Name: Utilisation Mont entier In situ Lien vers biologie moléculaire et Organismal (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2011-03-31T11:00:00.000+00:00
Duration: 12 min 50 s
Description: Découvrez l'hybridation in situ sur mont entier pour visualiser l'expression génique chez les embryons de zebrafish. Cette méthode intègre biologie moléculaire et organismale pour l'enseignement.

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Les auteurs tiennent à remercier le Département de biologie de l&#39;Université de Syracuse et le Dr Marilyn Kerr pour leur rôle dans l&#39;administration du cours de biologie des vertébrés comparative. Le laboratoire Albertson est financée par la subvention R21DE019223 de la National Institutes of Health / Institut national de recherche dentaire et craniofaciale, ainsi que la subvention R01AG031922 de la National Institutes of Health / National Institute on Aging.

1. Transformation du plasmide cible d'ADNc Partie I: Transformation du plasmide (Temps requis: 3 heures plus une nuit d'incubation) <ol><li> Chaud SOC bouillon nutritif dans un bain de 42 ° C de l'eau (500 pi par réaction) </li><li> Décongeler les cellules compétentes sur la glace </li><li> Ajouter 1 ul de plasmide à 25 uL des cellules compétentes </li><li> Placez-les sur de la glace pendant 20 minutes </li><li> Cellules de choc thermique dans 42 salle de bain ° C de l'eau pendant 45 secondes </li><li> Placez immédiatement les cellules sur de la glace pendant 2 minutes </li><li> Ajouter 500 ul de 42 ° C bouillon nutritif à chaque flacon de cellules </li><li> Agiter à 37 ° C pendant 2 heures à 255 rotations par minute (rpm) </li><li> Plaque 75 ul mélange de transformation sur le milieu Luria Bertani (LB) des plaques d'agar </li><li> Incuber inversé à 37 ° C pendant la nuit </li></ol> Partie II: E. Culture coli (Temps requis: 15 minutes, plus une nuit d'incubation) <ol><li> Pour chaque réaction,aliquote de 3 ml de bouillon LB et 3 ul de 50 mg / ml d'ampicilline dans un tube de culture </li><li> Grattez 1 colonie de bactéries de la plaque d'agar et ajouter à chaque tube de culture </li><li> Agiter les tubes de culture à 37 ° C à 255 tours par minute pendant la nuit </li></ol> Partie III: Préparation du plasmide (Temps requis: 1,5 heures) <ol><li> Isoler plasmide de cultures d'une nuit en utilisant le 5 Kit Premier Mini FastPlasmid (catalogue # 2300000) </li><li> Pour vérifier la présence de plasmide préparé, exécutez l'ADN élué de la trousse à raison de 1% de Tris-Acétate-EDTA (TAE) Gel coloré au bromure d'éthidium </li></ol> 2. In Situ DIG-ARN marqué la sonde de synthèse Partie I: La linéarisation du plasmide (Temps requis: 2,5 heures) <ol><li> Dans un tube de 1,5 ml, mélanger: <table border="1"><tbody><tr><td> Préparé plasmide </td><td> 20 ml </td></tr><tr><td> * Restriction Enzyme </td> 2 ml </tr><tr><td> Tampon ** </td><td> 10 ml </td></tr><tr><td> 10X albumine bovine sérique (BSA) </td><td> 10 ml </td></tr><tr><td> Pyrocarbonate de diéthyle (DEPC) Eau </td><td> 58 ml </td></tr><tr><td></td><td> 100 ml </td></tr></tbody></table></li><li> Incuber à 37 ° C pendant 2 heures * Varie avec le plasmide ** Varie avec l'enzyme de restriction </li></ol> Partie II: transcription (Temps requis: 3 heures) <ol><li> Dans un tube de 1,5 ml, mélanger: <table border="1"><tbody><tr><td> Le plasmide linéaire </td><td> 4 ml </td></tr><tr><td> Tampon de transcription 10X ** </td><td> 4 ml </td></tr><tr><td> Label Mix digoxigénine </td><td> 4 ml </td></tr><tr><td> * Polymérase </td><td> 2 ml </td></tr><tr><td> RNase Inhibitor </td><td> 2 ml </td></tr><tr><td> L'eau DEPC </td><td> 24 ml </td></tr><tr><td></td><td> 40 ml </td></tr></tbody></table></li><li> Incuber à 37 ° C pendant 1 heure </li><li> Ajouter 2 ul de polymerase * </li><li> Incuber à 37 ° C pendant 1 heure </li><li> Ajouter 2 ul de DNase </li><li> Incuber à 37 ° C pendant 20 minutes * Varie avec le plasmide ** Varie en fonction de la polymérase </li></ol> Partie III: Précipitations (Temps requis: 5 minutes plus 2 heure à une nuit d'incubation, 1 heure à centrifuger et remettre en suspension) <ol><li> Ajouter 4 ul de 0,2 M EDTA </li><li> Ajouter 5 ul de chlorure de lithium 4M </li><li> Ajouter 150 ul d'éthanol à 100% de la glace froide </li><li> Incuber à 80 ° C pendant 2 heures ou toute la nuit </li><li> Centrifuger à 14000 rpm pendant 30 minutes à 4 ° C, décanter le surnageant loin </li><li> Séchez à granulés pendant 7 minutes </li><li> Remettre en suspension dans 20 ul d'eau DEPC </li><li> Incuber à37 ° C pendant 5 minutes </li></ol> Partie IV: Fractionnement - Effectuer seulement si la taille de la sonde est supérieure à 0,6 kb (Temps nécessaire: Varie en fonction de la taille de la sonde, généralement pas plus de 20 minutes) <ol><li> Dans un tube de 1,5 ml, mélanger: <table border="1"><tbody><tr><td> Sonde ARN </td><td> 20 ml </td></tr><tr><td> L'eau DEPC </td><td> 12 ml </td></tr><tr><td> Bicarbonate de sodium </td><td> 4 ml </td></tr><tr><td> Carbonate de sodium </td><td> 4 ml </td></tr><tr><td></td><td> 40 ml </td></tr></tbody></table></li><li> Incuber dans un bain d'eau à 60 ° C. Baser le temps d'incubation sur l'équation: Temps (min.) = (à partir ko - souhaité ko) / (0,11 x à partir ko x souhaité ko) Moyenne taille désirée = 0,6 kb </li></ol> Partie V: Précipitations final (Temps requis: 5 minnutes plus 2 heure à une nuit d'incubation, 1 heure à centrifuger et remettre en suspension, 1 heure pour électrophorèse sur gel) <ol><li> Ajouter 40 ul d'eau DEPC </li><li> Ajouter 8 ul d'acétate de sodium </li><li> Ajouter 1,04 ul d'acide acétique glacial </li><li> Ajouter 240 ul de glace froide éthanol à 100% </li><li> Incuber à 80 ° C pendant 2 heures ou toute la nuit </li><li> Centrifuger à 14000 rpm pendant 30 minutes à 4 ° C, décanter le surnageant loin </li><li> Séchez à granulés pendant 7 minutes </li><li> Remettre en suspension dans 20 ul d'eau DEPC </li><li> Vortex pour mélanger </li><li> Pour vérifier la présence de ribosonde, exécutez la solution re-suspendu sur un gel coloré TAE 1% au bromure d'éthidium </li></ol> 3. Mont toute hybridation in situ Partie I: Fixation des embryons et la protéinase K Digestion (Temps requis: Correction heures de nuit majoré de 4 le lendemain pour le stockage, 2,5 heures de stockage à la partie II) <ol><li> Recueillir mise en scène embryons de poisson zèbre et le fixer à 4% parformaldéhyde (PFA) pendant une nuit à 4 ° C </li><li> Laver embryons fixes en tampon phosphate salin contenant 0,1% de Tween-20 (PBST) 3 fois pendant 10 minutes chacun </li><li> Pour assurer que l'exposition des embryons à des réactifs de laboratoire, les embryons manuellement dechorionate (si nécessaire) en utilisant une pince à pointe fine </li><li> Déshydrater embryons par lavage dans une série graduée de 25% et 50% de methanol dans du PBST pendant une heure chaque lavage, puis stocker dans le méthanol à 100% à -20 ° C </li><li> Lorsque vous êtes prêt à utiliser, réhydrater les embryons dans du PBST par un lavage à 50% (2 fois) et 25% (1 fois) méthanol dans du PBST pendant 10 minutes chacun. Enfin laver 2 fois pendant 10 minutes chacun dans du PBST 100%. Le calendrier exact n'est pas important pour PBST / méthanol lavages </li><li> Embryons de blanchiment dans une solution de peroxyde d'hydrogène à 10% dans du PBST, si nécessaire, pour éliminer les pigments noirs. Les embryons doivent incuber dans une solution de peroxyde d'hydrogène pendant 10-20 minutes, en fonction de l'âge de l'embryon, et