Name: Méthodes de transfert rapide et la localisation des agents pathogènes dans lintestin de Lyme Tick (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2011-02-14T20:00:00.000+00:00
Duration: 9 min 54 s
Description: Apprenez une méthode de microinjection rapide pour infecter les tiques avec Borrelia burgdorferi et localiser l'agent pathogène dans l'intestin par immunofluorescence. Cette technique accélère la recherche sur la maladie de Lyme.

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Nous remercions sincèrement les membres du laboratoire Pal pour l&#39;aide à la préparation de cette manifestation. Cette étude a été soutenue par PHS subventions AI076684 et AI080615 de NIH / NIAID.

1. Microinjection de la tique Ixodes scapularis nymphes 1. Préparation des aiguilles <ol><li> Fabriquer des aiguilles de microinjection plusieurs reprises par le chauffage et en tirant une des tubes de verre mm capillaire (instruments de précision du monde) dans un dispositif en verre micropipette extracteur (Narishige). Retirer délicatement les tubes capillaires fragiles. </li><li> Boutique tiré aiguilles (avec la pointe dirigée vers le haut) sur une bande adhésive dans une boîte de Pétri. </li></ol> 2. Préparation B. burgdorferi <ol><li> Cultivez B. burgdorferi dans les milieux de culture BSK 7 jusqu'à ce que, à une concentration d'environ 10 7 cellules par ml. Spirochètes sont comptés sous un microscope en champ sombre par l'utilisation d'un comptage Petroff-Hausser chambre (Hausser scientifique). </li><li> Pellet B. burgdorferi par centrifugation à 3000 xg pendant 10 minutes à température ambiante. </li><li> Retirer le surnageant et complètement resuspendre le culot dans BSK médias doucement en passant par une micropointe stériles 200 uL d'une concentration finale de 10 9 cellules par ml. Puisque les cellules sont remises en suspension à haute densité cellulaire, et pourrait s'agglomérer, la suspension cellulaire doit être utilisé pour la microinjection immédiatement. </li></ol> 3. Tiques Préparation <ol><li> Placez claire, ruban adhésif double-face sur une lame de verre. </li><li> Travailler sur un tapis collant, retirez soigneusement les tiques nymphes du conteneur à l'aide d'une petite brosse. </li><li> Placez le nombre requis de tiques pour être injecté sur le ruban adhésif, la face ventrale en place, dans la même direction. </li></ol> 4. Tiques par injection <ol><li> Charge 5 uL de la B. la culture burgdorferi dans l'aiguille tiré capillaire en utilisant un 20 uL microloader pointe de la pipette (Eppendorf). Inspectez l'aiguille des bulles d'air piégées et recharger l'aiguille avec une culture bactérienne, si nécessaire. </li><li> Voir la tique sous le microscope binoculaire de dissection et de se concentrer sur la zone de la tique ouverture anale. Toucher doucement le bout de l'aiguille capillaire afin de briser le tube dont le diamètre est légèrement plus petit que celui de l'ouverture anale de la tique, formant l'aiguille de microinjection. Cette étape est essentielle car toute tentative d'injecter les tiques avec une pointe d'aiguille non appropriée entraîne la mort des blessures et possibles de la tique injecté. </li><li> Placez les tiques immobilisé sous le microscope binoculaire de dissection et de se concentrer sur l'ouverture anale, qui est couvert par deux plaques anales mobiliers. En utilisant une pince fine, toucher doucement et appliquer une pression très légère à une zone près de l'ouverture anale. Cela permettra la séparation des plaques anales et l'ouverture des pores anaux qui se connecte à l'intestin. Insérez soigneusement la pointe de l'aiguille légèrement dans l'ouverture anale par l'ouverture forcée des plaques anales. Insertion de l'aiguille doit être maintenue à un minimum, car la pointe de verre peut endommager l'intestin postérieur semi qui se connecte au rectum. L'utilisation d'un microinjecteur équipé d'un contrôle automatisé du pied (Eppendorf), injecter B. solution burgdorferi utilisant les paramètres suivants: 1 000 hectopascals (hPa) la pression d'injection, temps d'injection 0,2 secondes et 8 compensation de pression hPa. Chaque graduation reçoit une injection unique. </li><li> Après microinjection, les tiques doivent se comporter similaire à l'état pré-injection. Par exemple, la tique doit ramper dans la réponse aux stimuli. </li><li> Nous accordons habituellement les tiques de récupérer pendant 48 heures dans une chambre environnementale fixée à 24 ° C avec 16 heures / 8 heures de lumière / obscurité régime de photopériode et de 95% d'humidité. Si une chambre n'est pas disponible, les tiques injectées pourraient être stockés à température ambiante dans des conditions humides dans un contenant hermétique, comme une chambre régulière dessicateur. Si nécessaire, le temps de récupération des tiques pourrait également être réduite à quelques heures avant utilisé pour l'alimentation sur des souris. </li></ol> 2. B. Localisation burgdorferi par immunofluorescence confocale 1. Tiques de dissection <ol><li> Placez une goutte de tampon phosphate