Name: Électrophysiologie de Scorpion Peg Sensilles (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2011-04-13T13:00:00.000+00:00
Duration: 7 min 50 s
Description: Découvrez l'électrophysiologie des sensilles en forme de cheville sur les pectines de scorpion. Cette méthode d'enregistrement par pointe permet d'isoler la stimulation chimique sur une sensille individuelle sans affecter ses voisines.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

playerTrialDesktop

Nous remercions le Fonds de la vie, Université de l&#39;Oklahoma Undergraduate Research Opportunities Program, et le département de zoologie du financement de ce travail. Nous remercions également le Dr Hoefnagels Mariëlle de l&#39;aide éditoriale.

1. Pré-enregistrement, la préparation des animaux vivants <ol><li> Retirez le scorpion de son pot d&#39;origine et le placer dans un récipient en verre pré-réfrigérés; Ensuite, placez le pot contenant le scorpion dans un environnement de congélation (-5 ° C) pendant un minimum de deux minutes. Ce temps peut varier en fonction de l&#39;âge, la taille, espèces, etc spécifiques de l&#39;scorpion sous étude. Mais généralement, la phase de l&#39;environnement de congélation est terminée une fois que l&#39;animal est immobile. </li><li> Après deux minutes, retirez le immobilisé scorpions du récipient en verre à froid, et placez-le face ventrale sur une lame de microscope. Fixez le dard, la queue, les pattes et pédipalpes avec de l&#39;argile malléable (à base d&#39;huile, Van Aken Plastalina). </li><li> Faire une plate-forme sur laquelle mettre pectines du scorpion. Ajuster la longueur de la plate-forme et la largeur en fonction de la taille du pecten. Typiquement, nos plates-formes sont construites à partir de couvercle en verre de microscope et sont environ 10 (L) x 18 (W) mm. </li><li> Adhérer ruban adhésif double-face à la plateforme pecten, parage de la bande (si nécessaire) pour s&#39;adapter. </li><li> Pour faire une chambre pectinal, mettez trois des quatre côtés de la plateforme en pré-fondu de cire (nous utilisons des puces de cire d&#39;abeille 100%) à une profondeur de 3-4 mm. Nous fondre la cire en plaçant les jetons dans un plat en verre de Pétri, situé sur une plaque chauffante. Une fois la cire sur les bords de la chambre de pectinal est refroidi à température ambiante, ce qui devrait créer des murs de la cire d&#39;environ 1 mm de haut. </li><li> Sur l&#39;animal, repérer le point d&#39;insertion pectinal, et placez le bord non ciré de la plateforme (bandes latérales-up) juste derrière elle. Par la suite, de stabiliser la plate-forme (afin qu&#39;elle ne bouge pas plus tard) en appuyant doucement sur sa droite et à gauche contre les bords périphériques de l&#39;argile utilisée pour empêcher les jambes de l&#39;animal. </li><li> Utilisez une pince à pointe fine pour placer soigneusement le pecten ou pectines intérieur de la chambre. Plus précisément, en utilisant une pince, tenez le pecten long de la colonne pectinal, et ramenez doucement le pecten de dessous le couvercle en verre et abaissez-le sur le plancher de la nacelle adhésif. Établir un lien pecten-à-bande en appliquant soigneusement la pression de la colonne vertébrale pectinal. </li><li> Maintenant, appliquez la cire fondue (nous utilisons une spatule métallique préalablement chauffé) au bord de l&#39;ONU-ciré de la plateforme. Le but est double, pour sécuriser le pecten et à entourer complètement la chambre pour l&#39;introduction d&#39;huile minérale à venir. Faites preuve de prudence lors de l&#39;application de la cire sur pecten de l&#39;animal, car il est possible d&#39;endommager le pecten avec de la cire trop chaude. </li><li> La construction de chambre pecten est terminée. Ensuite, établir une connexion avec électrode indifférente hémolymphe de l&#39;animal par l&#39;insertion d&#39;un fil d&#39;argent entre deux