Name: Etudier la base neurophysiologique de comportement locomoteur Adaptive chez les insectes (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2011-04-13T11:03:00.000+00:00
Duration: 10 min 19 s
Description: Découvrez l'enregistrement de l'activité musculaire chez l'insecte phasme pour étudier le contrôle moteur et la locomotion adaptative. Cette méthode révèle les mécanismes neuronaux du comportement locomoteur.

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Nous tenons à remercier Michael Dubbert, Oliver Hoffmann, Hans Scharstein, Jan Sydow et Anne Wosnitza d&#39;assistance technique excellente. Cette étude a été soutenue par la DFG octroi Bu 857 / 8,10 à AB

1. La surface de marche La surface de marche noir est constitué de deux plaques de laiton recouvert définitivement assemblés côte à côte et électriquement isolées l'une de l'autre par un large bande de 2mm à 2 composants de la colle époxy (UHU plus, UHU GmbH, Allemagne) directement sous l'axe longitudinal du l'animal. Elles produisent une surface totale de 13.5x15.5cm (figure 1). La séparation des demi-plans pour les jambes gauche et droite permet la surveillance indépendante de contact du tarse pour une seule jambe de chaque côté. <ol><li> La plaque est lubrifié avec un mélange glycérine / eau à un ratio de 95 pièces de glycérine à 5 parties saturées solution de NaCl à transmettre glissance et la conductivité électrique, la viscosité est d'environ 430cStokes (Shankar et Kumar, 1994). </li><li> Le mélange est appliqué directement sur la surface et est dispersée avec un morceau de tissus mous pour assurer une épaisseur totale de 0,1-0.2mm. </li></ol> 2. Configuration stimulation optique <ol><li> Marcher épisodes sont déclenchés à l'aide de deux projecteurs tels que décrits par Scharstein (1989) pour projeter un motif rayé sur deux rondes, des écrans en verre dépoli (diamètre 130mm, écrans Marata, LINOS Photonics, Göttingen, Allemagne) qui sont positionnés à une distance d'env. 70mm à partir des yeux, et à un angle de 45 ° à l'avant gauche et droite de la plaque (Fig.1). La longueur d'onde du motif rayé est maintenu constant à λ = 21 °. La fréquence de contraste des stimuli en mouvement peut être varié entre 0,35, 0,72, 1,07 et 1.49Hz. Comme la réaction des animaux dépend uniquement de la fréquence ω contraste / λ (ω = vitesse angulaire, λ = longueur d'onde motif) si le contraste modèle est assez élevé (Fermi et Reichhardt, 1963), nous ne varie pas au cours des expériences λ . La luminance des bandes lumineuses sur le côté de l'animal est d'environ 15cd/m2 et le contraste 0.8. L'œil composé de l'insecte bâton (Carausius morosus) dispose de 24 ommatidies dans l'axe dorso-ventral (Friza, 1928) et un peu plus dans l'axe rostro-caudal. Comme l'angle de divergence de l'œil phasme est en moyenne de 6,2 ° (Jander et Volk-Henrichs, 1970) de notre longueur d'onde modèle était environ 4 fois l'angle de la ommatidies. Les expériences sont mis en place dans une cage de Faraday et de sombres effectuées dans une pièce sombre à 20-22 ° C. </li><li> Avant la marche est induite par un modèle progressif sur les deux écrans où les rayures sur l'écran chaque déménagement vers l'extérieur, ou un seul faisceau noir sur fond blanc placé entre les écrans </li><li> Le tournage est induite par le déplacement des bandes dans le même sens sur les deux écrans. Nous n'avons pas trouvé une corrélation entre la vitesse de déplacement et les rayures de l'angle du virage. Une fois la luminance de l'rayures sont mis à induire la marche, il ne nécessite généralement pas de réglage supplémentaire, mais il peut être ajusté pour différents animaux selon les besoins par la tension des lampes halogènes dans les projecteurs. </li></ol> 3. Préparer l'animal expérimental <ol><li> Femme phasmes adulte (Carausius morosus) sont collés (ciment dentaire, ProTempII, 3M ESPE, Seefeld, Allemagne) face ventrale vers le bas sur un bâton mince balsa (3x5x100mm, LxHxP), qui est inséré dans un tube de laiton qui a de multiples connecteurs. L'animal est maintenu enfoncé pendant environ une minute jusqu'à ce que la colle est au moins partiellement, durci. </li><li> La tête et les jambes dépassent de l'avant et à côté de la cheville pour permettre leur libre circulation. La zone de la coxae de toutes les jambes ainsi que la majeure partie de l'abdomen doit être laissé libre de colle. </li><li> La tête d'insecte, le thorax et les extrémités distales de chaque fémur et le tibia sont marqués avec des pigments fluorescents (Dr Kremer Farbmühle, Aichstetten, Allemagne) mélangé avec du ciment dentaire pour le suivi de la vidéo plus tard. </li></ol> 4. Placement des électrodes EMG L'activité musculaire des muscles de la jambe différents, tels que, dans cet exemple, le rapporteur et les muscles coxae écarteur, qui sont situés dans le thorax et la prolongation cause (mouvement vers l'avant) et la rétraction (mouvement vers l'arrière) de la jambe, est enregistrée au moyen d'électrodes EMG implanté dans le thorax. Tous les enregistrements EMG sont différentiellement amplifiés. Le signal a été amplifié dans