le bouchon du tube de centrifugeuse doit rester ouvert afin d'éviter l'accumulation d'airpression </li><li> Recueil des embryons de 50 mg / ml protéinase K diluée à 1:5000 dans du PBST pendant 3-15 minutes, en fonction de l'âge de l'embryon </li><li> Re-fix embryons en PFA à 4% pendant 30 minutes, puis laver 3 fois dans du PBST pendant 5 minutes de chaque </li></ol> Partie II: L'hybridation des ribosondes (Temps requis: 3 heures et nuit à l'hybridation, 1,5 heure le lendemain à la partie III) <ol start="9"><li> Prehybridize embryons avec une solution de pré-hybridation (PHS) dans un four préchauffé à 70 ° C eaux bain pendant 2-3 heures </li><li> Retirer PHS, ajouter 0,5 ml de solution d'hybridation et 1,5 uL précédemment synthétisés digoxigénine ribosondes étiquetés, incuber à 70 ° C pendant la nuit. La température peut varier de quelques degrés en fonction de la cible ribosonde </li><li> Le lendemain, lavez embryons à 70 ° C dans des solutions graduées de 75%, 50% et 25% PHS en 2X solution saline de citrate de sodium (SSC) pendant 10 minutes chacun, puis laver à 0,2 X SSC pendant 30 minutes à 68 ° C </li><li wash dans le tampon acide mal fois pour minutes chacune la temp ambiante></ol> Partie III: Anti-digoxigénine (DIG-α) d'incubation d'anticorps (Temps requis: 3 heures et nuit à bloquer, 2,5 heures le lendemain de la partie IV) <ol start="13"><li> Transfert d'embryons à une plaque à 12 puits </li><li> Pré-bloc embryons dans une solution de blocage 1-2 ml pendant au moins 3 heures à température ambiante </li><li> Simultanément, avant de bloquer la préparation d'anticorps par un deuxième volume de solution de blocage et de dilution de l'anticorps anti-digoxigénine 1:2000 dans cette solution </li><li> Retirer pré-bloc et ajouter 1-2 ml pré-bloqué α-DIG solution, incuber une nuit à 4 ° C </li><li> Le lendemain, lavez les embryons in MAB. Laissez les embryons en incubation dans du MAB pour 5 premières minutes, puis effectuez les modifications de tampon et incuber pendant deux 10 minutes, une de 30 minutes et un intervalle de 60 minutes. Le calendrier exact n'est pas nécessaire </li><li> Laver 3 fois les embryons pendant 5 minutes chaque in phosphatase alcaline (AP) tampon </li></ol> Partie IV: La coloration et le traitement final (Temps requis: 1 heure à une nuit pour la coloration, selon la ribosonde utilisé, 4 heures à début de lavages glycérol, 6-10 heures par cycle de lavage, le glycérol peut être stockée dans de la glycérine) <ol start="19"><li> Ajouter 1-2 ml de solution de coloration des embryons, enveloppez-le dans du papier plaque, et vérifier la coloration à intervalles réguliers (environ toutes les 20 minutes) jusqu'à ce que la coloration est suffisante </li><li> Laver embryons avec du PBST 2 fois pendant 5 minutes chacun pour arrêter la réaction de coloration </li><li> Déshydrater embryons en utilisant 10 lavages minute 25% (1 heure) et 50% (2 fois) méthanol dans du PBST, puis dans le méthanol à 100%, pour enlever les taches de fond </li><li> Laissez embryons à incuber dans du méthanol à 100% pendant au moins 2 heures à la température ambiante </li><li> Réhydrater en utilisant PBST 10 lavages minute 50% (2 fois) et 25% (1 fois) méthanol dans du PBST, puis lavez à 100% PBST 2 fois </li><li> Transfert électronique teintémbryos à une solution de glycérol à 80% dans du PBST, en utilisant une série graduée de lavages, et conserver à 4 ° C. </li></ol> Recettes: <ul><li> Plaques de gélose LB-10 gélose LB + 250 g ml d'eau distillée, autoclave, lorsqu'elles sont froides au toucher ajouter 250 ul d'ampicilline, versez 15-20 ml de solution chaude dans chaque boîte de Pétri, gélose permettent de solidifier </li><li> Bouillon LB-12.5 bouillon LB + 200 g ml d'eau distillée, autoclave, laisser refroidir avant de l'utiliser </li><li> 1% TAE gel d'agarose 0,4 g, 40 ml TAE 1X, 2 ul de bromure d'éthidium; charge 7 pl plasmide (plasmide de transformation de la cible d'ADNc) ou 3 et 4 ribosonde ul ul d'eau DEPC (En synthèse DIG marqué in situ d'ARN Probe) + 1 colorant de charge pL, 5 pl échelle d'ADN </li><li> Préhybridation solution-50% de formamide, 5X SSC, 9.2mm acide citrique, 1% de Tween-20 </li><li> Hybridation solution de pré-hybridation solution plus 500 pg / ml d'ARNt et 50 pg / ml d'héparine </li><li> MAB-100 mM d'acide maléique, 150 mM NaCl, NaOH 0,2 M, 0,1% de Tween-20, le pH à 70.5 </li><li> Blocking Solution-3 pièces MAB, 1 pièce 10% de réactif Boehringer blocage dans MAB, 1 partie de la chaleur désactivé agneau sérum </li><li> Tampon AP-60 mM Tris-HCl pH 9,5, 60 mM NaCl, 30 mM MgCl 2, 0,1% de Tween-20 </li><li> Coloration Solution-5-Bromo-4-chloro-3-indolyle (BCIP) et Nitro bleu de tétrazolium (NBT) en tampon AP </li></ul> 4. Les résultats représentatifs Quand elle est réalisée correctement, la réaction entre le NBT, CBPI, et la phosphatase alcaline se former un précipité violet qui doit figurer sur l'embryon de poisson zèbre comme une tache pourpre. Ribosondes doit être préalablement synthétisé à partir de l'ADNc correspondant au gène d'intérêt. Par conséquent, on peut conclure toute tache représente visualiser les zones du poisson zèbre dans lequel le gène d'intérêt a été transcrit à ce stade de développement particulier. Pour les besoins de ce cours, ribosondes ont été synthétisés à partir de aldh1a2 (anciennement raldh2; Begemannet al, 2001;. Figure 1); fgf8a (Reifers et al, 1998;. Figure 2); Deltac (Oates et al, 2005);. MyoD1 (Weinberg et al, 1996);. SHHA (Krauss et al,. 1993), pax2a (Brand et al, 1996;. Figure 3) et myl7 (anciennement cmlc2;. Yelon et al, 1999) ADNc. La coloration a été prévu sur la ligne médiane et dans les structures anatomiques, y compris les somites, bourgeon caudal, myotome, le cerveau et le cœur. Ace/fgf8a mutants étaient censés avoir des défauts dans la plupart de ces structures. La coloration a été facilement visualisées avec un microscope standard dissection. Autres sources contiennent plus d'informations sur le dépannage et SOUHAITEZ des techniques similaires à celles décrites ici (Clark, 2003; D'Costa et al, 2009;. Schmoldt et al, 2009;. Schoenwolf, 2009). <img src="/files/ftp_upload/2533/2533fig1.jpg" alt="Figure 1" data-altupdatedat="1788238805000" data-alt="Figure 1"> Figure 1. A emb poisson zèbreryo 24 heures après la fécondation, ce qui a été hybridée avec ribosondes spécifiques pour aldh1a2. Le marquage spécifique peut être vu dans les yeux, rhombencéphale, pectorale nageoire bourgeon primordia, et somites. Est antérieure à la partie supérieure, postérieure est au fond. <img src="/files/ftp_upload/2533/2533fig2.jpg" alt="Figure 2" data-altupdatedat="1788238805000" data-alt="Figure 2"> Figure 2. Un embryon de poisson zèbre à l'étape 13 somites de développement qui a été hybridé avec une sonde spécifique pour fgf8a. La coloration spécifique est vu dans le télencéphale, diencéphale dorsal, le mésencéphale-rhombencéphale limite, somites, et bourgeon caudal. Ventrale est à gauche, dorsale est à droite. <img src="/files/ftp_upload/2533/2533fig3.jpg" alt="Figure 3" data-altupdatedat="1788238805000" data-alt="Figure 3"> La figure 3. A 22 heures après la fertilisation embryon de poisson zèbre qui a été hybridé avec une sonde ribonucléique spécifique pour pax2a, un marqueur solide utile pour la visualisation du système nerveux. Le marquage spécifique peut être seen dans la fissure choroïde, le mésencéphale-rhombencéphale limite, vésicule otique, et les neurones de la moelle épinière. Vue dorsale d'avant à gauche.

