latéral, qui a fusionné. Les flèches indiquent les cellules latérales du tronc de fusion Dys-positif. (B) Étape 16 embryons injectés avec dys-ARNdb et colorées avec α-Dys et MAb 2A12. L'embryon a montré une absence de fusion du tronc latéral (l'astérisque indique l'emplacement normal d'une fusion latérale du tronc chez les embryons de contrôle). Pas de cellules Dys-positives ont été observées, indiquant que la dys-ARN effectivement aboli en protéines Dys. (C à D) Deuxième stade larvaire soit avec GFP-ARNdb ou dys-ARNdb ont été examinés par microscopie à champ lumineux des défauts trachéale. (C) Sites de fusion sont indiqués par un astérisque dans la GFP ARNdb larves de contrôle injecté. (D) Le tronc latéral échoué à fusionner dans les larves dys-ARN injecté, (*) indique l'emplacement normal d'une fusion du tronc latéral.

<ol><li>St Johnston, D., Nusslein-Volhard, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+origin+of+pattern+and+polarity+in+the+Drosophila+embryo%5BTitle%5D)+AND+%22Cell%22%5BJournal%5D)">The origin of pattern and polarity in the Drosophila embryo.</a> Cell. 68, 201-219 (1992).</li>
<li>Venken, K. J., Bellen, H. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Emerging+technologies+for+gene+manipulation+in+Drosophila+melanogaster%5BTitle%5D)+AND+%22Nat.+Rev.+Genet%22%5BJournal%5D)">Emerging technologies for gene manipulation in Drosophila melanogaster.</a> Nat. Rev. Genet. 6, 167-178 (2005).</li>
<li>Fire, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Potent+and+specific+genetic+interference+by+double-stranded+RNA+in+Caenorhabditis+elegans%5BTitle%5D)+AND+%22Nature%22%5BJournal%5D)">Potent and specific genetic interference by double-stranded RNA in Caenorhabditis elegans.</a> Nature. 391, 806-811 (1998).</li>
<li>Kennerdell, J. R., Carthew, R. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Use+of+dsRNA-mediated+genetic+interference+to+demonstrate+that+frizzled+and+frizzled+2+act+in+the+wingless+pathway%5BTitle%5D)+AND+%22Cell%22%5BJournal%5D)">Use of dsRNA-mediated genetic interference to demonstrate that frizzled and frizzled 2 act in the wingless pathway.</a> Cell. 95, 1017-1026 (1998).</li>
<li>Misquitta, L., Paterson, B. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Targeted+disruption+of+gene+function+in+Drosophila+by+RNA+interference+%28RNA-i%29%3A+a+role+for+nautilus+in+embryonic+somatic+muscle+formation%5BTitle%5D)+AND+%22Proc.+Natl.+Acad.+Sci.+U.+S.+A%22%5BJournal%5D)">Targeted disruption of gene function in Drosophila by RNA interference (RNA-i): a role for nautilus in embryonic somatic muscle formation.</a> Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 96, 1451-1456 (1999).</li>
<li>Horowitz, A., Simons, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Branching+morphogenesis%5BTitle%5D)+AND+%22Circ.+Res%22%5BJournal%5D)">Branching morphogenesis.</a> Circ. Res. 103, 784-795 (2008).</li>
<li>Hogan, B. L., Kolodziej, P. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Organogenesis%3A+molecular+mechanisms+of+tubulogenesis%5BTitle%5D)+AND+%22Nat.+Rev.+Genet%22%5BJournal%5D)">Organogenesis: molecular mechanisms of tubulogenesis.</a> Nat. Rev. Genet. 3, 513-523 (2002).</li>
<li>Ghabrial, A., Luschnig, S., Metzstein, M. M., Krasnow, M. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Branching+morphogenesis+of+the+Drosophila+tracheal+system%5BTitle%5D)+AND+%22Annu.+Rev.+Cell+Dev.+Biol%22%5BJournal%5D)">Branching morphogenesis of the Drosophila tracheal system.</a> Annu. Rev. Cell Dev. Biol. 19, 623-647 (2003).</li>
<li>Jiang, L., Crews, S. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Dysfusion+transcriptional+control+of+Drosophila+tracheal+migration%2C+adhesion%2C+and+fusion%5BTitle%5D)+AND+%22Mol.+Cell.+Biol%22%5BJournal%5D)">Dysfusion transcriptional control of Drosophila tracheal migration, adhesion, and fusion.</a> Mol. Cell. Biol. 26, 6547-6556 (2006).</li>
<li>Jiang, L., Crews, S. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+Drosophila+dysfusion+basic+helix-loop-helix+%28bHLH%29-PAS+gene+controls+tracheal+fusion+and+levels+of+the+trachealess+bHLH-PAS+protein%5BTitle%5D)+AND+%22Mol.+Cell.+Biol%22%5BJournal%5D)">The Drosophila dysfusion basic helix-loop-helix (bHLH)-PAS gene controls tracheal fusion and levels of the trachealess bHLH-PAS protein.</a> Mol. Cell. Biol. 23, 5625-5637 (2003).</li>
</ol>

