Name: Physiologiques, caractérisation morphologique et neurochimiques des neurones modulée par le Mouvement (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2011-04-21T11:00:00.000+00:00
Duration: 7 min 4 s
Description: Découvrez l'enregistrement électrophysiologique intracellulaire de neurones moteurs mammifères pendant le mouvement. Cette méthode combine morphologie, neurochimie et préservation des connexions synaptiques in vivo.

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Je remercie Anthony Taylor pour la formation initiale dans l&#39;enregistrement intracellulaire in vivo et A Maxwell Brown et David de l&#39;aide pour le développement initial de la technique de coloration intracellulaire. Je remercie M. Argent de l&#39;aide pour la macro collocalization. Beaucoup de chercheurs avec lesquels j&#39;ai collaboré aperçu fourni dans le développement de cette technique dont R. Donga, M. Moritani, P. Luo, R. Ambalavanar. Cette technique a été développée avec un soutien considérable de subventions des NIH DE10132, DE15386 et RR017971.

1. Préparation des animaux <ol><li> Anesthetize rat avec du pentobarbital de sodium (50mg/kg IP) et les placer sur un coussin chauffant. Rasez la peau recouvrant le crâne avec une tondeuse postérieure animal. Vérifiez l'animal pour s'assurer que le niveau chirurgical du niveau de l'anesthésie a été obtenue par des tests de l'absence d'un réflexe de retrait et de la vocalisation lorsque les doigts sont pincés ainsi que l'absence d'un réflexe palpébral. Vérifier le niveau d'anesthésie toutes les 15 minutes et maintenir un niveau chirurgicale de anesthetisa par des injections de pentobarbital de sodium 15mg/kg toutes les 45 minutes. </li><li> Utiliser une technique aseptique et faire une incision dans la région inguinale juste distale au pli formé par l'abdomen et la cuisse intérieure et insérer une canule (1 mm de diamètre, Clay Adams) dans la veine fémorale et l'artère fémorale. Faire une incision médiane dans la région sous-mandibulaire, les muscles sous-hyoïdiens reflètent. Faire une petite incision dans la trachée et insérer une canule (2 mm de diamètre) pour permettre la ventilation. Tye une suture autour de l'trachael cannual pour le fixer en place.Monitor la pression artérielle systémique systolique et diastolique par la canule artérielle. En plus de surveiller le retrait et réflexe palpébral maintenant surveiller la pression artérielle pour évaluer le niveau de l'anesthésie. Administrer une anesthésie supplémentaires si nécessaire par la canule veineuse. </li><li> Placez le rat dans un cadre stéréotaxique et d'effectuer une craniotomie pour exposer le cervelet. Fixer la canule trachéale à un ventilateur de rongeurs. Aérer l'animal avec un volume de 2 cm 3 à un taux de 100/min avec de l'air humidifié. Une pression expiratoire positive de 1 cm H 2 O devraient être maintenus pour éviter l'effondrement du poumon. Toutes les 15 minutes hyperinflate les poumons pour éviter une atélectasie. Puis couvrir la surface du cerveau avec de l'huile minérale chauffée (30 ° C). Soyez prudent pour éviter les grands sinus veineux situé directement sous la jonction entre les os pariétal et interpariétales. </li><li> Appliquez de la colle cyanoacrylate à une tige couplé à un vibrateur électromagnétique et attacher la tige dans le diastème de la mâchoire. Déplacer les signaux de commande en utilisant la mandibule vers le vibreur soit d'une sortie A / D de l'ordinateur ou d'un générateur de signal. </li><li> Placez une électrode siliver-chlorure d'argent mise à la terre sous la peau adjacente à la craniotomie. </li></ol> 2. Préparation de l'électrode <ol><li> Fabriquer des microélectrodes en verre de quartz ou aluminosilicate aide d'un extracteur de microélectrodes horizontale. </li><li> Remplissez la microélectrode avec biotinamide 5-10% dissous dans 0,25 M de KCl et 0,5 M de tampon Tris-HCl (pH 7,6) ou tetramethlyrhodamine 2% dans une solution saline (pH 6). Vérifiez l'impédance d'électrode avec un testeur de l'électrode. Pour enregistrer à partir des axones de grand diamètre fabriquer des électrodes avec une impédance de 60 Ω-80M, pour les petites et les axones des interneurones fabriquer des électrodes avec une impédance de 80-150MΩ. </li><li> Placez la microélectrode dans le stade de la tête de l'électromètre. Visualisez l'électrode à travers un petit télescope (20X avec un réticule