un préamplificateur 100x (électronique atelier, Institut de Zoologie, Cologne), passe-bande filtrée, (100Hz-2000Hz), encore amplifié (10x), et importées via un convertisseur AD en Spike2 (Vers.5.05, DEC, Cambridge, UK). <ol><li> Les électrodes sont faites de fils de cuivre revêtu (Elektrisola, Eckernhagen, Allemagne; 47μm de diamètre extérieur). Pour une électrode, deux fils sont d'abord enduit avec de la colle, puis, les deux fils sont tordus collante autour de l'autre </li><li> À une extrémité les extrémités des fils torsadés sont soudées à une mini-fiche. À l'autre bout les fils sont coupés pour fournir termine propre sans isolation pour l'insertion dans l'animal. </li><li> Les électrodes EMG sont PluggeD dans le petit connecteur à l'extrémité du tube de laiton. </li><li> Une broche Minuten est utilisé pour percer des trous dans la cuticule petites </li><li> Les extrémités coupées de l'électrode sont ensuite séparés et inséré dans un muscle à environ 1mm de distance les uns des autres, qui, dans notre expérience, donne un bon signal à bruit. Il faut prendre soin de ne pas insérer les électrodes trop profondément dans le muscle afin d'éviter sa détérioration. La figure 2 montre l'emplacement des électrodes dans le thorax de l'animal. La figure 3 montre un animal avec les fils électrodes en place. </li><li> Nous utilisons une petite goutte de colle histoacrylic (3M Vetbond, St.Paul, MN, USA) pour maintenir les fils en place. </li><li> Un fil de terre est inséré dans l'abdomen. </li></ol> 5. Enregistrement de la contacter tarsien Contactez-tarsien est toujours enregistré avec des traces EMG. Depuis la surface glissante est divisé en deux moitiés, un maximum de deux controlatéral contacts tarse peut être enregistré dans le même temps. À cette fin, la jambe est utilisé comme un "interrupteur" pour fermer un circuit entre la plaque et l'amplificateur. Le courant peut être appliquée aux plaques séparément par deux prises à la base de chaque plaque. Nous pouvons générer deux signaux carrés avec 2-4mV amplitudes avec un générateur d'impulsions (Modèle MS501, électronique atelier, Institut de Zoologie, Cologne) qui sont la phase retardée de 90 °. Les signaux sont atténués de 60dB (/ 1000) et appliquée aux deux moitiés de la surface glissante. Dans cette expérience, nous n'utilisons que l'un des deux signaux. Il est simultanément introduit dans un lock-in-amplificateur comme un signal de référence. Le lock-in-amplificateur 2-phase (Atelier d'électronique, Institut de Zoologie, Cologne) amplifie sélectivement les signaux que de la même fréquence et de phase que le signal de référence fourni. Un second canal ne détecte que le signal de 90 ° phase retardée. Signaux de bruit à des fréquences autres que la fréquence de référence sont rejetés et ne pas affecter la mesure. Le signal de sortie de l'amplificateur est alimenté dans un convertisseur AD (Micro 1401k II, DEC, Cambridge, UK) et numérisé à l'aide Spike2. Entre touch-down et le décollage du tarse sur et à partir de la surface glissante, le courant de la plaque par le biais du tarse et le tibia dans le fil de cuivre (voir ci-dessous: 5.3 à 5.8). L'amplificateur choisi a une résistance d'entrée élevée (1MOhm) et la tension du signal est très faible afin d'éviter d'affecter le comportement de marche de l'animal. Le courant traversant le tarse et le tibia est entre 2 et 4NA. Le délai du signal pendant touch-down, entre l'entrée dans le lubrifiant et la surface de contact est inférieure à 1 ms. La transition du signal de contact pendant le décollage est moins raide et plus retardée. Cela est dû à la déchirure retardée du lubrifiant à partir du tarse par un effet de capillarité et en raison du mouvement de la jambe, sans terminer le décollage de la phase d'oscillation. <ol><li> Le tube de laiton avec le bâton de balsa pour lequel l'animal est collé est inséré dans un micromanipulateur pour permettre le réglage de hauteur de l'animal entre 7 et 12mm au-dessus de la surface glissante, ce qui correspond à la hauteur lors de la marche libre. </li><li> Afin de mesurer le flux de courant à chaque fois le tarse des insectes de la jambe surveillée est sur le terrain, un fils (47μm de diamètre) est découpé en morceaux d'environ 15cm de long. </li><li> L'isolation d'un cuivre est éliminé par l'brûlant avec de l'alcool. </li><li> Une boucle est formée avec une extrémité du fil et a glissé sur le tarse de l'animal </li><li> La boucle est liée à l'extrémité distale du tibia pour fournir un bon contact entre l'animal et du fil. </li><li> Le fil est ensuite fixé sur le thorax de l'animal avec une goutte de colle à deux composants (ProTempII, voir ci-dessus), et relié à l'amplificateur différentiel par une pince crocodile. </li><li> Pour améliorer la conductivité du fil à ses extrémités, une goutte de crème électrode est appliquée (Marquette Hellige, Freiburg, Allemagne) sur les zones de contact. </li><li> La force du signal est ensuite testé sur le moniteur. Grâce aux propriétés filtre passe-bas de la serrure-dans-amplificateur (10ms de temps constant) et le lift-off/touch-down