segments de la queue. </li></ol> 2. Simultanée d&#39;enregistrement extracellulaire et chimiques de stimulation <ol><li> Nous préparons l&#39;animal 24 h avant de mener extracellulaire, pointe-enregistrements, qui, entre autres raisons (l&#39;ajustement des animaux à savoir la position fixe), permet le temps de fabriquer sur les pipettes d&#39;un stimulant spécifique (sensillum-dépendant) pointe diamètre. Nous utilisons un extracteur micropipette pour réaliser de telles spécifications. Idéalement, le diamètre de la pipette est ≈ 2 um plus grand que le diamètre des pores sensillar. Nous ajustons nos spécifications micropipette conséquence pour chaque animal. </li><li> 1 h avant l&#39;enregistrement, nous ajoutons 5 ul d&#39;huile minérale dans la chambre de pectinal, submergeant le pecten dans l&#39;huile. Ensuite, nous avons la position de l&#39;animal sous un microscope très puissant, qui a longtemps travaille objectifs de distance et épi-illumination. </li><li> Pour stimuler chimiquement peg sensilles, nous introduisons sapides aqueuse (c&#39;est à dire l&#39;acide citrique et de sel) par le moyen du pétrole. Tout d&#39;abord, nous utilisons une charge micropipette pour injecter le stimulant dans la pipette stimulant. Remarque: toutes les solutions doivent contenir des stimulants de l&#39;électrolyte pour la conductance électrique. </li><li> Ensuite, après le positionnement de la pipette stimulant sur un micromanipulateur (dans le banc d&#39;enregistrement), insérez l&#39;électrode d&#39;enregistrement dans le émoussé, extrémité ouverte de la pipette stimulant. Il est important pour assurer le contact entre l&#39;électrode métallique et une solution électrolytique stimulants. </li><li> Une fois la préparation est électriquement à la terre (via l&#39;électrode indifférente), tout simplement inférieure de la pipette à travers le milieu du pétrole et sur un pore sensillar. La durée de la stimulation chimique par sensillum pectinal peut varier d&#39;autant que trente minutes pour aussi peu que d&#39;une seconde. Généralement, nous pouvons l&#39;échantillon chevilles multiples (&gt; 30) par pipette. Dans le cas où la pipette stimulants devient obstrué par des débris minute, il suffit d&#39;échanger la pipette bouchée d&#39;une nouvelle pipette inutilisés. </li></ol> 3. Préparation d&#39;un animal pendant plusieurs jours d&#39;expérimentation <ol><li> Si l&#39;animal est à utiliser sur une période prolongée, nous recommandons de réutiliser la chambre pectinal et le remplacement du goutte d&#39;huile minérale pour chaque session d&#39;enregistrement. Après la session d&#39;enregistrement d&#39;un jour donné est complet, enlever l&#39;animal de l&#39;enregistrement mis en place et effectuer un lavage de l&#39;huile minérale. </li><li> Specifically, ajouter une autre goutte (5 pi) de l&#39;huile minérale dans la chambre, et enlever toute l&#39;huile. Cela permet de minimiser la présence de stimulants résiduelle, qui peut avoir filtré de la pipette lors de la session d&#39;enregistrement. </li><li> Avant la prochaine session, ajouter une goutte d&#39;huile comme décrit précédemment. </li></ol> 4. Les résultats représentatifs: Selon le matériel d&#39;enregistrement utilisé (par exemple l&#39;amplificateur particulier, la numérisation du matériel, etc), un résultat représentatif est un enregistrement extracellulaire avec un grand S: N ratio d&#39;au moins 3:1. La construction réussie de la chambre de l&#39;huile minérale est nécessaire pour isoler la stimulation chimique de sensilles individu, car il fournit un moyen d&#39;offrir sapides chimiques polaires (à base d&#39;eau) 8. S&#39;il ya trop peu d&#39;huile ou pas du tout, la solution stimulants se propage à partir du sensillum enregistrées à son sensilles voisins, ce qui est susceptible de provoquer une période prolongée, Bout incontrôlée de stimulation chimique 8.