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</ol>

WISH a été utilisé dans un cours de laboratoire biologie comparative des vertébrés afin d&#39;aider les élèves à comprendre le rôle de la génétique dans le développement anatomique grâce à la visualisation des profils d&#39;expression génique connus. Pour la première partie du cours, les élèves ont exécuté des dissections sur les organismes représentant plusieurs taxons différents chordés, ce qui leur permet amplement de temps pour étudier, comprendre, comparer, et l&#39;anatomie des vertébrés contraste. En guise d&#39;introduction à la deuxième partie du cours, les étudiants ont donné une conférence formelle décrivant développement du poisson zèbre et l&#39;anatomie. Les méthodes et les résultats attendus de l&#39;expérience WISH ont également été discutées. Les élèves ont ensuite eu le poisson-zèbre en direct à somitogenèse et prim-6 stades de développement, et à 2 et 5 jours après la fécondation (dpf) d&#39;examiner à la loupe binoculaire. Il s&#39;agissait de donner aux étudiants une meilleure compréhension de ce embryons de poisson zèbre ressemble et les types de changements morphologiques qui se produisent over l&#39;ontogenèse. Lors de la séance de laboratoire suivant, les élèves ont reçu embryons de poisson zèbre dans lequel WISH avaient déjà été effectuées. On leur a demandé d&#39;étudier et de décrire les profils d&#39;expression génique pour chaque gène d&#39;intérêt (ribosonde utilisé). Embryons utilisés pour WISH ont été obtenues à partir de croisements entre les membres d&#39;une lignée hétérozygote ace/fgf8a. Sur la base de l&#39;hérédité mendélienne, 25% des embryons issus des croisements ace/fgf8a devaient être des mutants homozygotes et à présenter des défauts dans la plupart des structures anatomiques ont porté sur ce cours. Selon les rapports publiés et les observations non publiées dans le laboratoire Albertson, des défauts dans le cerveau et le coeur en boucle incorrecte étaient attendus, ainsi que les défauts dans les somites (Brand et al, 1996;. Albertson et Yelick, 2005; observations personnelles). Les étudiants ont été invités à examiner tous les échantillons, de type sauvage (animaux hétérozygotes sont indiscernables des frères et sœurs de type sauvageaux premiers stades de développement) et des mutants homozygotes pour chaque profil d&#39;expression génique présenté. Ils ont ensuite été invités à rédiger des rapports de laboratoire décrivent leurs résultats, et en fonction de leur connaissance de l&#39;anatomie et de la génétique, comment l&#39;expression des gènes défectueux peuvent avoir précipité malformations anatomiques. Les élèves semblaient recevoir cet exercice de laboratoire avec enthousiasme et curiosité. La plupart n&#39;avaient jamais utilisé SOUHAITEZ avant et ont été très intéressés par cette partie du cours. Les élèves ont trouvé les différents modes d&#39;expression des gènes dans les embryons de poisson zèbre intrigants, certaines tendances décrites même la coloration visualisé en les associant avec de grands dessins et symboles, comme un visage souriant. Les rapports de laboratoire ont montré résultant des étudiants avaient une compréhension générale du protocole WISH et l&#39;expression de gènes spécifiques dans des structures anatomiques. Les étudiants ont également besoin de comprendre les fonctions spécifiques des gènes étudiés en utilisant le souhaitez durant le laboratoire (Stickney et al, 2000;. Huelsken et al, 2002;. Geetha-Loganathan et al, 2008a;. Geetha-Loganathan et al, 2008b).. Il est évident cependant que certains élèves avaient des connaissances de base limitée des voies de signalisation et de gènes d&#39;intérêt. Plus d&#39;informations sur ces concepts dans le SOUHAITEZ cours d&#39;introduction peut être une addition bienvenue à l&#39;utilisation de WISH dans les futurs cours de biologie comparée des vertébrés. Depuis le protocole prend généralement quatre jours consécutifs, selon le calendrier du cours, les étudiants ne peuvent être en mesure d&#39;effectuer une partie de l&#39;expérience en classe et l&#39;instructeur doit être responsable pour le reste. Dans notre classe de biologie comparée des vertébrés, les élèves de la réaction de coloration en laboratoire, tandis que l&#39;Assistant d&#39;enseignement effectué toutes les étapes précédentes. Si il est préférable de demander aux élèves de réaliser SOUHAITEZ en classe, le protocole peut être divisé en sous-unités qui peuvent être effectuées sur l&#39;artlusieurs séances de laboratoire, selon le calendrier de la classe. Si ce n&#39;est pas possible pour les étudiants d&#39;effectuer l&#39;ensemble du protocole, comme il était ici en raison de la réunion de laboratoire seulement une fois par semaine, les élèves peuvent ajouter la solution de coloration au début de la classe et, en fonction de la ribosonde utilisé, le marquage complet moins d&#39;une heure. Le temps qu&#39;il faut pour que la tache de mettre au point varie considérablement d&#39;un ribosonde et une variété de conditions expérimentales, et doit être déterminée avant la classe. Notamment, si les élèves ne sera développer la tache dans le laboratoire, les instructeurs sera responsable de toutes les étapes précédentes, ce qui nécessitera beaucoup de temps et d&#39;efforts à l&#39;extérieur de la classe. Si vous le souhaitez, une alternative plus courte à WISH pourrait être immunohistochimie, en utilisant des étiquettes d&#39;anticorps de visualiser la localisation des protéines, mais à cette époque, le poisson zèbre anticorps spécifiques pour les gènes du développement ne sont pas facilement disponibles. Une autre option serait d&#39;effectuer WISH sur les espèces de vertébrés différentes d&#39;une demander aux élèves de comparer les profils d&#39;expression des mêmes gènes dans des organismes différents (Pizard et al, 2004;. Aramaki et al, 2007;. Organismes modèles émergents, 2008; organismes modèles émergents, 2010). L&#39;objectif primordial de l&#39;aide SOUHAITEZ dans un cours de biologie des vertébrés comparatif était de montrer aux élèves comment techniques de biologie moléculaire sont utilisées pour étudier le développement anatomique. Il a également donné l&#39;occasion aux élèves de réfléchir sur la manière dont l&#39;expression du gène altéré peut conduire non seulement à des malformations du développement, mais aussi à des changements évolutifs. Formalisé comme la biologie du développement évolutionnaire (souvent dénommé «évo-dévo»), ce domaine en plein essor de l&#39;étude vise à relier le génotype et le phénotype par le développement, et d&#39;élucider les bases mécanistiques potentiels du changement évolutif. Avec la montée de ce domaine, plus écologistes, des biologistes et des physiologistes organismiques, ont recours à des techniques moléculaires dans leurs recherches. Noussoutiennent que l&#39;utilisation de WISH dans un cours de biologie des vertébrés comparative aidera à garder le programme à jour avec les avancées technologiques et conceptuels de la recherche et de faciliter un meilleur alignement horizontal du haut cours de biologie de niveau en combinant sous-champs biologiques. En outre, cette approche intégrative offrira aux étudiants la possibilité d&#39;apprendre un assortiment de techniques de recherche biologiques dans un cours, conduisant à une formation plus diversifiée et la promotion de l&#39;avenir de la recherche scientifique interdisciplinaire.