progressive du tarse, le signal n'est pas un signal exacte carrés. On dispose donc de définir des seuils adaptés à proximité du point de transition afin de déterminer le moment exact de contact du tarse et vérifier manuellement chaque événement déterminé par le logiciel de numérisation. Basé sur le contact du tarse, nous avons défini le moment où le tarse d'une jambe a été donnée sur le terrain que la position et le moment où il était dans l'air comme la phase d'oscillation. </li><li> Le signal de déclenchement de l'appareil photo est enregistrée simultanément avec la trace du signal EMG et de contact du tarse, et permet à un cadre précis par corrélation cadre du comportement et des traces enregistrées. </li></ol> 6. Enregistrement optique des mouvements de la jambe pour l'analyse numérique La fréquence approfondissement de phasmes sur les surfaces glissantes peuvent atteindre 3-4Hz (Graham et Cruse, 1981). <ol><li>Avant d'enregistrer des séquences de marche, un miroir est placé à un angle de 45 ° derrière l'animal d'avoir un moniteur visuel supplémentaire pour les touch-down. La caméra est déclenchée à l'extérieur et les images sont introduits dans un PC via une interface FireWire. </li><li> Nous enregistrons la marche des séquences d'en haut avec une caméra vidéo à haute vitesse (F-033C Marlin, Allied Vision Technologies, Stadtroda, Allemagne) à 100fps pour analyser les mouvements des jambes numériquement, et les corréler avec l'activité EMG et le contact du tarse. </li><li> Pendant l'enregistrement de séquences de marche, l'animal est illuminé de bleu matrices de diodes (30-50V DC, 24cd luminance, Atelier d'électronique, Institut de Zoologie, Université de Cologne), qui sont ajustés en intensité pour éclairer les marqueurs fluorescents. Selon la littérature (Schlegtendal, 1934), les phasmes ne possèdent pas la vision des couleurs et nous n'avons pas observé un effet négatif de l'illumination UV sur la réponse de tourner. Un filtre jaune en face de la lentille de la caméra supprime la courte longueur d'onde de la lumière d'activation et donne un contraste plus élevé pour les enregistrements vidéo. </li><li> Les fichiers vidéo peuvent être analysés en utilisant un logiciel de suivi de mouvement (WINanalyze, Vers.1.9, Mikromak service, Berlin, Allemagne). </li></ol> 7. Enregistrement de séquences de marche <ol><li> Comme un contrôle, d'abord une séquence de marche avec un animal intact est enregistrée. </li><li> La vitesse du motif rayé est réglé, et le modèle et l'enregistrement vidéo sont lancés à peu près au même moment. </li><li> Si l'animal ne commence pas la locomotion spontanée, elle peut être stimulée à l'abdomen avec une brosse (Bassler et Wegener, 1983), ou par une bouffée d'air pour les antennes. Dans ce cas, les animaux touchés sur le côté gauche de l'abdomen ont tendance à tourner à gauche et vice versa. Le motif rayé est maintenu en mouvement jusqu'à ce que l'animal s'arrête de marcher ou jusqu'à ce que après 3 minutes d'enregistrements continus. </li><li> Afin de tester dans quelle mesure l'activité musculaire à la jambe dépend entrée sensorielle à partir jambes voisins, l'animal est amené à autotomize ses jambes. Le site d'autotomie se referme naturellement en quelques secondes. Un exemple d'un animal à l'avant et les pattes arrière autotomized est montré dans la figure 3. </li><li> Par exemple, pour des expériences avec des animaux ayant une seule jambe du milieu, on induit autotomie des pattes pro et métathoraciques en pinçant le fémur proximal avec une paire de pinces (Schmidt et Grund, 2003) ou de couper les jambes au niveau de l'os coxal après l'enregistrement de l'animal intact. Après cela, un minimum de 30min pour le temps de récupération est donné à l'animal. </li><li> Ensuite nous enregistrons de nouvelles séquences de marche comme avant. Dans les préparations réduite, nous avons souvent besoin de provoquer la marche à l'aide coups de pinceau de peinture. </li></ol> 8. Les résultats représentatifs: <img src="/files/ftp_upload/2629/2629fig1.jpg" alt="Figure 1" data-altupdatedat="1787634011000" data-alt="Figure 1"> Figure 1 Montage expérimental; A:. Photo d'un phasme attachés dessus de la surface glissante, a marqué avec des pigments fluorescents pour le suivi de la jambe et câblées pour enregistrement EMG et la mesure sans contact du tarse. B: schéma de câblage pour l'enregistrement de la jambe double contact du tarse pendant la marche sur la surface glissante. <img src="/files/ftp_upload/2629/2629fig2.jpg" alt="Figure 2" data-altupdatedat="1787634011000" data-alt="Figure 2"> Figure 2. Positions pour le placement des électrodes EMG dans les muscles rapporteur et enrouleur dans le thorax de la jambe moyenne bâton insecte. ML: patte médiane; FL: jambe avant <img src="/files/ftp_upload/2629/2629fig3.jpg" alt="Figure 3" data-altupdatedat="1787634011000" data-alt="Figure 3"> Figure 3. Bâton insectes avec des fils de l'EMG dans les muscles pro-et rétracteurs de la jambe moyenne en place; pattes avant et arrière ont été enlevés pour étudier l'effet de la présence de jambes voisins sur