<ol><li>Hodgson, E. S., Lettvin, J. Y., Roeder, K. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Physiology+of+a+Primary+Chemoreceptor+unit%5BTitle%5D)+AND+%22Science%22%5BJournal%5D)">Physiology of a Primary Chemoreceptor unit.</a> Science. 12, 417-418 (1955).</li>
<li>Newland, P. L. Taste processing in the insect nervous system. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aNewland%2C+PL+%22Methods+in+Insect+Sensory+Neuroscience%22">Methods in Insect Sensory Neuroscience</a>. Christensen, T. A. , CRC Press. Boca Raton. 289-318 (2005).</li>
<li>Foelix, R. F., Müller-Vorholt, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+fine+structure+of+scorpion+sensory+organs+II.+Pecten+sensilla%5BTitle%5D)+AND+%22Bull.+Br.+Arachnol.+Soc%22%5BJournal%5D)">The fine structure of scorpion sensory organs II. Pecten sensilla.</a> Bull. Br. Arachnol. Soc. 6, 68-74 (1983).</li>
<li>Carthy, J. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Fine+structure+and+function+of+the+sensory+pegs+on+the+scorpion+pecten%5BTitle%5D)+AND+%22Experientia%22%5BJournal%5D)">Fine structure and function of the sensory pegs on the scorpion pecten.</a> Experientia. 22, 89-91 (1966).</li>
<li>Gaffin, D. D., Brownell, P. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Response+properties+of+chemosensory+peg+sensilla+on+the+pectines+of+scorpions%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Comp.+Physiol.+A%22%5BJournal%5D)">Response properties of chemosensory peg sensilla on the pectines of scorpions.</a> J. Comp. Physiol. A. 181, 291-300 (1997).</li>
<li>Wolf, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+pectine+organs+of+the+scorpion%2C+Vaejovis+spinigerus%3A+Structure+and+%28glomerular%29+central+projections%5BTitle%5D)+AND+%22Arthropod+Struct.+Dev%22%5BJournal%5D)">The pectine organs of the scorpion, Vaejovis spinigerus: Structure and (glomerular) central projections.</a> Arthropod Struct. Dev. 37, 67-80 (2008).</li>
<li>Gaffin, D. D., Brownell, P. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Electrophysiological+evidence+of+synaptic+interactions+within+chemosensory+sensilla+of+scorpion+pectines%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Comp.+Physiol.+A%22%5BJournal%5D)">Electrophysiological evidence of synaptic interactions within chemosensory sensilla of scorpion pectines.</a> J. Comp. Physiol. A. 181, 301-307 (1997).</li>
<li>Knowlton, E. D., Gaffin, D. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+new+approach+to+examining+scorpion+peg+sensilla%3A+the+mineral+oil+flood+technique%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Arachnol%22%5BJournal%5D)">A new approach to examining scorpion peg sensilla: the mineral oil flood technique.</a> J. Arachnol. 37, 379-382 (2009).</li>
<li>Knowlton, E. D., Gaffin, D. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+new+tip-recording+method+to+test+scorpion+pecten+chemoresponses+to+water-soluble+stimulants%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Neurosci+Methods%22%5BJournal%5D)">A new tip-recording method to test scorpion pecten chemoresponses to water-soluble stimulants.</a> J. Neurosci Methods. , Forthcoming Forthcoming.</li>
<li>Haupt, S. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Antennal+sucrose+perception+in+the+honey+bee+%28Apis+mellifera+L.%29%3A+behaviour+and+electrophysiology%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Comp.+Physiol.+A%22%5BJournal%5D)">Antennal sucrose perception in the honey bee (Apis mellifera L.): behaviour and electrophysiology.</a> J. Comp. Physiol. A. 190, 735-745 (2004).</li>
<li>Bland, R. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Sensilla+on+the+antennae%2C+mouthparts%2C+and+body+of+the+larva+of+the+alfalfa+weevil%2C+hypera+postica+%28gyllenhal%29+%28Coleoptera+%3A+Curculionidae%29%5BTitle%5D)+AND+%22Int.+J.+Insect+Morphol.+Embryol%22%5BJournal%5D)">Sensilla on the antennae, mouthparts, and body of the larva of the alfalfa weevil, hypera postica (gyllenhal) (Coleoptera : Curculionidae).</a> Int. J. Insect Morphol. Embryol. 12, 261-272 (1983).</li>
<li>Cate, H. S., Derby, C. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Hooded+Sensilla+Homologues%3A+Structural+Variations+of+a+Widely+Distributed+Bimodal+Chemomechanosensillum%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Comp.+Neurol%22%5BJournal%5D)">Hooded Sensilla Homologues: Structural Variations of a Widely Distributed Bimodal Chemomechanosensillum.</a> J. Comp. Neurol. 444, 345-357 (2002).</li>
</ol>