La présente méthode d&#39;injection permet ARNdb ici une analyse très sensible et rapide de la fonction des gènes chez la drosophile développement trachéale. Cette méthode peut potentiellement être appliquée pour analyser la fonction des gènes d&#39;autres tissus et le développement d&#39;organes.

<table><tbody><tr><td>Huile halocarbonée 700</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>H8898</td><td></td></tr><tr><td>Pompe picolitre Picospritzer III</td><td>Parker Hannifin Corporation</td><td>051-0500-900</td><td></td></tr><tr><td>Micro-pipettes</td><td>Fisher Scientific</td><td>21170M</td><td></td></tr><tr><td>Microchargeurs</td><td>Eppendorf</td><td>930001007</td><td></td></tr></tbody></table>

interférences arni par injection dans les arndb drosophile embryons

RNAi Interference by dsRNA Injection into Drosophila Embryos

Le dépistage génétique est l&#39;une des méthodes les plus puissants disponibles pour obtenir un aperçu dans le processus biologique complexe 1. Au fil des ans de nombreuses améliorations et d&#39;outils pour la manipulation génétique sont devenues disponibles chez la drosophile 2. Peu après la découverte initiale par Frie et Mello 3 qui ARN double brin peut être utilisé pour knockdown l&#39;activité des gènes individuels chez Caenorhabditis elegans, l&#39;interférence ARN (ARNi) a été montré pour fournir une puissante approche de génétique inverse afin d&#39;analyser les fonctions des gènes chez la drosophile organes de développement 4, 5. De nombreux organes, notamment du poumon, du rein, le foie et le système vasculaire, sont composés de réseaux ramifiés tubulaire transport de fluides vitaux ou de gaz 6, 7. L&#39;analyse de la drosophile la formation trachéale fournit un excellent modèle pour étudier la morphogenèse des autres organes tubulaires 8. Le Berkeley Drosophila Genome Project a révélé des centaines de gènes qui sont exprimés dans le système de la trachée. Pour étudier le mécanisme moléculaire et cellulaire de la formation du tube, le défi est de comprendre le rôle de ces gènes dans le développement de la trachée. Ici, nous avons décrit une méthode détaillée d&#39;ARNdb injection dans l&#39;embryon de drosophile à l&#39;expression des gènes knockdown individuels. Nous avons réussi à renverser l&#39;expression des gènes endogènes dysfusion (dys) par injection ARNdb. Dys est une protéine bHLH-PAS exprimée dans les cellules trachéales de fusion, et il est nécessaire pour la branche trachéale de fusion 9, 10. dys-RNAi complètement éliminé l&#39;expression dys et a abouti à la fusion anomalie trachéale. Cette méthode relativement simple fournit un outil pour identifier les gènes requried pour tissure et le développement des organes chez la drosophile.

ARN interférence a été prouvé très efficace pour analyser la fonction des gènes dans<em&gt; Drosophile</em&gt; Développement trachéale. Un protocole détaillé utilisé par Jiang laboratoire pour injecter des ARNdb dans des embryons voler à l&#39;expression des gènes knockdown est illustré. Cette technique a le potentiel pour le dépistage des gènes nécessaires au développement des tissus et des organes de<em&gt; Drosophile</em&gt;.

Interférences ARNi par injection dans les ARNdb Drosophile Embryons

Le criblage génétique est l'une des méthodes les plus puissantes disponibles pour acquérir des connaissances sur des processus biologiques complexes 1. Au fil des ans, de nombreuses améliorations...