<!DOCTYPE html PUBLIC "-//W3C//DTD XHTML 1.0 Transitional//EN" "http://www.w3.org/TR/xhtml1/DTD/xhtml1-transitional.dtd"><html xmlns="http://www.w3.org/1999/xhtml" xml:lang="en" lang="en"><div><table border="1"><thead><tr><th> Nom du produit </th><th> Type </th><th> Entreprise </th><th> Numéro de catalogue </th><th> Commenter </th></tr></thead><tbody><tr><td> 5 Prime Kit Mini rapide plasmide (100 preps) </td><td></td><td> Pêcheur </td><td> 2300000 </td><td></td><tr><td> One Shot TOP10 chimiquement compétentes E. coli avec SOC moyen </td><td></td><td> Invitrogen </td><td> C404003 </td><td></td><tr><td> Agar LB </td><td></td><td> Pêcheur </td><td> BP1425-500 </td><td></td><tr><td> Bouillon LB </td><td></td><td> Pêcheur </td><td> BP1426-500 </td><td></td><tr><td> Sel de sodium de l&#39;ampicilline </td><td></td><td> Pêcheur </td><td> BP1760-5 </td><td></td><tr><td> Isopropanol </td><td></td><td> Acros </td&gt; <td> 42383-0010 </td><td></td><tr><td> Boîte de Pétri 100 x 20 mm non traitée </td><td></td><td> Produits de laboratoire ventes </td><td> 430591 </td><td></td><tr><td> 14 Tube Culture ml, Haut snap </td><td></td><td> Pêcheur </td><td> 1495911B </td><td></td><tr><td> Enzymes de restriction et Buffers &amp; 10xBSA </td><td></td><td> New England Bio Labs </td><td> varie </td><td></td><tr><td> Pyrocarbonate de diéthyle (DEPC) 25 ml </td><td></td><td> Sigma </td><td> D5758-25 ml </td><td></td><tr><td> Sodium acétate trihydraté USP / FCC 500g </td><td></td><td> Pêcheur </td><td> s608500 </td><td></td><tr><td> Gal 200 proof alcool éthylique </td><td></td><td> Pêcheur </td><td> 04-355-451 </td><td></td><tr><td> Tris-Acétate-EDTA (TAE) 50x Sol 1L </td><td></td><td> Pêcheur </td><td> bp13321 </td><td></td><tr><td> Agarose Low TEE 100 g </td><td></td><td> Pêcheur </td><td> BP160-100 </td><td></td><tr><td> D&#39;éthidiumBromure de 10 ml </td><td></td><td> Sigma </td><td> 45-E1510 </td><td></td><tr><td> Gel Saccharose Saccharose Chargement Dye 40% </td><td></td><td> Pêcheur </td><td> BP655-1 </td><td></td><tr><td> 1 kb d&#39;ADN complet Ladder Échelle </td><td></td><td> Pêcheur </td><td> BP2582200 </td><td></td><tr><td> DIG RNA Labeling Mix </td><td></td><td> Roche </td><td> 11277073910 </td><td></td><tr><td> T3 RNA Polymerase </td><td></td><td> Roche </td><td> 1031163 </td><td></td><tr><td> T7 RNA Polymerase </td><td></td><td> Roche </td><td> 10881767001 </td><td></td><tr><td> SP6 ARN polymérase </td><td></td><td> Roche </td><td> 810274 </td><td></td><tr><td> Protecteur inhibiteur de RNase </td><td></td><td> Roche </td><td> 3335399001 </td><td></td><tr><td> DNase I, RNAse 10.000 unités </td><td></td><td> Roche </td><td> 4716728001 </td><td></td><tr><td> Réactif EDTA biologie moléculaire </td><td></td><td> Sigma </td><td> e5134-500G </td><td></td><tr><td> 100 g de chlorure de lithium </td><td></td><td> Pêcheur </td><td> L121100 </td><td></td><tr><td> Carbonate de sodium 1 kg </td><td></td><td> Pêcheur </td><td> BP357-1 </td><td></td><tr><td> Bicarbonate de sodium, 500 g </td><td></td><td> Pêcheur </td><td> BP328-500 </td><td></td><tr><td> Acide acétique glacial ACS 500 ml </td><td></td><td> Pêcheur </td><td> a38500 </td><td></td><tr><td> Paraformaldéhyde R 500 g </td><td></td><td> Pêcheur </td><td> o4042500 </td><td></td><tr><td> PBS Phosphate Buffer Saline 10X </td><td></td><td> Pêcheur </td><td> bp3991 </td><td></td><tr><td> Entre 20 500 ml </td><td></td><td> Pêcheur </td><td> bp337500 </td><td></td><tr><td> Méthanol 5 L </td><td></td><td> Pêcheur </td><td> A4124 </td><td></td><tr><td> Protéinase K à 50 mg </td><td></td><td> Pêcheur </td><td> bp170050 </td><td></td><tr><td> Formamide 1 L </td><td></td><td> Pêcheur </td><td> F841 </td><td></td><tr><td> 20x SSC 1 L </td><td></td><td> Pêcheur </td><td> bp13251 </td><td></td><tr><td> Acide citrique anhydre ACS 500 g </td><td></td><td> Pêcheur </td><td> a940500 </td><td></td><tr><td> L&#39;acide ribonucléique de transfert de type V </td><td></td><td> Sigma </td><td> r7876-2.5KU </td><td></td><tr><td> L&#39;héparine sel de sodium 50 mg </td><td></td><td> Pêcheur </td><td> bp252450 </td><td></td><tr><td> L&#39;acide maléique R 500 g </td><td></td><td> Pêcheur </td><td> o3417500 </td><td></td><tr><td> Chlorure de sodium 500 g </td><td></td><td> Pêcheur </td><td> s271500 </td><td></td><tr><td> Hydroxyde de sodium 500 g </td><td></td><td> Pêcheur </td><td> s318500 </td><td></td><tr><td> Blocage réactif </td><td></td><td> Roche </td><td> 11096176001 </td><td></td><tr><td> Agneau Sérum 500 ml </td><td></td><td> Invitrogen </td><td> 16070096 </td><td></td><tr><td> Anti DIG AP fragments </td><td></td><td> Roche </td><td> 11093274910 </td><td></td><tr><td> 2M solution Tris 500 ml </td><td></td><td> Pêcheur </td><td> bp1759500 </td><td></td><tr><td> 500 g Chlorure de magnésium </td><td></td><td> Pêcheur </td><td> m33500 </td><td></td><tr><td> BCIP 3 ml </td><td></td><td> Roche </td><td> 11383221001 </td><td></td><tr><td> NBT 3 ml </td><td></td><td> Roche </td><td> 11383213001 </td><td></td><tr><td> Glycérol 99% 2,5 L </td><td></td><td> Pêcheur </td><td> AC158920025 </td><td></td><tr><td> Plaque 12 puits PS ST w / couvercle </td><td></td><td> VWR </td><td> 62406-165 </td><td></td><tr><td> Tube 15 ml bouchon à vis 50/rack 500/cs </td><td></td><td> Produits de laboratoire ventes </td><td> L262861 </td><td></td><tr><td> Tube 50 ml bouchon à vis 25/rack 500/cs </td><td></td><td> Produits de laboratoire ventes </td><td> L262890 </td><td></td><tr><td> 1,6 ml microtube </td><td></td><td> LABORATOIRE Ventes Produits </td><td> L234401 </td><td></td><tr><td> 2 Parafilm 2 &quot;x 250 pi </td><td></td><td> Pêcheur </td><td> s37441 </td><td></td><tr><td> Transfert Pipet 7 ml </td><td></td><td> USA Scientific </td><td> 1020-2520 </td><td></td><tr><td> Astuce de 0,1 à 10 ul Pipet, en vrac </td><td></td><td> USA Scientific </td><td> 1111-3000 </td><td></td><tr><td> 1-200 pointe de la pipette ul, en vrac </td><td></td><td> USA Scientific </td><td> 1111-0006 </td><td></td><tr><td> 101-1000 pointe de la pipette ul, en vrac </td><td></td><td> USA Scientific </td><td> 1111-2021 </td><td></td><tr><td> Papier d&#39;aluminium </td><td></td><td> Épicerie </td><td></td><td></td></tbody></table></div><div><ul><li> Autoclave </li><li> Micro-centrifugeuse </li><li> 37 ° C incubateur (avec agitateur) </li><li> 4 ° C micro-centrifugeuse </li><li> Bain d&#39;eau </li><li> Vortex </li><li> Appareil d&#39;électrophorèse sur gel </li><li> -20 ° Ccongélateur </li><li> Congélateur à -80 ° C </li><li> Rocker / agitateur </li><li> 4 ° C réfrigérateur </li><li> Microscope à dissection (de préférence avec un écran d&#39;apprentissage ou un appareil photo) </li></ul></div>

utilisation mont entier<em&gt; in situ</emhybridation&gt; lien vers biologie moléculaire et organismal