Nous avons déjà publié ces méthodes dans deux revues, Knowlton et Gaffin (2009) et Knowlton et Gaffin (sous presse).

Le protocole ci-dessus décrit comment préparer un désert prairies scorpion (Paruroctonus utahensis) pour l&#39;étude électrophysiologique. Plus précisément, nous montrons comment construire une chambre pour contrôler extracellulaire pointe des enregistrements de neurones pectinal chimiosensoriels dans l&#39;huile. Parce que l&#39;huile et l&#39;eau ne se mélangent pas, il est possible d&#39;isoler la stimulation chimique (à base d&#39;eau stimulants) pour sensilles unique. Il convient de souligner que P. utahensis, est un animal relativement petit (≈ 2,5-5 cm de) et en appliquant ce protocole pour les grands animaux peut nécessiter des ajustements de taille beaucoup, tels que la taille de la plate-forme de l&#39;animal, de chambre, et la quantité d&#39;huile appliquée. Nous recommandons la réalisation d&#39;études pilotes pour tester la quantité minimale d&#39;huile nécessaire pour la livraison contrôlée de stimulants chimiques à base d&#39;eau. Par ailleurs, nous n&#39;avons trouvé aucun effet de l&#39;huile sur l&#39;activité neuronale au sein de base pectinal sensilles 8. Cela devrait être confirmé pour les systèmes d&#39;autres modèles ainsi, avant d&#39;évaluer chemoresponsiveness. Cette méthode peut être utilisée en conjonction avec une autre méthode pour tester les effets d&#39;interaction entre chemoresponse sensilles dans le domaine sensoriel. Par exemple, il est possible de la pointe-record (dans l&#39;huile) d&#39;un sensillum que nous basons-enregistrer (via une électrode de tungstène) à partir d&#39;un sensillum voisins 9. Une telle configuration de l&#39;enregistrement peut être utilisé pour évaluer si oui ou non chimiquement stimulant une sensillum affecte l&#39;activité neuronale de l&#39;sensillum base enregistré. À ce jour, personne n&#39;a testé cela pour scorpion pectinal sensilles, et il reste une question ouverte pour d&#39;autres systèmes chimiosensoriels ainsi. Pour résumer, nous pensons que la méthode de la pointe-enregistrement sous les avances du pétrole de la portée des enquêtes électrophysiologiques dans les bases neurales de la gustation arthropodes. Dans ce manuscrit, nous fournissons un protocole de préparation des animaux pour cette méthode, et nous espérons qu&#39;il constituera une base solide pour une étude plus approfondie des périphériques sensoriels du système nerveux.