de joint) qui est fixé en position derrière la tête de l'animal. En utilisant le télescope est importante car elle permet d'être électrodes positionnées stéréotaxique avec une grande précision. </li></ol> 3. D'enregistrement électrophysiologiques et coloration intracellulaire <ol><li> Faites une petite ouverture dans la pie-mère et surcompenser les commentaires de capacitance de sorte que lorsque l'électrode touche le cerveau un signal de retour est produite. Ceci permet une localisation précise de la surface du cerveau. </li><li> Produire répétées déplacement mandibulaire et faire progresser l'électrode dans le cerveau avec un moteur pas à pas. </li><li> Reconnaître impalements neuronale par une chute brutale du potentiel de DC et identifier intrasomatic impalements neuronale par l'activité synaptique en cours. La vibration de l'électrode avec la surcompensation de la capacité ou de taraudage produisent rarement une pénétration cellulaire de succès. En raison de la haute impédance des électrodes, des réponses neuronales sont rarement observés avant la pénétration. </li><li> Une fois que vous empaler un neurone et la pénétration est considérée comme stable, caractériser la réponse des neurones utilisant la rampe, les détenir et mouvement de la mâchoire sinusoïdale. 5 Carte du champ récepteur des neurones en sondant la peau autour de la tête et intra cavité buccale avec une sonde non-conducteur comme un bâton de bois. Si cela est pertinent à l'étude, d'examiner la réponse du neurone à d'autres stimuli fonctionnellement pertinents tels que la contraction musculaire et des stimuli nocifs. Primaire 6 afférente nociceptive récepteurs neuronaux réagir à des stimuli nociceptifs. Anesthesetics général tels que le sodium pentobarbital ne pas bloquer la conduction axonale dans les neurones afférents primaires mais plutôt baisser la transmission synaptique. Ainsi conduction axonale dans l'axone des neurones afférents primaires est préservée. </li><li> Injecter courant continu (CC, 1-4NA) pour une durée d'injection totale de 15 70nA minutes. Surveiller la pénétration électrode pendant l'injection de courant et cesser si le potentiel de membrane devient plus positif que -30 mV.</li></ol> 4. Le traitement des tissus <ol><li> Euthanasier l'animal par une surdose de pentobarbital (140mg/kg IV) et perfuser avec un vasculaires rinçage (NaCl 0,9% à 38 ° C contenant 500 unités d'héparine et de 2% 1ml xylocaïne suivi par du paraformaldéhyde à 4% en tampon phosphate 0,1 M (pH 7,4) . </li><li> Enlever le cerveau et la section, il à 50-100 microns en utilisant un vibratome soit dans le frontal, sagittal ou horizontal. Secions sont collectés flottement libre dans 25 ° C PBS. </li><li> Processus du cerveau pour la DAB par incubation dans du sérum de chèvre normal de 1-2% et 1% de Triton X-100 dans PBS 0,01 M suivie d'une incubation de l'avidine biotine (1:50 Elite Vectastain). Réagir à l'aide des sections de nickel-DAB avec H 2 O 2. Pour traiter pour le Texas Red, incuber dans des sections complexe avidine-biotine (1:50) dans le PBS pendant une nuit à 4 ° C puis incuber à 4% au Texas Red DCS avidine dans PBST à 4 ° C pendant la nuit. Contre-sections avec une lampe fluorescente Nissl tache (NeuroTrace) 20min à 23 ° C. </li><li> Si neurone a été injecté avec de la rhodamine, de visualiser les neurones injectés directement avec un microscope à fluorescence (Ex 545nm). </li></ol> 5. Combinant méthode avec marquage rétrograde, immunocytochimie, imagerie confocale, analyse quantitative colocalisation Le succès de combiner cette technique avec d'autres méthodes dépend largement de marquage intracellulaire bon. <ol><li> La méthode visualisés ici peut facilement être combiné avec l'étiquetage neuronaux rétrogrades. 