Using Whole Mount in situ Hybridization to Link Molecular and Organismal Biology

Mount toute hybridation in situ (WISH) est une technique courante dans les laboratoires de biologie moléculaire utilisées pour étudier l&#39;expression des gènes par la localisation des transcrits d&#39;ARNm spécifiques dans spécimen de montage ensemble. Cette technique (adapté de Albertson et Yelick, 2005) a été utilisé dans une salle de classe de premier cycle supérieure comparée des vertébrés de laboratoire de biologie à l&#39;Université de Syracuse. Les deux premiers tiers du parcours laboratoire biologie comparative des vertébrés a donné aux étudiants l&#39;occasion d&#39;étudier l&#39;embryologie et anatomie de plusieurs organismes représentant divers taxons chordés principalement par des dissections traditionnels et l&#39;utilisation de modèles. La dernière partie du cours impliquait une approche novatrice de l&#39;enseignement anatomie grâce à l&#39;observation du développement des vertébrés en utilisant des techniques moléculaires dans lesquels WISH a été effectuée sur des embryons de poisson zèbre. Un facteur de croissance de 8 fibroblastes hétérozygote une ligne (fgf8a) mutant, as, a été utilisé. En raison de Mendelia<html> héritage n, as croisements produit de type sauvage, hétérozygote, et les mutants homozygotes ace/fgf8a dans un rapport 1:2:1. Sondes d&#39;ARN avec des profils d&#39;expression connus de la ligne médiane et dans le développement de structures anatomiques tels que le cœur, les somites, bourgeon caudal, myotome et le cerveau ont été utilisés. WISH a été réalisée en utilisant le poisson zèbre au somite 13 et prim-6 étapes, avec des étudiants effectuant la réaction de coloration en classe. L&#39;étude des embryons de poisson zèbre à des stades différents de développement a donné aux étudiants la possibilité d&#39;observer la façon dont ces structures anatomiques changé au cours ontogenèse. En outre, certains mutants ace/fgf8a affiché en boucle cardiaque irrégulier et les défauts de somite et le développement du cerveau. Les étudiants de ce laboratoire ont observé le développement normal des divers organes et systèmes utilisant à la fois l&#39;anatomie externe ainsi que l&#39;expression des gènes. Ils ont également identifié et décrit les embryons présentant développement anatomique et une mauvaise expression des gènes (c.-à-mutants putatifs). ontenu &quot;&gt; Pour les instructeurs dans les établissements qui ne possèdent déjà le matériel nécessaire ou lorsque des fonds pour le laboratoire et l&#39;innovation curriculaires sont limitées, le coût financier des réactifs et l&#39;appareillage peut être un facteur à considérer, comme le temps et les efforts nécessaires à la partie de l&#39;instructeur, indépendamment du réglage. Néanmoins, nous soutenons que l&#39;utilisation de WISH dans ce type d&#39;environnement de laboratoire de classe peut fournir un lien important entre la génétique du développement et de l&#39;anatomie. Comme la technologie progresse et la capacité à étudier le développement organismique au niveau moléculaire devient plus facile, moins cher et de plus en plus populaire, de nombreux biologistes évolutionnistes, les écologistes, physiologistes et se tournent vers des stratégies de recherche dans le domaine de la biologie moléculaire. Utilisation SOUHAITEZ dans une classe laboratoire de biologie comparative des vertébrés est un exemple de comment les molécules et l&#39;anatomie peuvent converger dans un seul cours. Cela donne supérieures des étudiants de niveau collégial la possibilité de pratiquer modernes res biologiquesearch techniques, conduisant à une formation plus diversifiée et la promotion de l&#39;avenir de la recherche scientifique interdisciplinaire.

Mount ensemble<em&gt; In situ</emHybridation&gt; (WISH) a été utilisé dans un cours de premier cycle supérieure comparée des vertébrés Biologie, en plus de vertébrés dissections. Cela a donné aux étudiants la possibilité d&#39;étudier l&#39;expression des gènes ainsi que l&#39;anatomie macroscopique, qui relie l&#39;étude de la biologie moléculaire et organismique au sein d&#39;un cours.

Utilisation Mont entier<em&gt; In situ</emHybridation&gt; Lien vers biologie moléculaire et Organismal

L'hybridation in situ sur montage entier (WISH) est une technique courante dans les laboratoires de biologie moléculaire, utilisée pour étudier l'expression génique grâce à la localisation de...