<table><tbody><tr><td>Onglet Lift-N-Press</td><td>Ted Pella, Inc.</td><td>16082</td><td>Adhésif double face</td></tr><tr><td>MicroFil</td><td>World Precision Instruments, Inc.</td><td>MF34G</td><td>Remplisseur de micropipette</td></tr><tr><td>Capillaires en verre standards</td><td>World Precision Instruments, Inc.</td><td>1B100F-6</td><td>Pipettes en verre</td></tr><tr><td>Support de micr&amp;#8211;électrode</td><td>World Precision Instruments, Inc.</td><td>MEH3SBW10</td><td></td></tr></tbody></table>

Électrophysiologie de scorpion peg sensilles

Electrophysiology of Scorpion Peg Sensilla

Nous décrivons une modification d&#39;un 1,2 technique de pointe d&#39;enregistrement existants pour enquêter électrophysiologiquement court, comme le PEG-sensorielle sensilles 3,4. Sur la surface la mi-ventrale de tous les scorpions sont deux appendices appelés pectines, qui ont des champs denses de mécano-et chimiosensoriels peg sensilles 5,6. Une méthode pour évaluer chemoresponsiveness de ces sensilles utilise une électrode de tungstène pour l&#39;enregistrement extracellulaire activité neuronale au sein d&#39;un sensillum comme une substance odorante volatile est introduit dans le champ sensoriel 5,7. Les limites de cette méthode comprennent ralentir la collecte de données et l&#39;introduction incontrôlée aux stimulants, et l&#39;enlèvement d&#39;, le champ cheville. Pour surmonter ces limitations, nous avons développé une nouvelle pointe d&#39;enregistrement technique qui utilise de l&#39;huile minérale non polaires comme un moyen par lequel nous livrer à base d&#39;eau sapides au PEG individuels sensilles 8,9. Nous avons appliqué avec succès cette méthode pour obtenir chemoresponses sensillar à l&#39;acide citrique, l&#39;éthanol, et le sel. Nous décrivons ici le protocole expérimental pour une telle étude 9. Nous pensons que cette nouvelle méthode peut être utile pour étudier les propriétés de réponse des autres arthropodes systèmes chimiosensoriels, y compris ceux des insectes 10, 11 et 12 de crustacés.

Cet article décrit une méthode électrophysiologique pour isoler la stimulation chimique de sensilles individuels via extracellulaire, pointe-enregistrements sous huile minérale.

Électrophysiologie de Scorpion Peg Sensilles

Nous décrivons une modification d'une technique d'enregistrement par pointe existante1,2 pour l'étude électrophysiologique de sensilles sensorielles courtes en forme de chevilles3,4. Sur le ...