L'objectif général de cette procédure est d'inhiber l'expression du gène endogène en injectant des embryons de drosophile avec de l'ARN double brin afin d'identifier les gènes nécessaires au développement des organes. Cela est réalisé en premier lieu en collectant et en alignant les embryons en ligne droite. Ensuite, des aiguilles sont préparées et utilisées pour injecter de l'ARN double brin dans les embryons.Enfin, les embryons sont placés dans une chambre humide pour se développer. En définitive, des résultats peuvent être obtenus afin de révéler des défauts de fusion des branches trachéennes de drosophile par marquage immunohistochimique d'embryons en stade tardif, ou par observation de larves au microscope en champ clair. Le principal avantage de cette technique par rapport aux méthodes existantes, telles que le crible génétique direct pour identifier les gènes nécessaires au développement d'organes, est qu'il s'agit d'une approche génétique inverse relativement simple et rapide permettant d'analyser les fonctions des gènes avant qu'un mutant pour ce gène ne soit disponible.Cette méthode peut aider à répondre à des questions clés dans le domaine de la biologie du développement, comme l'identification des gènes essentiels requis pour le développement du système trachéal de D. Ce modèle est excellent pour étudier la morphogenèse d'organes de mammifères tels que les voies respiratoires, le système circulatoire, les canaux rénaux et l'épithélium exploratoire. En général, les personnes novices dans cette méthode éprouvent des difficultés, car il faut du temps pour maîtriser des techniques telles que l'alignement des embryons, la rupture des aiguilles et l'injection d'ARN monocaténaires dans les embryons.La démonstration visuelle de cette méthode est essentielle, car la quantité d'ARN double brin injectée varie selon les embryons, et il peut être difficile de décrire par écrit l'aspect des embryons syncytiaux au stade blastoderme. Ces étapes sont difficiles à maîtriser, car l'injection de quantités appropriées d'ARN double brin dans des embryons syncytiaux au stade blastoderme constitue une étape cruciale pour inhiber efficacement l'expression des gènes endogènes.Pour commencer, installer des cages à 25 degrés Celsius en utilisant des mouches W 1 1 1 8 âgées de deux à quatre jours, et changer les plaques de jus de raisin toutes les heures pendant la journée afin de synchroniser la collecte des œufs sur une période d'un à deux jours. Avant la collecte, récupérer des embryons syncity ou blaster derm pendant une heure à 25 degrés Celsius, puis découper légèrement une ligne au milieu d'un morceau rectangulaire d'agar au jus de raisin à l'aide d'une lame de rasoir.Utilisez une sonde métallique pour transférer les embryons depuis la plaque de jus de raisin vers le morceau de jus de raisin.Agar. Alignez environ 50 embryons en ligne droite, leurs axes les plus longs formant un angle de 45 degrés par rapport à la ligne située au milieu de l'agar. Veillez à ce que tous les embryons soient orientés dans la même direction, leurs extrémités postérieures pointant vers l'extérieur de la ligne.Coupez un morceau rectangulaire de ruban adhésif double face et fixez-le sur une lame de couverture de 18 sur 18 millimètres. Ramassez les embryons à l’aide du ruban adhésif placé sur la lame de couverture. Placez la lame de couverture sur une lame en verre.Appuyez légèrement les embryons contre le ruban adhésif double face et laissez-les sécher à l'air pendant environ 10 minutes. Recouvrez les embryons d'une fine couche d'huile de carbone 700 halo. Attendez environ 10 minutes jusqu'à ce que les embryons apparaissent clairs au microscope.Les aiguilles sont préparées pour la microinjection en tirant des tubes capillaires en verre. Nous utilisons un tireur d'aiguilles de World Precision Instruments avec les paramètres de programme suivants : chaleur un, délai quatre, arrière.Chargez l'aiguille avec deux microlitres d'ARN double brin à l'aide d'une pipette Einor P 20 munie de pointes microchargeurs einor. Préparez une