L'objectif général de cette procédure est d'observer les profils d'expression génique chez des embryons de poisson zèbre au cours de stades spécifiques du développement. Cela est réalisé en hybridant d'abord une sonde ribonucléique antisens marquée à l'oxygène diatomique à l'ARNm cible. La deuxième étape consiste à détecter la sonde ribonucléique.En utilisant un anticorps dirigé contre la doxycycline, l'anticorps est conjugué à une enzyme phosphatase alcaline. La troisième étape de la procédure consiste à colorer par l'ajout de NBT et de BCIP, qui réagissent avec l'enzyme phosphatase alcaline pour produire un précipité violet insoluble. La dernière étape de la procédure est d'incuber les embryons suffisamment colorés dans du méthanol afin de réduire la coloration non spécifique.En fin de compte, des résultats montrant les profils d'expression génique dans des embryons entiers de poisson zèbre à des stades spécifiques du développement peuvent être obtenus à l'aide de l'hybridation in situ sur embryo entier. Le principal avantage de cette technique par rapport aux méthodes existantes, telles que les démonstrations traditionnelles en classe d'histologie ou de dissections, est qu'elle offre aux étudiants la possibilité d'établir des liens conceptuels entre la biologie moléculaire et les tendances du développement et de l'évolution des organismes, offrant ainsi une expérience véritablement intégrative. Bien que ces méthodes aient traditionnellement été utilisées pour étudier le développement de quelques organismes modèles, elles peuvent facilement être appliquées à d'autres organismes non modèles afin de comprendre la conservation des voies de développement au sein des taxons vertébrés, ainsi que les points où ces voies divergent, conduisant à des innovations évolutives.Cette méthode peut être peu familière aux étudiants du premier cycle, de sorte que certains peuvent éprouver des difficultés au départ, mais l'apprentissage de cette méthode leur sera très utile dans le cadre de leurs expériences de recherche en licence et des cours des cycles supérieurs. Pour commencer cette procédure, utilisez une pipette de transfert pour transférer environ 50 embryons de poisson zèbre dans un tube microfuge. Éliminez le liquide excédentaire, puis ajoutez 1,5 millilitre de paraformaldéhyde à 4 % dans le tube à l’aide d’une pipette.Placer le tube contenant les embryons sur un agitateur à température ambiante pendant toute la nuit. Le lendemain matin, retirer le fixateur et le jeter. Ajouter 1,5 millilitre de solution saline tamponnée au phosphate contenant 0,1 % de Tween 20 aux embryons pour les laver.Utilisez des pinces à pointe fine pour recouvrir manuellement les embryons si nécessaire, puis utilisez une pipette de transfert pour placer les embryons recouverts dans un tube microfusé propre. Ensuite, pipetez 1,5 millilitre de 25 % méthanol et de PBST dans le tube. Après une incubation d'une heure, aspirez autant de solution que possible sans perturber les embryons.Ensuite, remplacez par 1,5 millilitre de méthanol à 50 % dans du PBST et incubez pendant au moins une heure. Enfin, remplacez par 1,5 millilitre de méthanol à 100 % et placez à moins 20 degrés Celsius. Les embryons peuvent être conservés dans du méthanol à moins 20 degrés Celsius.Lorsqu'il est prêt à l'emploi, pipeter le méthanol du tube et jeter la pipette. Ajouter 50 % de méthanol dans du PBST dans le tube et incuber pendant 10 minutes. Répéter cette étape, effectuer un deuxième lavage, puis aspirer la solution et répéter l'incubation avec 25 % de méthanol dans du PBST.Enfin, effectuez deux lavages de 10 minutes chacun dans du PBST à 100 %. Préparez une solution de peroxyde d'hydrogène à 10 % dans du PBST. Plongez les embryons de poisson zèbre dans cette solution à température ambiante, avec le bouchon du tube microfuge ouvert, pendant 10 à 20 minutes, selon l'âge de l'embryon. Pour éliminer toute pigmentation foncée, utilisez une pipette de transfert pour retirer et jeter la solution de peroxyde d'hydrogène.Rincez les embryons plusieurs fois dans 1,5 millilitre de PBST pour arrêter la réaction. Diluez une solution mère de protéinase K à 50 milligrammes par millilitre au 1/5 000 dans du PBST. Généralement, un microlitre de protéinase K dans 4,999 millilitres de PBST.Retirer le PBST des embryons. À l’aide d’une pipette de transfert, éliminer le liquide et ajouter 1,5 millilitre de solution de protéinase K dans le tube. Plonger les embryons dans la solution de protéinase K à température ambiante pendant trois à quinze minutes, selon l’âge des embryons.Lavez plusieurs fois avec du PBST pour arrêter la réaction. Ensuite, éliminez le PBST et immergez les embryons dans du formaldéhyde à 4 % pendant 30 minutes à température ambiante pour une nouvelle fixation. Retirez le paraformaldéhyde à l’aide d’une pipette de transfert et jetez-le. Ajoutez 1,5 millilitre de PBST aux embryons et lavez pendant cinq minutes.Aspirez soigneusement le PBST du flacon et jetez-le. Répétez le lavage avec deux autres volumes de PBST. Ensuite, passez à l'hybridation de la sonde rip, préchauffez le bain d'eau à 70 degrés Celsius et préparez la solution de pré-hybridation.Ensuite, utilisez une pipette de transfert pour éliminer et jeter le PBST. Plongez les embryons dans 0,5 millilitre de solution de pré-hybridation et incubez-les dans un bain d'eau à 70 degrés Celsius pendant deux à trois heures, en prenant soin de ne pas perturber les embryons.Prélève la solution de pré-hybridation du tube micro et jette-la. Ajoute délicatement 0,5 millilitre de solution d'hybridation dans le tube. Puis ajoute rapidement la doxycycline précédemment synthétisée dans le ribo étiqueté.Des concentrations de sondes ribosomiques d'environ un microgramme par millilitre sont utilisées