L'objectif général de cette procédure est d'étudier la physiologie chimiosensorielle des pectines individuelles d'un scorpion. Cela est réalisé en immobilisant d'abord un scorpion anesthésié, le côté ventral vers le haut, sur une lame de verre. À l'aide d'argile à modeler, la mise en place nécessite d'immerger les pectines dans une chambre spécialement conçue remplie d'huile et de préparer des électrodes remplies d'un stimulant chimique.Les réponses chimiosensorielles sont enregistrées au niveau des arilles individuelles sur le peigne, ce qui produit finalement des profils de réponse similaires à ceux des chimio-stimulateurs aqueux. Nous avons utilisé l’enregistrement à partir de la base des arilles tout en dirigeant des stimulants volatils à travers les pores. Le principal avantage de la technique d’enregistrement en bout consiste en ce qu’elle permet d’isoler la stimulation à un seul centum pileux sans affecter l’activité de ses voisins.Cette méthode peut nous aider à répondre à des questions clés dans le domaine de la biologie chimiosensorielle, par exemple, pourquoi les animaux utilisent-ils autant de silles répétées dans la détection et la perception chimiques ? Les scorpions peuvent ne pas sembler être les animaux les plus sûrs à étudier, cependant, toutes les espèces ne sont pas dangereuses ni difficiles à manipuler. Par exemple, les scorpions des prairies désertiques mesurent seulement quatre à cinq centimètres de long, sont faciles à maintenir en laboratoire et piquent rarement s'ils sont manipulés correctement.Si vous êtes piqué, le venin active artificiellement vos neurones sensoriels, dont certains transmettent des informations relatives à la douleur. La sensation disparaît généralement en environ 15 minutes. Les scorpions sont des sujets robustes et peuvent supporter plusieurs jours d'expérimentation, étant souvent réintroduits dans leurs habitats après les tests.Lorsque l'expérience est terminée et qu'il faut immobiliser le scorpion, placez-le dans un récipient en verre préalablement refroidi. Ensuite, placez le récipient contenant le scorpion dans un environnement de congélation pendant au moins deux minutes, puis retirez-le du congélateur lorsque l'animal est immobile. Placez maintenant le scorpion immobilisé, côté ventral vers le haut, sur une lame de microscope.Fixez les pattes de la queue du dard et les pédipalpes avec de l'argile modelable. Les peignes du scorpion sont des structures appariées en forme de peigne situées près des organes sexuels et sont uniques à ces animaux. Une chambre doit être réalisée pour contenir un seul peigne sans l'enlever de l'animal.Tout d'abord, fabriquez une plateforme pour la pectine afin qu'elle s'adapte à une lamelle de verre découpée à environ cinq millimètres sur 18 millimètres. Cela convient généralement bien. Ensuite, fixez un ruban adhésif double face sur la plateforme et taillez l'adhésif si nécessaire pour qu'il s'ajuste correctement.Troisièmement, faites fondre des copeaux de cire d'abeille à 100 % dans un récipient en verre à l'aide d'un chauffe-plaque. Plongez ensuite trois des quatre bords de la plateforme dans la cire fondue sur une profondeur de trois à quatre millimètres. La cire refroidie sert de paroi pour former une chambre.Maintenant, placez le bord non fixé de la plateforme juste en arrière du point d'insertion péctorale sur l'animal. Stabilisez la plateforme en appuyant doucement ses bords périphériques droit et gauche contre l'argile utilisée pour immobiliser les pattes de l'animal, à l'aide de pinces fines. Tenez délicatement l'une des pectines le long de l'épine péctorale et sortez-la soigneusement de sous le couvre-objet, puis abaissez-la sur le fond adhésif de la plateforme.Fixez la pectine en appliquant soigneusement une pression sur l'épine pectinale. Terminez la chambre en utilisant une spatule métallique préchauffée pour appliquer de la cire fondue sur le bord libre de la plateforme. L'animal est maintenant presque prêt pour effectuer des enregistrements d'électrophysiologie.Il est maintenant facile d'établir une connexion avec une électrode indifférente. Insérez un fil d'argent entre deux segments de