salin (PBS) sur une lame de verre propre pour la dissection et l'autre sur une lame de poly-L-lysine couché (Sigma) pour la microscopie. Préparer une autre lame de verre avec du ruban adhésif double-face. </li><li> Retirer la tique du récipient et le placer sur un ruban adhésif double-face en utilisant une petite brosse. </li><li> Voir et se concentrer la tique dans le microscope de dissection. Placer une lame de rasoir sur la tique entre la première et seconde paires de pattes. Appuyez fermement couper la tique dans deux pièces permettant l'accès à l'abdomen. Immédiatement, submerger l'abdomen dans une goutte de PBS. </li><li> En utilisant des pinces très fines, prenez l'exosquelette dorsale et ventrale autour du site de la coupe. Retirez soigneusement le bouclier dorsal haut et loin de la tique exposant les diverticules intestinales brunâtre. Veillez à garder les tiques dissection sous le PBS, à tout moment. </li><li> Le chignon semi-translucide glande salivairedles sont situés de chaque côté de la région antérieure de l'intestin, et peut être retirée à ce stade, si désiré. Tenir l'exosquelette restant en place avec une pince, tirez délicatement sur le tube digestif à partir de l'abdomen. </li><li> Nettoyez délicatement l'intestin en éliminant tous les tissus piégés (par exemple, la trachée). </li><li> Avec la pointe d'une pince fine, transférer rapidement l'intestin cocher dans une goutte de PBS sur une lame de verre poly-L-lysine. Séparez les intestins en petits morceaux à l'aide de fines lames ou appuyant doucement avec le bout de pinces fines. Aspirer délicatement l'excès de PBS dans le tissus du tube digestif. </li><li> Laisser le tissus du tube digestif à l'air sec à température ambiante. </li><li> Fixer l'intestin tique par immersion dans l'acétone pendant 10 minutes. Laisser sécher à l'air à température ambiante. Les diapositives peuvent être conservés à cette étape pour les mois à -20 ° C dans un contenant hermétique. </li></ol> 2. Coloration <ol><li> Utiliser du papier de soie, enlever l'excès d'humidité autour du tissu et dessinez un cercle autour de l'intestin tic séchée par un pap-stylo ou tout autre dispositif de barrière hydrophobe doublure. Cela aidera à retenir les solutions de coloration au cours des étapes d'incubation ultérieures. </li><li> Couverture de l'intestin tique avec un ou quelques gouttes de tampon de blocage (0,05% de Tween-20, du sérum de chèvre 5% dans du PBS) pendant 30 minutes à température ambiante. Le sérum utilisé pour le blocage dépend de la source de l'animal hôte pour l'anticorps. Ne pas laisser la lame sécher à partir de ce moment. </li><li> Lentement aspirer le tampon de blocage. Incuber le tube digestif avec des primaires appropriés et / ou solutions d'anticorps secondaire. Nous utilisons l'isothiocyanate de fluorescéine (FITC) - anticorps anti-B burgdorferi anticorps (Kirkegaard &amp; Perry Laboratories) à une dilution 1:100 dans du tampon de blocage pendant 1 heure à température ambiante. Couvrez le récipient avec du papier aluminium pour limiter l'exposition à la lumière. </li><li> Retirer la solution d'anticorps par aspiration douce. Incuber le tube digestif avec un colorant fluorescent aux tissus cochez l'étiquette, tel que 4 ',6-diamidino-2-phénylindole (DAPI) ou de l'iodure de propidium. Nous utilisons normalement 20 mg / ml d'iodure de propidium (Sigma) dans du PBS pendant 5 min. à température ambiante. </li><li> Laver 3 fois avec 0,05% de Tween-20 dans du PBS. </li><li> Montez le glisser dans le glycérol tamponnée contenant un réactif Antifade tels que Slowfade (Invitrogen) et soigneusement couvrir avec une lamelle de verre. Les diapositives peuvent être conservés à cette étape pour quelques mois à 4 ° C dans un contenant hermétique. Image et de localiser B. burgdorferi sous un microscope confocal. </li></ol> 3. Les résultats représentatifs Position d'une tique nymphe pour la microinjection et une image représentant B. localisation burgdorferi dans l'intestin tique est présenté dans la Figure 1. <img src="/files/ftp_upload/2544/2544fig1.jpg" alt="Figure 1" data-altupdatedat="1787634011000" data-alt="Figure 1"> Figure 1. Microinjection et la localisation de B. burgdorferi dans l'intestin des tiques. (A) Vue ventrale d'une nymphe I. Cochez scapularis positionné pour la microinjection. Anal ouverture (flèche) avec une aiguille insérée microinjection (flèche) est montré sous un grossissement de l'encart. Une pince fine est utilisé pour appliquer une légère pression sur le corps, ce qui a permis la séparation des plaques anales et l'ouverture de l'anus pour la microinjection. L'aiguille est remplie avec une solution de bleu de Coomassie pour améliorer la visibilité. (B) Les résultats représentatifs de l'imagerie confocale par immunofluorescence de B. burgdorferi dans les intestins de tiques. Région antérieure d'un diverticule intestinal est montré. Noyaux Gut et spirochètes (flèche) sont marqués avec de l'iodure de propidium (couleur rouge) ou FITC conjugué anti-B. burgdorferi (couleur verte), respectivement. Barre = 20 um.