dans le tube. Incuber à 70 degrés Celsius toute la nuit. Le jour suivant, préparer des solutions de 75 %, 50 % et 25 % de PHS dans du citrate de sodium salin deux fois concentré, ainsi que des solutions deux fois SSC et 0,2 fois SSC.Réchauffez d'autres solutions dans le bain d'eau à 70 degrés Celsius. Lorsque les solutions ont atteint 70 degrés Celsius, retirez-les du bain d'eau. Aspirez ensuite la solution d'hybridation du tube et jetez-la.Ajouter 0,5 millilitres de chaque solution P-H-S-S-S-C chaude, puis incuber les embryons dans chaque solution pendant 10 minutes à 70 degrés Celsius. Enfin, incuber les embryons dans la solution SSC à 0,2 fois à 68 degrés Celsius pendant 30 minutes. Aspirer la solution SSC à 0,2 fois du tube et la jeter.Incuber les embryons dans 1,5 millilitre de tampon d'acide malique à pH 7,5 pendant 10 minutes à température ambiante. Répéter cette étape, puis effectuer un deuxième lavage. Préparer la solution de blocage conformément au protocole écrit.Transférez les embryons dans du MAB dans chaque puits d'une plaque de 12 puits. Éliminez l'excès de MAB et ajoutez à la pipette un à deux millilitres de solution de blocage dans chaque puits.Incuber la plaque à température ambiante avec agitation pendant au moins trois heures. Diluer l'antigène dans l'anticorps un à 1/2000 dans la solution de blocage restante. Incuber à température ambiante pendant au moins trois heures avec un léger brassage.En prenant soin de ne pas déranger les embryons, pipeter la solution de blocage à partir des puits de la plaque et la jeter. Ajouter délicatement, à l'aide d'une pipette, l'anticorps anti-doxycycline préparé précédemment dans la solution d'anticorps et de blocage dans les puits, puis incuber à quatre degrés Celsius toute la nuit.Le lendemain, laver les embryons dans cinq changements de 1,5 millilitre de tampon d'acide malique. Laisser les embryons incuber dans le tampon d'acide malique pendant cinq minutes. Effectuer d'abord des changements de tampon, puis incuber deux fois pendant 10 minutes.Un intervalle de 30 minutes et un intervalle de 60 minutes. Aspirez le dernier lavage de tampon acétique des puits et jetez la pipette. Ajoutez de 1,5 à deux millilitres de tampon phosphatase alcaline dans les puits et incubez pendant cinq minutes.Répétez ce processus deux fois. Éliminez le tampon de phosphatase alcaline et ajoutez de 1,5 à deux millilitres de solution de coloration dans les puits. Enveloppez l’ensemble de la plaque dans du papier d’aluminium pour la protéger de la lumière et agitez doucement tous les 20 minutes.Arrêtez l'agitation et observez les embryons au microscope stéréoscopique pour vérifier si une coloration suffisante a été obtenue. Une fois la coloration suffisante visible, aspirez la solution de coloration des puits et jetez-la. Remplacez-la par du PBST pour arrêter la réaction de coloration.Répétez le processus de lavage avec un autre volume de PBST, aspirez le PBST des puits et jetez-le pour déshydrater les embryons. Ajoutez 1,5 à deux millilitres de 25 % de méthanol dans le PBST dans les puits et incubez pendant 10 minutes. Répétez le processus deux fois avec du PBST contenant 50 % de méthanol, en effectuant chaque lavage pendant 10 minutes supplémentaires. Transférez ensuite les embryons dans du méthanol à 100 % et incubez pendant au moins deux heures afin de réduire la coloration non spécifique.Après l'incubation, prélevez le méthanol des puits à l'aide d'une pipette et jetez-le pour réhydrater les embryons. Effectuez deux lavages avec du PBST contenant 50 % de méthanol, puis deux lavages avec du PBST contenant 25 % de méthanol, de 10 minutes chacun. Ensuite, effectuez deux lavages avec du PBST à 100 %, de 10 minutes chacun.Enfin, transférez les embryons colorés dans une solution de glycérol à 80 % dans du PBST à l’aide d’une série progressive de lavages et conservez-les à quatre degrés Celsius jusqu’à l’observation, lorsque la procédure est correctement réalisée. L’expression du gène d’intérêt est indiquée par l’apparition d’une coloration violette sur l’embryon de poisson zèbre. Cette image montre un embryon de poisson zèbre 24 heures après la personnalisation, qui a été hybridé avec des sondes RIBA spécifiques pour AAL DH one A deux. Une coloration spécifique est visible dans les yeux, le cerveau postérieur, l’appendice pectoral, l’embryon de nageoire, le rein et les somites.Cette image montre un embryon de poisson zèbre au stade de 13 paires de somites, hybridé avec une sonde spécifique de FGF eight A. Dans ce cas, une coloration spécifique est observée dans la ligne médiane, le dien cérébral dorsal, le diencéphale, la limite entre le mésencéphale et le métencéphale, les somites et le bourgeon caudal. Cette image montre un embryon de poisson zèbre à 22 heures post-fécondation, hybridé avec la sonde spécifique de PAX two A. Un marqueur robuste utile pour visualiser le système nerveux.Une coloration spécifique peut être observée au niveau de la fente choroidienne, de la limite entre le mésencéphale et le métencéphale, de la vésicule otique et des neurones de la moelle épinière une fois la technique maîtrisée. Cette technique peut être modifiée pour être réalisée sur plusieurs séances de laboratoire selon l'organisation du cours. Un investissement de temps et d'efforts en dehors des heures de classe peut être nécessaire pour l'enseignant.Après avoir visionné cette vidéo, nous espérons que vous êtes désormais plus à l'aise avec l'idée d'introduire l'hybridation in situ et le système deux-hybride en milieu de laboratoire destiné aux étudiants de premier cycle. À mesure que les étudiants développent ces compétences, la connaissance de cette technique peut faciliter leur passage à des expériences de recherche de niveau avancé ou de troisième cycle.