la queue dans l'hémolymphe du scorpion. Appuyez une partie du fil qui sort de l'animal dans l'argile pour le fixer, en laissant une longueur suffisante pour atteindre l'amplificateur.Mettez maintenant la préparation de côté pendant au moins une heure avant d'effectuer les enregistrements, afin de permettre à la préparation de se stabiliser. Utilisez un tireur de micropipettes pour fabriquer des pipettes dont le diamètre interne est d'environ deux micromètres supérieur à celui du pore du capteur, ce diamètre variant selon les animaux. Une heure avant l'enregistrement, remplissez la chambre de pectine avec cinq microlitres d'huile minérale.Ensuite, positionnez l'animal sous le microscope à fort grossissement équipé d'objectifs à longue distance de travail et d'une illumination épi pour stimuler chimiquement les pégillae. Chargez la pipette de stimulant avec des saveurs aqueuses mélangées à une solution électrolytique. À l'aide d'un remplisseur de micropipettes, fixez ensuite la pipette chargée de stimulant à un micromanipulateur.Insérez maintenant l'électrode d'enregistrement dans l'extrémité ouverte de la pipette de stimulant. Il est important de s'assurer du contact entre l'électrode métallique et la solution électrolytique de stimulant. Connectez les fils des électrodes d'enregistrement et indifférente à un amplificateur différentiel.L'amplificateur est relié à un oscilloscope pour visualiser l'activité électrique et à un haut-parleur pour détecter audiblement les variations électriques. Le dispositif est désormais prêt à effectuer les enregistrements. À l'aide du micromanipulateur, abaissez soigneusement la pipette sur un pore sensoriel.Un changement vers des fréquences plus élevées sera audible lorsqu'un contact électrique s'établit entre l'électrolyte de la pipette et le fluide à l'intérieur du sensilla pédonculé. Le crépitement distinct des potentiels d'action neuronaux peut également être entendu à ce moment-là. La durée de la stimulation chimique par sensilla pédonculé peut varier de trente minutes à une seule seconde.En général, une pipette peut prélever des échantillons sur plus de 30 picots. Remplacez les pipettes bouchées par des pipettes propres. La préparation des pipettes est simple et les obstructions ne sont pas rares ; veillez donc à toujours disposer de pipettes supplémentaires prêtes à l'emploi.Il est possible d'effectuer un enregistrement sur un seul animal pendant plusieurs heures au cours d'une même séance avant de devoir changer l'huile minérale. Un même animal peut être maintenu en place dans le dispositif d'enregistrement pour plusieurs séances d'enregistrement réparties sur plusieurs jours consécutifs. Pour les séances ultérieures, réutilisez la chambre pectorale, mais remplacez l'huile minérale.Il suffit de retirer toute l'ancienne huile à l'aide d'une pipette et d'ajouter une nouvelle goutte. Cela permet de minimiser la présence de stimulant résiduel, qui pourrait s'être échappé de la pipette à stimulant pendant la session d'enregistrement. Voici des enregistrements représentatifs effectués avec différentes solutions stimulantes.Cet enregistrement montre une réponse relativement stable au chlorure de potassium 0,01 molaire. Cette électrode présente une réponse au citrate d'acide 0,1 molaire qui commence de manière beaucoup plus intense, puis diminue en intensité en une fraction de seconde, suivie d'une diminution de la fréquence. Dans une réponse typique à l'éthanol à 30 %, l'enregistrement montre des salves comportant plusieurs pics entre de courtes périodes d'inactivité lorsqu'on compare les enregistrements apicaux de différentes réponses du capteur au même stimulant, comme le citrate d'acide 0,1 molaire.Les réponses sont très similaires. Lors de la réalisation de cette procédure, il est important de se rappeler de remplir la pipette avec un stimulant à base d'eau, qui ne se mélange pas au milieu huileux et permet ainsi de stimuler chimiquement un lum à la fois. Après avoir visionné cette vidéo, vous devriez bien comprendre comment stimuler de manière contrôlée des CIN individuels sur un pecten de scorpion en utilisant l'huile minérale comme milieu.