<ol><li>Steere, A. C., Coburn, J., Glickstein, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+emergence+of+Lyme+disease%5BTitle%5D)+AND+%22J+Clin+Invest%22%5BJournal%5D)">The emergence of Lyme disease.</a> J Clin Invest. 113, 1093-1101 (2004).</li>
<li>Barthold, S. W., Diego, C., Philipp, M. T. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aBarthold%2C+SW+%22Borrelia%2C+Molecular+Biology%2C+Host+Interaction+and+Pathogenesis%22">Borrelia, Molecular Biology, Host Interaction and Pathogenesis</a>. Samuels, D. S., Radolf, J. D. , Caister Academic Press. Chapter 14 353-405 (2010).</li>
<li>Pal, U. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((OspC+facilitates+Borrelia+burgdorferi+invasion+of+Ixodes+scapularis+salivary+glands%5BTitle%5D)+AND+%22J+Clin+Invest%22%5BJournal%5D)">OspC facilitates Borrelia burgdorferi invasion of Ixodes scapularis salivary glands.</a> J Clin Invest. 113, 220-230 (2004).</li>
<li>Yang, X. F., Pal, U., Alani, S. M., Fikrig, E., Norgard, M. V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Essential+role+for+OspA%2FB+in+the+life+cycle+of+the+Lyme+disease+spirochete%5BTitle%5D)+AND+%22J+Exp+Med%22%5BJournal%5D)">Essential role for OspA/B in the life cycle of the Lyme disease spirochete.</a> J Exp Med. 199, 641-648 (2004).</li>
<li>Zhang, X., Yang, X., Kumar, M., Pal, U. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((BB0323+function+is+essential+for+Borrelia+burgdorferi+virulence+and+persistence+through+tick-rodent+transmission+cycle%5BTitle%5D)+AND+%22J+Infect+Dis%22%5BJournal%5D)">BB0323 function is essential for Borrelia burgdorferi virulence and persistence through tick-rodent transmission cycle.</a> J Infect Dis. 200, 1318-1330 (2009).</li>
<li>Pal, U. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((TROSPA%2C+an+Ixodes+scapularis+receptor+for+Borrelia+burgdorferi%5BTitle%5D)+AND+%22Cell%22%5BJournal%5D)">TROSPA, an Ixodes scapularis receptor for Borrelia burgdorferi.</a> Cell. 119, 457-468 (2004).</li>
<li>Barbour, A. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Isolation+and+cultivation+of+Lyme+disease+spirochetes%5BTitle%5D)+AND+%22Yale+J+Biol+Med%22%5BJournal%5D)">Isolation and cultivation of Lyme disease spirochetes.</a> Yale J Biol Med. 57, 521-525 (1984).</li>
<li>Narasimhan, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Disruption+of+Ixodes+scapularis+anticoagulation+by+using+RNA+interference%5BTitle%5D)+AND+%22Proc+Natl+Acad+Sci+U+S+A%22%5BJournal%5D)">Disruption of Ixodes scapularis anticoagulation by using RNA interference.</a> Proc Natl Acad Sci U S A. 101, 1141-1146 (2004).</li>
<li>Narasimhan, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+tick+antioxidant+facilitates+the+Lyme+disease+agent%27s+successful+migration+from+the+mammalian+host+to+the+arthropod+vector%5BTitle%5D)+AND+%22Cell+Host+Microbe%22%5BJournal%5D)">A tick antioxidant facilitates the Lyme disease agent's successful migration from the mammalian host to the arthropod vector.</a> Cell Host Microbe. 2, 7-18 (2007).</li>
<li>Broadwater, A. H., Sonenshine, D. E., Hynes, W. L., Ceraul, S., DeSilva, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Glass+capillary+tube+feeding%3A+a+method+for+infecting+nymphal+Ixodes+scapularis+%28Acari%3A+Ixodidae%29+with+the+Lyme+disease+spirochete+Borrelia+burgdorferi%5BTitle%5D)+AND+%22J+Med+Entomol%22%5BJournal%5D)">Glass capillary tube feeding: a method for infecting nymphal Ixodes scapularis (Acari: Ixodidae) with the Lyme disease spirochete Borrelia burgdorferi.</a> J Med Entomol. 39, 285-292 (2002).</li>
<li>Policastro, P. F., Schwan, T. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Experimental+infection+of+Ixodes+scapularis+larvae+%28Acari%3A+Ixodidae%29+by+immersion+in+low+passage+cultures+of+Borrelia+burgdorferi%5BTitle%5D)+AND+%22J+Med+Entomol%22%5BJournal%5D)">Experimental infection of Ixodes scapularis larvae (Acari: Ixodidae) by immersion in low passage cultures of Borrelia burgdorferi.</a> J Med Entomol. 40, 364-370 (2003).</li>
<li>Fuente, dela, Kocan, J., M, K., Almazan, C., Blouin, E. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((RNA+interference+for+the+study+and+genetic+manipulation+of+ticks%5BTitle%5D)+AND+%22Trends+Parasitol%22%5BJournal%5D)">RNA interference for the study and genetic manipulation of ticks.</a> Trends Parasitol. 23, 427-433 (2007).</li>
</ol>