la cinématique et l'activité musculaire des jambes du milieu dans la préparation réduite. <img src="/files/ftp_upload/2629/2629fig4.jpg" alt="Figure 4" data-altupdatedat="1787634011000" data-alt="Figure 4"> Figure 4. Exemple de traces d'enrouleur activité EMG avec signal de référence de contact du tarse dans une jambe à l'intérieur du Moyen-pendant le tournage. Au début de la trace (la première boîte bleue) de l'écarteur est actif pendant la position, tandis que la jambe est en contact au sol ("circuit fermé"), indiquant que la jambe fait avancer les étapes; après un passage de courte durée (seconde boîte bleue), le écarteur est actif pendant le swing, tandis que la jambe est dans l'air ("circuit ouvert", troisième boîte bleue), montrant l'apparition de pas en arrière dirigé. <img src="/files/ftp_upload/2629/2629fig5.jpg" alt="Figure 5" data-altupdatedat="1787634011000" data-alt="Figure 5"> Figure 5. Capture d'écran d'un enregistrement de l'rapporteur (trace supérieure) et écarteur (milieu de trace) les muscles et la trace de contact enregistrées simultanément tarse (oligo-bas). Notez l'activité en alternance dans les traces EMG qui correspond à l'activité des deux muscles dans le cycle étape, qui est l'activité rapporteur juste avant et pendantbalançoire, lorsque la trace du tarse contact signale la perte de contact avec le sol, et l'activité écarteur pendant et après touch-down du tarse, quand la jambe est en position. L'insert montre le fichier vidéo correspondant correspondant à cet enregistrement qui est utilisé pour vérifier le comportement de l'animal.

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<li>Schlegtendal, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Beitrag+zum+Farbensinn+der+Arthropoden%5BTitle%5D)+AND+%22Zeitschr.+f.+vergl.+Physiologie%22%5BJournal%5D)">Beitrag zum Farbensinn der Arthropoden.</a> Zeitschr. f. vergl. Physiologie. 20, 573-581 Forthcoming.</li>
<li>Schmidt, J., Grund, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Rhythmic+activity+in+a+motor+axon+induced+by+axotomy%5BTitle%5D)+AND+%22Neuroreport%22%5BJournal%5D)">Rhythmic activity in a motor axon induced by axotomy.</a> Neuroreport. 14, 1267-1271 (2003).</li>
<li>Shankar, P. N., Kumar, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Experimental+Determination+of+the+Kinematic+Viscosity+of+Glycerol-Water+Mixtures%5BTitle%5D)+AND+%22Proc.+Mathematical+and+Physical+Sci%22%5BJournal%5D)">Experimental Determination of the Kinematic Viscosity of Glycerol-Water Mixtures.</a> Proc. Mathematical and Physical Sci. 444, 573-581 (1994).</li>
<li>Tryba, A. K., Ritzmann, R. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Multi-Joint+coordination+during+walking+and+foothold+searching+in+the+Blaberus+cockroach+I.+Kinematics+and+electromyograms%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurophysiol%22%5BJournal%5D)">Multi-Joint coordination during walking and foothold searching in the Blaberus cockroach I. Kinematics and electromyograms.</a> J Neurophysiol. 83, 3323-3336 Forthcoming.</li>
<li>Tryba, A. K., Ritzmann, R. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Multi-Joint+coordination+during+walking+and+foothold+searching+in+the+Blaberus+cockroach.+II.+Extensor+motor+neuron+pattern%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurophysiol%22%5BJournal%5D)">Multi-Joint coordination during walking and foothold searching in the Blaberus cockroach. II. Extensor motor neuron pattern.</a> J Neurophysiol. 83, 3337-3350 Forthcoming.</li>
<li>Tsuchida, Y., Hama, N., Takahata, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((An+optical+telemetry+system+for+underwater+recording+of+electromyogram+and+neuronal+activity+from+non-tethered+crayfish%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurosci+Methods%22%5BJournal%5D)">An optical telemetry system for underwater recording of electromyogram and neuronal activity from non-tethered crayfish.</a> J Neurosci Methods. 137, 103-109 (2004).</li>
<li>Wang, H., Ando, N., Kanzaki, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Active+control+of+free+flight+maneuvers+in+a+hawkmoth%2C+Agrius+convolvuli%5BTitle%5D)+AND+%22J+Exp+Biol%22%5BJournal%5D)">Active control of free flight maneuvers in a hawkmoth, Agrius convolvuli.</a> J Exp Biol. 211, 423-432 (2008).</li>
</ol>

Nous avons décrit une configuration qui permet la génération optiquement induite de transformer les comportements et les permis dans une large mesure le découplage de l&#39;activité neuronale de marche générées par les effets passive provoquée par le déplacement mécanique de la marche d&#39;autres membres sur le terrain. Flux d&#39;informations potentielles entre les jambes à travers le système nerveux au sujet des forces de réaction au sol ou contactez tarse, d&#39;autre part, est encore possible et permet à l&#39;expérimentateur d&#39;étudier l&#39;influence de ces informations dans la préparation réduite. Les principaux avantages de la configuration surface glissante comprennent que les animaux montrent une tendance très forte à marcher, et contrairement à la marche ou le