lame avec un coverslip propre posé dessus et fixez-les ensemble avec du ruban adhésif. Placez l'aiguille remplie contre le bord du coverslip afin de former une pointe bien définie.De l'ARN double brin s'échappe de l'extrémité de l'aiguille. Lorsque la pédale du pied du pompeur pico est enfoncée, préparez une lame avec une goutte d'huile au centre. Insérez l'aiguille dans la goutte d'huile.Régler le dispositif de la pompe pico pour expulser de 100 à 200 picolitres d'ARN double brin lorsque la pédale est enfoncée. L'ARN double brin peut être observé sous la forme d'une petite goutte positionnée.La pointe de l'aiguille située à la partie postérieure du premier embryon appuie sur la pédale du pied du pico-pompe. L'ARN double brin apparaîtra comme un petit volume au site d'injection.Terminer l'injection d'ARN double brin dans les embryons sur la lame. Éliminer tous les embryons non mutés pour le gène blaster derm. Placer la lame couvre-objet dans une chambre humide fermée, comme une boîte de Pétri en plastique, à 18 degrés Celsius jusqu'à ce que les embryons atteignent le stade embryonnaire ou larvaire souhaité.Pour les embryons ayant atteint le stade embryonnaire souhaité, utilisez une sonde pour les détacher du ruban adhésif double face et les pousser vers le bord de la lame. Rincez les embryons avec de l'heptane dans un flacon de collecte muni d'une maille en nylon au fond. Lavez les embryons trois fois avec du PB en les trempant 5 minutes dans une solution de 50 % d'eau de Javel, puis rincez-les à nouveau trois fois avec du PBT.Transférez les embryons du flacon de collecte vers un morceau de maille en nylon à l’aide d’une pipette, puis plongez le morceau de maille en nylon dans la solution de fixation. Fixez les embryons pendant 30 minutes. Éliminez la couche inférieure de la solution de fixation.Ensuite, fixez les embryons avec du méthanol, transférez-les dans un tube Eppendorf et effectuez une immunomarquage avec deux anticorps, A 12 et diffusion, en utilisant des protocoles standards de marquage par anticorps pour les embryons ayant atteint le stade larvaire souhaité. Préparez une lame en déposant une goutte d'huile de halocarbone 700 au centre, et placez deux petites lamelles de chaque côté de la goutte d'huile. Transférez une larve sur la lame, puis appliquez une lamelle par-dessus la goutte d'huile.Observer les larves au microscope en champ clair. Des résultats représentatifs de l'injection d'ARN double brin par diffusion et d'ARN double brin GFP sont présentés ici.Les embryons injectés avec de l'ARN double brin GFP montrent une fusion trachéenne normale et la protéine de diffusion est présente dans les cellules de fusion. Les flèches indiquent les cellules de fusion positives pour la diffusion du tronc latéral et l'astérisque indique l'emplacement de la fusion normale.Cependant, les embryons injectés avec un ARN double brin montrent une fusion déficiente des branches, et les protéines de diffusion ne sont pas présentes dans les cellules de fusion. Le triangle indique le site de fusion déficiente des branches lorsque les embryons injectés avec un ARN double brin atteignent le stade larvaire. Les larves G-F-P-R-N AI présentent une fusion normale des branches trachéennes, indiquée par un astérisque.D'autre part, les larves RN AI de diffusion ont présenté un échec de la fusion des branches, indiqué par des triangles. Ces résultats montrent l'effet de l'extinction de l'expression du gène endogène de diffusion par injection d'ARN double brin dans des embryons de drosophile. Lors de la réalisation de cette procédure, il est important de se rappeler d'éliminer tous les embryons enseal blaster après leur développement.Cette technique a ouvert la voie aux chercheurs dans le domaine de la biologie du développement pour explorer la fonction de gènes nouveaux dans le développement d'organes chez la drosophile. Après avoir visionné cette vidéo, vous devriez avoir une bonne compréhension de la manière d'inactiver des gènes endogènes en injectant de l'ARN double brin dans des embryons de drosophile.