Ici nous démontrons une procédure basée sur la micro-injection d&#39;infection rapide et efficace de la tique Ixodes nymphes avec la bactérie pathogène B. burgdorferi. Nous décrivons également une procédure d&#39;immunofluorescence confocale pour la détection de B. burgdorferi dans l&#39;intestin tic in situ. Bien que notre démonstration implique l&#39;intestin nymphes, des procédures similaires sont également applicables à d&#39;autres stades de développement des tiques, comme la larve ou adu...

<table><tbody><tr><td>Tubes capillaires en verre</td><td>World Precision Instruments, Inc.</td><td>TW100F-4</td><td></td></tr><tr><td>Tireuse verticale pour capillaires en verre</td><td>Narishige International</td><td>PC-10</td><td></td></tr><tr><td>Chambre de comptage Petroff-Hausser</td><td>Hausser Scientific</td><td>3900</td><td></td></tr><tr><td>Pointes de pipette Microloader</td><td>Eppendorf</td><td>930001007</td><td></td></tr><tr><td>Microinjecteur Femtojet</td><td>Eppendorf</td><td>920010504</td><td></td></tr><tr><td>Pédale de commande FemtJet</td><td>Eppendorf</td><td>920005098</td><td></td></tr><tr><td>Solution saline tamponnée au phosphate</td><td>Fisher Scientific</td><td>BP665-1</td><td>Filtrée et stérilisée</td></tr></tbody></table>

méthodes de transfert rapide et la localisation des agents pathogènes dans l&#39;intestin de lyme tick

Methods for Rapid Transfer and Localization of Lyme Disease Pathogens Within the Tick Gut