pied sur une treadwheel, l&#39;animal peut effectuer des mouvements de swing et la phase d&#39;appui dans toutes les directions de la marche naturelle. En outre, les degrés de liberté pour toutes les pattes de l&#39;animal permettent de réaliser la courbe de marche si elle est une préparation intacte ou semi-intactes. Parce que les jambes ne peuvent pas être passivement manipulée par le simple mouvement vers l&#39;avant de l&#39;animal ou le mouvement du substrat en dessous, chaque mouvement reflète la puissance du moteur de cette jambe (Cruse, 1976; Graham et Wendler, 1981). La configuration est très approprié pour étudier les bases neuronales des comportements adaptatifs tels que le tournage ou en avant vs marche arrière, parce que l&#39;on peut combiner des enregistrements électrophysiologiques de l&#39;activité motrice de l&#39;analyse de la cinématique mouvements des membres. Nous avons utilisé la réponse optomoteur l&#39;insecte bâton à susciter la marche. Les réponses de l&#39;animal à l&#39;rayures tournantes montrent leur volonté de réaliser la courbe de marche alors attaché sur la surface glissante. Le plus surprenant pour nous, les jambes unique en une seule jambe préparation qualitative montrent le même schéma que le déplacement chez l&#39;animal intact. Nous avons donc raison de croire que le contrôle de la marche courbe peut fonctionner pratiquement sans coordination entrée sensorielle à partir jambes voisins. Il sera important de tester dans d&#39;autres expériences si l&#39;activité des neurones moteurs de la jambe enlevée est également influencée par le modèle optomoteur. La configuration peut facilement être modifié pour permettre l&#39;étude d&#39;autres tâches telles que droites avant et en arrière la marche en plaçant une seule rayure à l&#39;avant de l&#39;animal ou en tirant doucement les antennes. La mesure précise de contact avec le sol nous permet de corréler l&#39;activité musculaire et la position de la jambe. La haute résolution temporelle de ce signal contact électrique est mieux que 1ms et nous conduit à un nouvel aperçu du calendrier de l&#39;interrupteur du swing au phase d&#39;appui. La résolution est pire pour la position de balancer de transition en raison du retard en cisaillement du lubrifiant conducteur et une absence de besoin d&#39;une complète lift-off lors de la protraction sur la surface glissante. Néanmoins, les connaissances sur la balançoire précis pour la transition attitude est une étape particulièrement utile en premier si nous voulons comprendre les mécanismes que le timing de muscle de contrôle et la coordination des activités des muscles de la jambe dans différents contextes de comportement (voir aussi: Büschges et al, 2008;. Büschges &amp; Gruhn 2008). Comme exemple, nous avons utilisé l&#39;écarteur et les muscles coxae rapporteur de la jambe du milieu et justement son activité corrélée avec la commutation, du swing au phase d&#39;appui pendant que nous surveillés simultanément le contexte comportemental dans lequel la jambe a été utilisé. À cette fin, nous avons induit la marche et l&#39;activité musculaire enregistrée en continu. Une jambe peut être donnée une à l&#39;intérieur ou une jambe à l&#39;extérieur, selon le sens de rotation. Dans la jambe milieu step, agissant comme une jambe à l&#39;intérieur dans le sens fonctionnel, on peut observer que les muscles rétracteurs et du rapporteur peut à la fois le travail que les muscles attitude fonctionnelle, car la jambe vers l&#39;arrière par intermittence produit étapes, en plus de pas en avant réalisé (voir Fig.4 ). Le électromyogrammes (EMG) de deux muscles ont été rectifiées et normalisé à l&#39;époque de touch-down et la latence des pics premier muscle a été calculée. Fait intéressant, les latences des deux muscles à l&#39;égard de décollage et touch-down dépendent de la fonction du muscle comme le swing ou de la position respective des muscles (voir Fig.4) et non sur le muscle lui-même, et ne montrent que des modifications mineures dans la moment d&#39;apparition de l&#39;activité. La plupart des explications pour le changement d&#39;état du swing à la position supposer que les signaux sensoriels de déclencher des contacts tarsien le début de la posture. La question intéressante de la façon dont les latences courtes entre touch-down et de l&#39;activation des muscles dans le phasme est apporté et sur ce que l&#39;information sensorielle qu&#39;ils dépendent peuvent désormais être traitées avec la configuration modifiée. En résumé, nous montrons une configuration surface glissante qui nous permet de recueillir de manière fiable à marcher tout droit et la courbe de phasmes stationnaire. Cinématique, l&#39;activité musculaire et le moment de toucher des roues du tarse et de lift-off peuvent être surveillés et corrélé dans les deux différents comportementales contexts au même moment. Cela nous donne un excellent outil pour étudier le lien entre l&#39;activité musculaire détaillé et le contexte de comportement pour une seule jambe, ainsi que dans l&#39;animal intact et les mécanismes sous-jacents.