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Biology

Biologie

Cette vidéo montre deux couleurs monter toute l'hybridation in situ, une méthode par laquelle le profil d'expression spatiale et temporelle des deux gènes différents peuvent être visualisées dans des embryons de poulet jeunes. Cette méthode a été initialement présenté par David Wilkinson, Domingos Henrique, Phil et David Ingham Ish-Horowicz.

Double Mont entier hybridation in situ d&#39;embryons de poulet début

Monter toute l'hybridation in situ est l'une des techniques les plus utilisées en biologie du développement. Ici, nous présentons une haute résolution double fluorescentes dans le protocole de l'hybridation in situ pour analyser le profil d'expression précise d'un seul gène et de déterminer le chevauchement des domaines d'expression de deux gènes. Nous incluons une iodure de propidium nucléaires contre-coloration pour mettre en évidence l'organisation tissulaire.

Zebrafish entier Mont haute résolution double fluorescent In Situ Hybridation

Une combinaison de différentes techniques pour optimiser la collecte des données à partir de tissus de la souris est présentée.

Combinant colorant lipophile, In situ</emHybridation>, immunohistochimie et l&#39;histologie

Whole mont In Situ</emHybridation> de E8.5 à E11.5 embryons de souris

Nous décrivons ici un ensemble de montage...

Toute Mont ARN fluorescent<em&gt; In situ</emHybridation&gt; d&#39;<em&gt; Drosophila</em&gt; Embryons

En combinant les méthodes de montage ARN...

ARN<em&gt; In situ</emHybridation&gt; en embryons entiers de montage et histologie Adapté pour les élasmobranches marins

Le poisson zèbre, un petit poisson tropical, est devenu un modèle populaire pour étudier la fonction des gènes au cours du développement des vertébrés et de la maladie. L'expression spatiale et temporelle des gènes cibles peut être déterminée...

Haute Résolution Mont entier<em&gt; In Situ</em&gt; Hybridation dans les embryons de poisson zèbre pour étudier l&#39;expression des gènes et la fonction

Nous décrivons un montage entier hybridation in situ (MC-WISH) procédure chromogène multi-cible dans embryons de drosophile intactes permettant la détection simultanée et spécifique de trois modes de distribution de l'ARNm différents en comparant précipités de couleur.

Multi-cible chromogénique totalité montage<em&gt; In Situ</em&gt; Hybridation pour la comparaison des gènes domaines d&#39;expression dans<em&gt; Drosophila</em&gt; Embryons

Cet article vidéo détaille un simple dans la méthode in vivo qui peut être utilisé pour caractériser systématiquement et efficacement les composants de voies de signalisation complexes et les réseaux de régulation dans de nombreux embryons d' invertébrés.

La puissance de la simplicité: Sea Urchin Embryons comme<em&gt; In Vivo</em&gt; Modèles de développement pour l&#39;étude de la cellule cellule-à-Complex de signalisation réseau Interactions

Ce protocole permet la visualisation de l’expression génique dans embryonnaires agassizii Astyanax . Cette approche a été développée avec l’objectif de maximiser le signal d’expression de gène, tout en minimisant la coloration de fond non spécifique.

Wholemount, hybridation In Situ pour Astyanax embryons

Découvrez l'hybridation in situ sur mont entier pour visualiser l'expression génique chez les embryons de zebrafish. Cette méthode intègre biologie moléculaire et organismale pour l'enseignement.

Utilisation Mont entier

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