7-10 Pour ce faire, anesthésier l'animal et en utilisant une technique aseptique, injecter un traceur neuronal comme la peroxydase de raifort (20% peroxydase de raifort. Sigma VI, Sigma) et 1% de germe de blé aggultinated peroxydase de raifort (Sigma) dans les régions cibles périphériques tels que le muscle masséter. Ce traceur neuronal sera repris dans les axones périphériques et transportés via le transport axonal de la soma du motoneurone. Pour le muscle masséter, 15μl de traceur est injecté dans le muscle en utilisant une solution stérile 10 microseringue microlitre. Les animaux sont ensuite placés sur un coussin chauffant et surveillés jusqu'à ce récupéré de l'anesthésie et ensuite placés dans leurs cages pour la récupération. Après 24h, anesthésier les animaux et physiologiquement caractériser les neurones et intracellulairement les tacher. Puis perfuser l'animal tel que décrit ci-dessus et des coupes de tissus processus pour la présence de HRP utilisant tétraméthylbenzidine (TMB) comme chromogène et le tungstate de sodium comme stabilisateur et intensifiée avec le cobalt. Placer dans des sections de sodium à 1% tungstate dissous dans 0,1 M PBS (pH 6,5) et TMB 0,0007% dissous dans l'éthanol absolu et de l'acétone à 15 ° C pendant 20 min. Puis des coupes de tissus réagissent en ajoutant 1,0 ml de 0,3% H 2 O 2 par 100 ml de solution d'incubation pendant 60 min. Rincez le tissu dans 0,1 M de PBS (pH 6,5) et les placer dans diaminobenzidine 0,05% (pH 7,4), le cobalt 0,02% et 0,01% de H 2 O 2 dans 0,1 M PBS (pH 7,4) pendant 10 min. à 37 ° C. Traiter les tissus pour la visualisation des neurones injectés avec biotinamide tel que décrit et visualiser les relations entre les neurones sensoriels étiquetés et une variété de motoneurones. </li><li> La technique montrée ici peut également facilement être combiné avec immnocytochemistry. 6 À titre d'exemple, immunocytochimique processus du cerveau pour la synaptophysine pour localiser avec précision des synapses dans les neurones marqués (Fig. 3). Pour ce faire, incuber des coupes de cerveau de souris anti-synaptophysine anticorps (1:10.000) pour 2 jours à 4 ° C et ensuite incuber dans FITC anti-souris (1:400) pour 1h à 23 ° C. </li><li> Neurones marqués avec des marqueurs fluorescents ou transformés pour l'imagerie de fluorescence sont idéales pour l'imagerie confocale. La figure 3 est un exemple d'une section optique obtenue avec la microscopie confocale à travers un bouton axone. (Fig. 3). Générer des animations de neurones marqués par l'acquisition de plusieurs sections optiques à travers le neurone marqué (fig. 4). </li><li> Neurones marqués par cette méthode peut être utilisée pour l'analyse quantitative colocalisation. Pour ce faire, utiliser une macro logiciels disponibles publiquement en conjonction avec les NIH image (qui se trouve au http://phy.ucsf.edu/ ° idl / colocalization.htm). Localiser synaptophysine dans les terminaisons axonales simple en combinant marquage intracellulaire avec immunocytochimie synaptophysine 6. </li></ol> 6. Les résultats représentatifs: Un aperçu des résultats représentatifs qui peuvent être obtenus en utilisant cette méthode sont illustrés dans la Figure 1. Ce tronc cérébral seul neurone a été enregistrée au cours électrophysiologiquement mouvement de la mandibule et, comme on peut clairement être vu, la réponse de ce neurone (figure 1 en bas à gauche, la lumière bleue) a été modulée durant le mouvement. Ce neurone a été injecté avec biotinamide après caractérisation électrophysiologique et ensuite traitées pour être visualisées. Le neurone reconstruite (Figure 1 milieu, vert) peut être réelTed à un repère anatomique, dans ce cas, le noyau moteur du trijumeau désigné (cadre rouge). Basé sur la réponse neuronale pendant le mouvement et la reconstruction de ce neurone peut être identifié comme un neurone fuseau musculaire secondaires afférentes. La figure 2 illustre un exemple représentatif de la réponse physiologique d'un neurone lors d'un déplacement mâchoire. La réponse du neurone est représenté comme fréquence de tir instantané. Notez que la réponse neuronale imite étroitement déplacement mandibulaire indiquant que ce neurone particulier fournit la rétroaction sensorielle liée à la position mandibulaire. La figure 3 est une image à fort grossissement d'un axone intracellulaire teinté combiné avec coloration pour la synaptophysine et une Nissl tache. Notez la colocalisation de la synaptophysine (jaune) au sein de l'axone bouton. Figure 4 est une animation d'un seul neurone physiologiquement caractérisé et intracellulaire étiquetés. <img src="/files/ftp_upload/2650/2650fig1.jpg" alt="Figure 1" data-altupdatedat="1787634011000" data-alt="Figure 1"> Figure 1. Aperçu de la méthode. En haut à gauche: déplacement mandibulaire. Moyen d'enregistrement intracellulaire (vert) à partir seul neurone (jaune). La morphologie de ce neurone a été reconstruite après l'enregistrement intracellulaire et de l'injection. Contour rouge indique l'emplacement du noyau moteur du