<table><tbody><tr><td>Colle époxy bi-composant</td><td>UHU plus, UHU GmbH, Allemagne</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Écrans en verre (diamètre 130 mm)</td><td>Linos Photonics</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Ciment dentaire</td><td>ProTemp II, 3M ESPE, Seefeld, Allemagne</td><td>3M Id : 70-2011-0358-0 Numéro de catalogue : 46430</td><td>Disponible via 3M (&lt;a href=&quot;http://www.3m.com/">http://www.3m.com/&lt;/a&gt;) ou auprès de fournisseurs dentaires</td></tr><tr><td>Pigments fluorescents </td><td>Dr. Kremer Farbm&amp;uuml;hle, Aichstetten, Allemagne</td><td>N° de cat. : par exemple 56200 Pigment Fluorescent Jaune Doré 56350 Pigment Fluorescent Rouge Flamme</td><td>&lt;a href=&quot;http://kremer-pigmente.de/en">http://kremer-pigmente.de/en&lt;/a&gt; ou &lt;a href=&quot;http://www.kremerpigments.com/">http://www.kremerpigments.com/&lt;/a&gt;</td></tr><tr><td>Colle histocril</td><td>3M</td><td></td><td>fournisseur : WPI</td></tr><tr><td>Fil de cuivre gainé</td><td>Elektrisola Eckernhagen</td><td></td><td>&lt;a href=&quot;http://www.elektrisola.com/">http://www.elektrisola.com/&lt;/a&gt;</td></tr><tr><td>Crème pour électrode </td><td>Marquette Hellige, Fribourg, Allemagne</td><td></td><td>Le produit est désormais discontinué, nous suggérons par exemple : &lt;a href=&quot;http://www.grasstechnologies.com">www.grasstechnologies.com&lt;/a&gt;</td></tr><tr><td>Générateur d'impulsions </td><td>Modèle MS501, atelier électronique, Institut de Zoologie, Cologne, Allemagne</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Amplificateur synchrone </td><td>Institut de Zoologie</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Convertisseur analogique-numérique </td><td>Cambridge Electronic Design</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Préamplificateur </td><td>Institut de Zoologie</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Caméra vidéo haute vitesse </td><td>Allied Vision Technologies</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Réseaux de LED UV </td><td>Institut de Zoologie</td><td></td><td>30-50 V CC, atelier électronique&lt;br/&gt;
&amp;#955;390-395 nm&lt;br/&gt;Luminance 24 cd</td></tr><tr><td>Logiciel de numérisation Spike2 </td><td>Vers. 5.05, CED, Cambridge, Royaume-Uni</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Logiciel de suivi du mouvement </td><td>Service Mikromak, Berlin, Allemagne</td><td>WINanalyze, Vers. 1.9</td><td></td></tr></tbody></table>

etudier la base neurophysiologique de comportement locomoteur adaptive chez les insectes

Studying the Neural Basis of Adaptive Locomotor Behavior in Insects

Etudier les bases neurales de la marche de comportement, l&#39;un se heurte souvent au problème qu&#39;il est difficile de séparer la production neuronale produite intensification de ces mouvements de la jambe qui résultent de forces passives et les interactions avec d&#39;autres jambes à travers le contact commun avec le substrat. Si nous voulons comprendre, qui s&#39;inscrit dans un mouvement donné est produit par la sortie du système nerveux moteur, analyse cinématique des mouvements pas à pas, par conséquent, doit être complétée par des enregistrements électrophysiologiques de l&#39;activité motrice. L&#39;enregistrement de l&#39;activité neuronale ou musculaire chez un animal un comportement est souvent limité par l&#39;équipement d&#39;électrophysiologie qui peut contraindre l&#39;animal dans sa capacité à se déplacer avec autant de degrés de liberté que possible. Cela peut être évité en utilisant des électrodes implantables et ensuite avoir le déplacement des animaux sur une longe longue (ie Clarac et al, 1987;. Duch &amp; Pflüger, 1995; Böhm et al, 1997;. Gruhn &amp; Rathmayer, 2002) ou en transmettant les données en utilisant des dispositifs télémétriques (Kutsch et al, 1993; Fischer et al, 1996;. Tsuchida et al 2004;. Hama et al, 2007;.. Wang et al, 2008). Ces deux méthodes élégantes, qui sont utilisés avec succès dans les grands arthropodes, s&#39;avèrent souvent difficiles à appliquer dans la marche des insectes plus petits, qui soit facilement se coincer dans la longe longue ou sont entravés par le poids de l&#39;appareil télémétrique et ses batteries. En outre, dans tous ces cas, il est encore impossible de distinguer entre la base purement neuronale de la locomotion et les effets exercés par couplage mécanique entre les jambes de marche à travers le substrat. Une solution à ce problème est de mener des expériences dans un animal attaché qui est libre de se promener en place et qui est localement suspendu, par exemple sur une surface glissante, ce qui élimine efficacement la mécanique de contact plus de terrain. Cela a été utilisé pour étudier les réponses d&#39;échappement (Camhi et Nolen, 1981; Camhi et Levy, 1988), en tournant (Tryba et Ritzman, 2000a, b;. Gruhn et al, 2009a), marche arrière (Graham et Epstein, 1985) ou changements de vitesse (Gruhn et al., 2009b) et il permet à l&#39;expérimentateur facile de combiner intra-et extracellulaire avec la physiologie des analyses cinématiques (Gruhn et al., 2006). Nous utilisons une configuration de surface glissante pour enquêter sur le timing des muscles des jambes dans le phasme se comporter à l&#39;égard de touch-down et le décollage sous différents paradigmes comportementaux tels que marcher tout droit vers l&#39;avant et incurvée dans les préparations intactes et réduit.