electrophysiology-of-scorpion-peg-sensilla

Research

Recherche

JoVE Journal

Neuroscience

Neurosciences

Réponses électrophysiologiques des neurones olfactifs sensoriels odorants peuvent être mesurés chez les insectes en utilisant des enregistrements sensillum unique. Dans cet article, vidéo, nous allons montrer comment réaliser des enregistrements sensillum seule dans les antennes de la mouche du vinaigre...

Enregistrements Sensillum simple chez les insectes Drosophila melanogaster Et Anopheles gambiae</em

Insecte systèmes olfactifs offrent des occasions uniques pour l'enregistrement odorant réponses induites dans les formes de electroantennograms (EAG) et les enregistrements sensillum unique (SSR), qui sont résumées les réponses de tous les neurones récepteurs olfactifs (Orns) situé sur l'antenne et de ceux logés dans différents sensilles, respectivement.

Mesures électrophysiologiques à partir d&#39;un système de Moth olfactive

Nous décrivons la dissection du système nerveux du lièvre marin...

Isolation des neurones sensoriels de<em&gt; Aplysia californica</em&gt; Patch pour les enregistrements de serrage des courants glutamatergiques

Cet article décrit le cafard ventrale dissection du nerf de la moelle et des enregistrements extracellulaires du nerf et connecteurs cercal. Réponses évoquées sont générés par la stimulation électrique du nerf cercal ou stimulation mécanique directe de la cerques.

Des circuits neuronaux enregistrement à partir d&#39;un cancrelat système nerveux Intact

Cet article décrit trois préparations du système nerveux à l'aide de sangsues: enregistrement intracellulaire de neurones dans les ganglions ventrale, la culture de neurones de ganglions ventrale, et l'enregistrement d'un morceau de peau innervée de mapper les champs sensoriels.

Intracellulaire enregistrement, le mappage des champs sensorielle, et la culture de neurones identifiés dans le Leech, Hirudo medicinalis</i

Ce protocole décrit l'enregistrement extracellulaire des réponses potentielles d'action tirés par les neurones gustatifs labellar chez la drosophile.

Enregistrement électrophysiologique De<em&gt; Drosophila</em&gt; Labellar Goût Sensilles

Le graphe de pénétration électrique (EPG) est une technique bien établie pour étudier le comportement alimentaire des insectes porteurs de stylet. Nous montrons ici une nouvelle application de l’EPG en tant qu’outil non invasif pour l’acquisition d’enregistrements électrophysiologiques intracellulaires d’éléments de tamis (SE), les cellules qui forment le système vasculaire du phloème chez les plantes.

Une nouvelle application de l&#39;électrique pénétration Graphique (EPG) pour l&#39;acquisition et la mesure des signaux électriques dans le phloème Sieve Elements

Les punaises de lit dépendent des neurones récepteurs olfactifs logés dans leur sensille olfactive antennaire pour détecter les substances sémiochimiques dans l’environnement. À l’aide de l’enregistrement d’un seul sensillum, nous démontrons une méthode pour évaluer la réponse des punaises de lit aux substances sémiochimiques et explorons le processus de codage impliqué.

Utilisation Sensillum simple enregistrement pour détecter les réponses olfactive Neuron des punaises de lit à écomones

Cet article décrit un protocole détaillé et très efficace pour les enregistrements de sensille unique de la basiconica de sensilles sur les palpes des insectes pièces buccales.

Sensille unique Recordings pour Locust Palp sensilles basiconiques

Afin d'observer l'ultrastructure de la sensibilité d'insecte, le protocole de préparation d'échantillon de balayage et de transmission d'électron (SEM et TEM, respectivement) ont été présentés dans l'étude. Tween 20 a été ajouté dans le fixatif pour éviter la déformation de l'échantillon dans LA microscopie de fluorescence DE SEM a été utile pour améliorer la précision de tranchage dans TEM.

Méthode de préparation d'échantillons de microscope électronique de balayage et de transmission pour les appendices du bec de bois

Cette étude présente une manipulation chirurgicale pour exposer le T-DRG chez des souris anesthésiées pour l’imagerie calcique in vivo , ainsi que des enregistrements ECG synchrones. Cette méthode représente un outil de pointe pour étudier la stimulation des nerfs électriques périphériques et les entrées des organes viscéraux thoraciques, ainsi que leurs interactions au niveau sensoriel primaire.

Imagerie calcique et enregistrement ECG in vivo des ganglions de la racine dorsale thoracique (DRG) pour l’étude de la stimulation des nerfs périphériques

Découvrez l'électrophysiologie des sensilles en forme de cheville sur les pectines de scorpion. Cette méthode d'enregistrement par pointe permet d'isoler la stimulation chimique sur une sensille individuelle sans affecter ses voisines.

Électrophysiologie de Scorpion Peg Sensilles

Explorer plus de vidéos