trijumeau. En bas à gauche: la réponse physiologique de ce neurone lors de mouvement de la mâchoire. <img src="/files/ftp_upload/2650/2650fig2.jpg" alt="Figure 2" data-altupdatedat="1787634011000" data-alt="Figure 2"> Figure 2. Représentant réponse physiologique d'un neurone sensoriel seul muscle in vivo enregistrées pendant le mouvement de la mandibule. Notez la similitude de la réponse neuronale avec déplacement mâchoire. <img src="/files/ftp_upload/2650/2650fig3.jpg" alt="Figure 3" data-altupdatedat="1787634011000" data-alt="Figure 3"> Figure 3. Terminal arborisation axonale avec boutons synaptiques (gonflements rouge) d'un neurone intracellulaire teinté sensorielles qui ont répondu au cours du muscle sondage. Après le traitement pour la synaptophysine immunocytochimiques montre la localisation de la synaptophysine dans le bouton axonal (jaune). Le vert est une Nissl colorant fluorescent. Figure 4. Animation du fuseau musculaire neurone axone afférents primaires dont l'état physiologique de réponse a été enregistrée in vivo au cours des mouvements mandibulaires, l'axone a ensuite été teinté intracellulaire et traitées pour la visualisation. <a href="/files/ftp_upload/2650/collateral4.avi">Télécharger une vidéo haute résolution de la figure 4 ici</a> <a href="/files/ftp_upload/2650/medres.mov">Télécharger une vidéo à résolution moyenne de la figure 4 ici</a>

<ol><li>Cuellar, C. A., Tapia, J. A., Juarez, V., Quevedo, J., Linares, P., Marinez, L., Manjarrez, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Propagation+of+sinusoidal+electrical+waves+along+the+spinal+cord+during+a+fictive+motor+task%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Propagation of sinusoidal electrical waves along the spinal cord during a fictive motor task.</a> J. Neurosci. 29, 798-810 (2010).</li>
<li>Frigon, A., Gossard, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Evidence+for+specialized+rhythm-generating+mechanisms+in+the+adult+mammalian+spinal+cord%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Evidence for specialized rhythm-generating mechanisms in the adult mammalian spinal cord.</a> J. Neurosci. 30, 7061-7071 (2010).</li>
<li>Wang, W., Chan, S. S., Heldman, D. A., Moran, D. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Motor+cortical+representation+of+hand+translation+and+rotation+during+reaching%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Motor cortical representation of hand translation and rotation during reaching.</a> J. Neurosci. 30, 958-962 (2010).</li>
<li>Ma, C., He, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+method+for+investigating+cortical+control+of+stand+and+squat+in+conscious+behavioral+monkeys%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Neurosci.+Meth%22%5BJournal%5D)">A method for investigating cortical control of stand and squat in conscious behavioral monkeys.</a> J. Neurosci. Meth. 192, 1-6 (2010).</li>
<li>Dessem, D., Donga, R., Luo, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Primary-+and+secondary-like+jaw-muscle+spindle+afferents+have+characteristic+topographic+distributions%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Neurophysiol%22%5BJournal%5D)">Primary- and secondary-like jaw-muscle spindle afferents have characteristic topographic distributions.</a> J. Neurophysiol. 77, 2925-2944 (1997).</li>
<li>Dessem, D., Moritaini, A., Ambalavanar, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Nociceptive+craniofacial+muscle+primary+afferent+neurons+synapse+in+both+the+rostral+and+caudal+brain+stem%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Neurophysiol%22%5BJournal%5D)">Nociceptive craniofacial muscle primary afferent neurons synapse in both the rostral and caudal brain stem.</a> J. Neurophysiol. 98, 214-223 (2007).</li>
<li>Luo, P., Dessem, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Inputs+from+identified+jaw-muscle+spindle+afferents+to+trigeminothalamic+neurons+in+the+rat%3A+a+double-labeling+study+using+retrograde+HRP+and+intracellular%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Comp.+Neurol%22%5BJournal%5D)">Inputs from identified jaw-muscle spindle afferents to trigeminothalamic neurons in the rat: a double-labeling study using retrograde HRP and intracellular.</a> J. Comp. Neurol. 353, 50-66 (1995).</li>