Nous décrivons une méthode pour enregistrer l&#39;activité motrice, à temps pour le signal de contact du tarse électriquement enregistrées dans un insecte captif, en marchant sur une surface glissante. Ceci est utilisé pour étudier les bases neurales du comportement adaptatif sous l&#39;influence réduite des interactions mécaniques entre les jambes à travers le substrat.

Etudier la base neurophysiologique de comportement locomoteur Adaptive chez les insectes

Lors de l'étude des bases neurales du comportement de la marche, on est souvent confronté au problème de la difficulté à séparer la production motrice du pas générée par les neurones de celle...

L'objectif général de cette procédure est d'analyser la physiologie musculaire des pattes ainsi que leur chronologie et leurs cinématiques chez un insecte attaché durant différentes situations de marche. L'insecte bâton *Carausius morosus* est utilisé pour cette étude car, par rapport à d'autres insectes, il est relativement grand et possède des ganglions segmentaires clairement séparés.Tout d'abord, l'animal est fixé et marqué pour le suivi vidéo en fluorescence. Ensuite, des électrodes EMG sont placées dans les muscles protracteurs et rétracteurs. Puis suit la préparation de l'insecte fixé pour l'enregistrement du contact tarsien sur une surface glissante.La dernière étape de la procédure consiste à enregistrer simultanément l'activité musculaire des pattes et le contact tarsien lors de différentes situations de marche. En fin de compte, on peut obtenir des résultats montrant des modifications dans le timing musculaire. Selon le contexte comportemental, une patte est utilisée dans le cadre de l'avantage principal de cette méthode par rapport aux techniques existantes telles que l'étude.La marche sur des boules de trekking supprime le couplage mécanique avec le sol. Cette méthode peut aider à répondre à des questions fondamentales en matière de contrôle moteur, comme la contribution d'une patte unique à la marche chez un animal à pattes motrices. Les implications de cette technique ouvrent le champ à l'étude du comportement locomoteur adaptatif, car nous pouvons désormais étudier les changements de vitesse de marche et de direction de marche au niveau individuel de chaque patte, démontrant ainsi que le dispositif expérimental sera performant.Peter Boha, un technicien de mon laboratoire, deux plaques de laiton nickelées solidement assemblées et isolées l'une de l'autre par une bande de deux millimètres de large composée de deux composants. Une résine époxy est utilisée pour préparer la surface glissante destinée à l'animal ; lubrifiez chaque moitié de la plaque séparément avec un mélange conducteur de glycérine et de solution saline à l’aide d’un morceau de tissu doux. Lorsqu’il est correctement appliqué, le liquide doit avoir une épaisseur comprise entre 0,1 et 0,2 millimètre et produire une viscosité cinématique de surface d’environ 430 centistokes.Deux écrans circulaires en verre dépoli sont placés devant la plaque de telle sorte que, pendant une expérience, ils se trouvent à 70 millimètres des yeux de l'animal. Lorsqu'un motif rayé en mouvement est projeté sur ces écrans, l'animal commence à marcher vers l'avant. La marche est induite par un motif progressif sur les deux écrans avec des rayures se déplaçant vers l'extérieur, ou par un unique faisceau noir sur fond blanc placé entre les écrans, ce qui peut provoquer des séquences de marche rectiligne plus longues.Si des motifs de bandes progressifs se déplaçant dans la même direction induisent une rotation. Une fois le dispositif expérimental assemblé, l'animal peut être préparé pour une expérience à l'aide d'un lien en ciment dentaire, en fixant un insecte bâton femelle adulte par le côté ventral sur un fin bâtonnet, qui est attaché à un tube en laiton muni d'une douille. La tête et les pattes dépassent par l'avant et les côtés du support afin de permettre leur mouvement libre.Ensuite, des pigments fluorescents mélangés à du ciment dentaire sont utilisés pour marquer la tête, le thorax ainsi que le fémur distal et le tibia de chaque patte, en vue d'un suivi vidéo ultérieur. L'activité musculaire de l'animal est enregistrée à l'aide d'électrodes EMG implantées dans le thorax.Le signal est amplifié 100 fois dans un préamplificateur, puis amplifié 10 fois et filtré entre 100 hertz et 2000 hertz avant d'être converti en un signal numérique. Les électrodes sont fabriquées à partir de deux fils de cuivre gainés enduits de colle, puis torsadés l'un autour de l'autre ; on soude une extrémité du fil torsadé à une mini-fiche et on coupe l'autre extrémité à l'aide d'une pointe fine. On perce de petits trous dans la cuticule à l'aide d'une poinçonneuse afin de faire passer l'électrode. Pour entrer en contact avec les muscles, placez la mini-fiche située à une extrémité du fil dans la prise fixée au tube en laiton auquel l'animal est attaché.Insérez l'extrémité coupée d'une électrode à travers le trou juste sous la cuticule, dans un muscle, de sorte que les deux fils de chaque électrode soient placés dans des trous séparés d'environ un millimètre. Pour maintenir les fils en place, nous utilisons une petite goutte de colle acrylique histologique. Un fil supplémentaire est inséré dans l'abdomen, qui servira d'électrode de référence afin de comprendre la