rnai-interference-by-dsrna-injection-into-drosophila-embryos

Research

Recherche

JoVE Journal

Biology

Biologie

Nous décrivons une méthode pour identifier des régulateurs sensibilisés postembryonnaires de l'expression des protéines et la localisation...

Dépistage ARNi pour identifier les phénotypes postembryonnaires dans C. elegans</em

Le but de cette publication est de visualiser et de discuter des étapes opérationnelles d'un protocole Northern Blot améliorée sur l'ARN extrait de Drosophila melanogaster embryons, des cellules et des tissus. Ce protocole est particulièrement utile pour la détection efficace de petites espèces d'ARN.

Amélioration de la détection du Nord Blot des petits ARN espèces en Drosophila melanogaster

l'interférence ARN (ARNi) techniques de gènes knockdown-based sont au cœur de la recherche Tribolium. Ici, nous donnons un aperçu de notre technique ARNi larvaire dans Tribolium castaneum. Larvaire ARNi est une technique simple, mais puissant qui permet d'accéder rapidement à des phénotypes perte de fonction, ce qui permet aux chercheurs d'étudier les fonctions des gènes dans divers contextes.

Larvaire interférence de l'ARN dans le rouge de la farine Beetle, Tribolium castaneum

interférence ARN (ARNi) est un outil extrêmement précieux pour découvrir la fonction des gènes. Cependant, la capacité de cibler des gènes à l’aide de l’ARNi au cours des stades préadultes est limitée chez le principal vecteur du paludisme humain, Anopheles gambiae. Nous décrivons un protocole ARNi pour réduire la fonction des gènes par injection directe pendant le développement de la nymphe.

ARNi Trigger Livraison en<em&gt; Anopheles gambiae</em&gt; pupes

Ici, nous présentons des protocoles d'élevage un coléoptère intermédiaire germe, Dermestes maculatus (D. maculatus) dans le laboratoire. Nous partageons également des protocoles pour l'embryon et des parents ARNi et méthodes pour l'analyse des phénotypes embryonnaires pour étudier la fonction des gènes de cette espèce.

L'élevage et d'ARN double brin médiée Gene Knockdown dans le Hide Beetle, Dermestes maculatus

Cet article explique les nouvelles techniques mises au point pour l’administration orale de l’ARN double brin (dsRNA) à travers les tissus vasculaires des plantes pour l’interférence ARN (ARNi) en sève nourrir les insectes.

Méthodes de prestation orale ARN double-brin d’induire l’interférence d’ARN dans le phloème et insectes hémiptères plante-sap-alimentation

L’interférence de l’ARN est une technique puissante et largement applicable pour manipuler l’expression des gènes à des stades de développement spécifiques. Ici, nous décrivons les étapes nécessaires pour mettre en œuvre cette technique dans le coléoptère de plongée aquatique Thermonectus marmoratus, de l’acquisition de séquences génétiques à l’effondrement des gènes qui affectent la structure ou le comportement.

Interférence de l’ARN dans les coléoptères aquatiques comme un outil puissant pour manipuler l’expression des gènes à des points de temps de développement spécifiques

L’administration orale d’ARNd produit par des bactéries, une méthode d’administration de l’interférence ARN (ARNi) couramment utilisée chez Caenorhabditis elegans, a été appliquée avec succès ici aux moustiques adultes. Notre méthode permet des études robustes de génétique inverse et des études de vecteurs bloquant la transmission sans l’utilisation de l’injection.

Administration efficace d’interférence ARN orale (ARNi) aux moustiques anophèles gambiens adultes

La manipulation de l’interférence ARN (ARNi) présente un défi formidable chez de nombreuses espèces de parasitoïdes de petite taille, telles que les guêpes Trichogramma . Cette étude a permis de définir une méthode ARNi efficace chez Trichogramma denrolimi. La présente méthodologie fournit un modèle robuste pour étudier la régulation des gènes chez les guêpes Trichogramma .

Interférence de l’ARN chez le parasitoïde de l’œuf, Trichogramma dendrolimi Matsumura

Cet article prend l’exemple de la transgenèse médiée par l’intégrase phiC31 chez la drosophile et présente un protocole optimisé pour la micro-injection embryonnaire, une étape cruciale pour la création de mouches transgéniques.

Microinjection embryonnaire pour la transgenèse chez la drosophile

Découvrez l'interférence ARN par injection d'ARNdb dans des embryons de Drosophile pour identifier les gènes essentiels au développement des organes. Cette méthode rapide permet d'analyser les fonctions géniques in vivo.

Interférences ARNi par injection dans les ARNdb Drosophile Embryons

Explorer plus de vidéos