La maladie de Lyme est causée par une infection par le spirochète pathogène Borrelia burgdorferi, qui est maintenu dans la nature par un cycle d&#39;infection chez les rongeurs tic-1. Un modèle murin tiques 2 a été développé pour étudier la maladie de Lyme dans le laboratoire. Alors que les tiques peuvent être naïfs infectés par B. burgdorferi en les nourrissant sur ​​des souris infectées, le processus de mue prend plusieurs semaines à plusieurs mois à compléter. Par conséquent, le développement des plus rapides et plus efficaces les techniques infection des tiques, comme une procédure basée sur la micro-injection, est un outil important pour l&#39;étude de la maladie de Lyme 3,4. La procédure nécessite quelques heures seulement de générer des tiques infectées et permet de contrôler la livraison des quantités égales de spirochètes dans une cohorte de tiques. Ceci est particulièrement important que la génération de B. tiques infectées burgdorferi par le processus d&#39;alimentation naturelle en utilisant des souris ne parvient pas à assurer un taux d&#39;infection de 100% et potentiellement entraîne une variation de la charge de pathogènes chez les tiques nourries. Par ailleurs, la microinjection peut être utilisé pour infecter les tiques avec B. burgdorferi des isolats dans les cas où une souche atténuée est incapable d&#39;établir une infection chez les souris et donc ne peut pas être acquise naturellement par les tiques 5. Cette technique peut également être utilisé pour offrir une variété d&#39;autres matériaux biologiques dans les tiques, par exemple, des anticorps spécifiques ou l&#39;ARN double brin 6. Dans cet article, nous allons démontrer la microinjection de tiques nymphes aux in vitro grandi B. burgdorferi. Nous allons également décrire une méthode pour la localisation de la maladie de Lyme pathogènes dans l&#39;intestin tic utilisant microscopie confocale à immunofluorescence.

Des études de Lyme recherche sur les maladies nécessitent souvent de génération de tiques infectées par l&#39;agent pathogène Borrelia burgdorferi, un processus qui prend généralement plusieurs semaines. Ici nous démontrons une procédure basée sur la microinjection tic infection qui peut être accompli en quelques heures. Nous démontrons également une méthode d&#39;immunofluorescence pour la localisation in situ de B. burgdorferi dans les tiques.

Méthodes de transfert rapide et la localisation des agents pathogènes dans l&#39;intestin de Lyme Tick

La maladie de Lyme est causée par une infection par le pathogène spirochète Borrelia burgdorferi, lequel est maintenu dans la nature par un cycle d'infection tique-rongeur 1. ...

L'objectif général de cette procédure est d'injecter par microinjection et de localiser des cellules de Borrelia burgdorferi dans l'intestin du tique. Cela est réalisé en préparant d'abord des aiguilles capillaires en verre et en les remplissant avec des cellules de B. burgdorferi. Ensuite, les cellules de B. burgdorferi sont transférées dans l'intestin du tique par microinjection.La tique est ensuite disséquée et les tissus intestinaux sont retirés. Enfin, un marquage par immunofluorescence de beberg defer dans l'intestin de la tique est réalisé. En définitive, des résultats peuvent être obtenus qui démontrent la localisation de beberg à ferry dans l'intestin de la tique à l'aide de la microscopie confocale.Bonjour, je suis le Dr Ruth Paul Paul, professeure adjointe à l'Université du Maryland, au Département de médecine vétérinaire. Aujourd'hui, deux membres de mon laboratoire, Toro Cairo, chercheur postdoctoral, et Adam Coleman, étudiant diplômé, vont vous montrer la procédure d'infection artificielle de tiques par microinjection que nous réalisons couramment en laboratoire. Après la microinjection, nous disséquerons la tique et visualiserons les bactéries dans l'intestin de la t

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Immunology and Infection

Immunologie et infection

La collection de l 'hémolymphe tique infectée, des glandes salivaires et la salive est important d'étudier comment les tiques agents pathogènes causent la maladie. Dans ce protocole, nous montrer comment recueillir les glandes salivaires et l'hémolymphe de se...

La salive, les glandes salivaires, et Collection hémolymphe de tiques Ixodes scapularis

La maladie de Lyme est la maladie à vecteur la plus couramment rapportés en Amérique du Nord. L'agent causal, Borrelia burgdorferi est une bactérie spirochète transmise par les tiques Ixodid. Transmission et détection de l'infection dans des modèles animaux est optimisé par l'utilisation de nourrissage des tiques, que nous décrivons ici.