relation entre la cinématique de la marche de l'insecte et la physiologie musculaire.Le contact du tarse pendant la marche est mesuré lors de l'enregistrement EMG : retirez l'isolation à l'extrémité d'un morceau de fil de cuivre de 15 centimètres de long à l'aide d'alcool afin de pouvoir mesurer le passage du courant à travers le tarse. Ensuite, formez une boucle à une extrémité du fil, glissez-la sur le tarse de l'animal et serrez-la à l'extrémité distale du tibia. Le fil est alors fixé sur le thorax de l'animal à l'aide d'une goutte de ciment dentaire, et le bout fixé dans le tube en laiton, auquel l'animal est collé, est relié à un micromanipulateur.Afin de permettre un réglage de la hauteur de l'animal entre sept et douze millimètres au-dessus de la surface glissante, ce qui correspond à la hauteur de l'insecte lorsqu'il marche librement à travers une pince d'alligator, l'autre extrémité du fil est ensuite reliée à l'amplificateur différentiel synchrone. On applique une goutte de crème électrode sur les zones de contact afin d'améliorer la conductivité du fil. À ses extrémités, le circuit est complété en connectant la plaque à l'amplificateur à l'aide de fiches situées à la base de la plaque.Un générateur d'impulsions crée un signal qui est appliqué aux deux moitiés de la plaque via ces fiches. L'une des bornes de la plaque est reliée à l'amplificateur et sert de signal de référence. Désormais, avec l'animal en place et les fils attachés, sa patte devient un interrupteur et un courant circule à travers le tarse, fermant ainsi le circuit entre la plaque et l'amplificateur.Cela produit un signal avec un temps d'avance inférieur à une milliseconde au contact et un signal retardé au relâchement. L'intensité du signal est testée en déplaçant le tarse vers le haut et vers le bas. Les fils EMG sont ensuite connectés aux amplificateurs.Le signal déclencheur pour la caméra est enregistré simultanément avec le contact tarsien et l'enregistrement EMG afin de permettre une corrélation trame par trame des signaux. Désormais, une séquence de marche peut être enregistrée avec l'animal en place et tout le matériel fixé. Le motif visuel et l'enregistrement vidéo sont démarrés simultanément afin de créer un enregistrement visuel du mouvement servant de contrôle.À l’aide d’une caméra vidéo haute vitesse de 100 images par seconde, enregistrer les mouvements des pattes par-dessus et à travers un miroir placé à un angle de 45 degrés derrière l’animal. Si l’animal ne commence pas la locomotion spontanément, il peut être stimulé au niveau de l’abdomen à l’aide d’un pinceau ou par un souffle dirigé vers les antennes. Le suivi des marqueurs fluorescents sur l’animal peut être amélioré en éclairant l’animal avec un ensemble de diodes électroluminescentes bleues et en fixant un filtre jaune sur l’objectif de la caméra.Cela supprime les courtes longueurs d'onde de la lumière d'activation et ajoute du contraste à la vidéo. Enregistrez d'abord la séquence de marche de l'animal intact comme témoin. La modification des stimuli visuels change la direction de la locomotion.Si désiré, amputer les pattes en pinçant le fémur avec une paire de pinces et laisser l'animal se remettre pendant 30 minutes. Le rôle physiologique des pattes manquantes peut maintenant être évalué. Les points sur cette image indiquent les positions des électrodes dans les muscles protracteurs et rétracteurs de la patte médiane.Dans cette préparation EMG, les pattes avant et arrière ont été retirées afin d'étudier l'effet des pattes voisines sur la cinématique et l'activité musculaire des pattes médianes. À présent, les données de cet enregistrement d'un animal en virage montrent, dans la trace supérieure, le signal de contact tarsien. La trace inférieure montre quant à elle l'EMG du muscle rétracteur.Pendant les pas en avant au début de la trace, le rétracteur est actif en phase d'appui, lorsque la patte est en contact avec le sol. Après un court changement, la patte effectue des pas vers l'arrière et le rétracteur est actif en phase de balancement, lorsque la patte est en l'air. Voici une vue complète de toutes les données recueillies pendant que l'animal marche : en haut se trouve l'enregistrement EMG du muscle protracteur.Au centre se trouve l'enregistrement EMG des muscles rétracteurs, et ci-dessous le signal de contact tarsien. Dans l'encart, on peut observer les mouvements réels de l'animal capturés par la caméra à haute vitesse. L'activité alternée des enregistrements EMG correspond à l'activité des deux muscles au cours du cycle de la marche.Le muscle protracteur est actif juste avant et pendant la phase de balancement, et le rétracteur est actif après le contact au sol et pendant la phase d'appui. Une fois maîtrisée, la préparation peut être réalisée en moins de 90 minutes, et des données peuvent être acquises pendant plusieurs heures après cette procédure. D'autres méthodes, telles que l'analyse cinématique ou l'enregistrement de cellules uniques, peuvent être effectuées chez un animal en comportement quasi intact après son développement.Cette technique a aidé les chercheurs dans le domaine du contrôle moteur à répondre à des questions sur la manière dont des appendices individuels génèrent des motifs locomoteurs flexibles et adaptatifs.

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