Alimentation des tiques sur les animaux pour la transmission et Xénodiagnostic dans la recherche la maladie de Lyme

PCR nichée est une technique sensible, spécifique et simple qui peut être appliquée aux tiques QU'ADN extraits pour sonder pour Borrelia burgdorferi, l’agent causal de la maladie de Lyme. La première expérience PCR utilise des amorces de gène-spécifique pour générer des amplicons longs, qui deviennent alors des modèles pour une réaction à l’aide d’amorces internes.

Détecter le Spirochete de la maladie de Lyme, Borrelia Burgdorferi, chez les tiques à l’aide de la PCR nichée

Nous présentons ici un protocole pour spatialement et temporellement évaluer la présence de la microflore viable dans les tripes de tique à l’aide d’une approche modifiée entier-Montez l’hybridation in situ.

Visualisation du microbiote dans Guts Tick par hybridation entier-Montez In Situ

Nous présentons ici un protocole de séquençage de nouvelle génération pour le séquençage d’ARNr 16 s qui permet l’identification et la caractérisation des communautés microbiennes dans les vecteurs. Cette méthode implique l’extraction ADN, l’amplification et codes à barres d’échantillons par PCR, séquençage sur une cellule d’écoulement et la bioinformatique pour faire correspondre les données sur les séquences d’information phylogénétique.

Tique Microbiome caractérisation par génération 16 s rRNA Amplicon séquençage

L’analyse de l’hémolymphe des tiques représente une source importante d’information sur la façon dont certains agents pathogènes causent la maladie et comment les tiques réagissent immunologiquement à cette infection. La présente étude montre comment inoculer les propagules fongiques et recueillir l’hémolymphe des femelles de Rhipicephalus MICROPLUS engorgés.

Divulgation de la collection d’hémolymphe et inoculation des blastospores de Métarhizium dans les tiques de Rhipicephalus MICROPLUS vers les études de pathologie des invertébrés

La capacité du bactériophage à déplacer l’ADN entre les cellules bactériennes en fait des outils efficaces pour la manipulation génétique de leurs hôtes bactériens. Présenté ici est une méthodologie pour induire, récupérer et utiliser φBB-1, un bactériophage de Borrelia burgdorferi, pour transduire l’ADN hétérologue entre différentes souches du spirochète de la maladie de Lyme.

Manipulation génétique médiée par phage du spirochète de la maladie de Lyme Borrelia burgdorferi

Présenté ici est une méthode pour nourrir les tiques en sang in vitro via un système de membrane artificielle pour permettre l’engorgement partiel ou complet d’une variété de stades de vie des tiques.

Alimentation par membrane artificielle de tiques pour Ixodes scapularis

L’électroporation est une méthode rapide et largement adoptée pour introduire de l’ADN exogène dans le genre Rickettsia. Ce protocole fournit une méthode d’électroporation utile pour la transformation des bactéries intracellulaires obligatoires dans le genre Rickettsia.

Méthode d’électroporation pour transformer Rickettsia spp. avec un vecteur navette exprimant une protéine fluorescente dans des lignées cellulaires de tiques

Ici, nous présentons un protocole pour collecter de la salive, de l’hémolymphe, des glandes salivaires et de l’intestin moyen, après la dissection d’une tique nourrie individuellement, afin d’étudier la localisation tissulaire spécifique des agents pathogènes transmis par les tiques afin de faire progresser la compréhension de la compétence des vecteurs et des interactions pathogène-microbiome.

Extraction de la salive, de l’hémolymphe, des glandes salivaires et de l’intestin moyen de tiques individuelles (Acari : Ixodidae)

Cette méthode décrit le développement d’un système d’alimentation sanguine in vitro pour tiques intégrant une chambre imprimée en 3D et une membrane en silicone fabriquée en laboratoire. Le système permet l’alimentation artificielle des tiques, permettant un échantillonnage facile à différents stades d’alimentation et utilisant de faibles volumes de sang, fournissant un outil inestimable pour étudier les tiques ixodidés.

Sang de tiques passant par une membrane artificielle sur une chambre imprimée en 3D dans la recherche sur les tiques ixodides

Apprenez une méthode de microinjection rapide pour infecter les tiques avec Borrelia burgdorferi et localiser l'agent pathogène dans l'intestin par immunofluorescence. Cette technique accélère la recherche sur la maladie de Lyme.

Méthodes de transfert rapide et la localisation des agents pathogènes dans l'intestin de Lyme Tick

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