<li>Dessem, D., Luo, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Jaw-muscle+spindle+afferent+feedback+to+the+cervical+spinal+cord+in+the+rat%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Comp.+Neurol%22%5BJournal%5D)">Jaw-muscle spindle afferent feedback to the cervical spinal cord in the rat.</a> J. Comp. Neurol. 128, 451-459 (1999).</li>
<li>Luo, P., Wong, R., Dessem, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Projection+of+jaw-muscle+spindle+afferents+to+the+caudal+brainstem+in+rats+demonstrated+using+intracellular+biotinamide%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Comp.+Neurol%22%5BJournal%5D)">Projection of jaw-muscle spindle afferents to the caudal brainstem in rats demonstrated using intracellular biotinamide.</a> J. Comp. Neurol. 358, 63-78 (1995).</li>
<li>Luo, P., Dessem, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Ultrastructural+anatomy+of+physiologically+identified+jaw-muscle+spindle+afferent+terminations+onto+retrogradely+labeled+jaw-elevator+motoneurons+in+the+rat%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Comp.+Neurol%22%5BJournal%5D)">Ultrastructural anatomy of physiologically identified jaw-muscle spindle afferent terminations onto retrogradely labeled jaw-elevator motoneurons in the rat.</a> J. Comp. Neurol. 406, 384-401 (1999).</li>
<li>Hassani, O. K., Henny, P., Lee, M. G., Jones, B. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((GABAergic+neurons+intermingled+with+orexin+and+MCH+neurons+in+the+lateral+hypothalamus+discharge+maximally+during+sleep%5BTitle%5D)+AND+%22Eur.+J.+Neurosci%22%5BJournal%5D)">GABAergic neurons intermingled with orexin and MCH neurons in the lateral hypothalamus discharge maximally during sleep.</a> Eur. J. Neurosci. 32, 448-457 (2010).</li>
<li>Inokawa, H., Yamada, H., Matsumoto, N., Muranishi, M., Kimura, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Juxtacellular+labeling+of+tonically+active+neurons+and+phasically+active+neurons+in+the+rat+striatum%5BTitle%5D)+AND+%22Neuroscience%22%5BJournal%5D)">Juxtacellular labeling of tonically active neurons and phasically active neurons in the rat striatum.</a> Neuroscience. 168, 395-404 (2010).</li>
</ol>

Expériences sur les animaux ont été effectuées en conformité avec les règles et orientations et la réglementation énoncées dans le Guide pour les soins et l&#39;utilisation des animaux de laboratoire (NIH Publication No. 86-23, révisée en 1985) et l&#39;Université du Maryland et de protection des animaux Utiliser Comité.

La méthode illustrée ici est une technique puissante qui fournit des informations importantes sur la fonction des neurones individuels et la manière dont la réponse des neurones individuels contribue à des circuits neuronaux. 9 Cette connaissance est fondamentale pour comprendre la fonction sensori-motrices. La plus grande force de cette technique est qu&#39;elle permet la détermination d&#39;un grand nombre de paramètres sur un neurone dont la physiologie, la morphologie et de la morphologie synaptique et la...

<table border="1"><tbody><tr><th> Nom de réactif ou de l&#39;équipement </th><th> Société </th><th> Numéro de catalogue </th><th> Commentaires </th></tr><tr><td> vibrateur électromagnétique </td><td> Ling Dynamic Systems </td><td> V101 </td><td></td></tr><tr><td> générateur de signaux </td><td> Systèmes Commentaires </td><td> PFG605 </td><td> capable de produire le signal de sortie trapézoïdale </td></tr><tr><td> électrode de verre </td><td> Sutter Instruments </td><td> AF100-68-10 </td><td> avec des filaments </td></tr><tr><td> Extracteur d&#39;électrode </td><td> Sutter Instruments </td><td> Modèle P-2000 ou P-80 </td><td></td></tr><tr><td> biotinamide </td><td> Vector Laboratories </td><td> SP-1120 </td><td> conservés à 4 ° C </td></tr><tr><td> Texas Red avidine DCS </td><td> Vector Laboratories </td><td> A-2016 </td><td></td></tr><tr><td> tetramethlyrhodamine </td><td> Molecular Probes </td><td> D-3308 </td><td> 3000 poids moléculaire, la lysine fixable </td></tr><tr><td> de souris anti-synaptophysine d&#39;anticorps </td><td> Chemicon </td><td> MAB5258 </td><td></td></tr><tr><td> colorant fluorescent Nissl </td><td> Neurotrace, Molecular Probes </td><td> N-21480 </td><td></td></tr><tr><td> Testeur d&#39;électrode </td><td> Winston Electronics </td><td> BL-1000-B </td><td> pour mesurer l&#39;impédance d&#39;électrode </td></tr><tr><td> électromètre </td><td> Axon Instruments </td><td> Axoprobe 1A, 2B Axoclamp </td><td></td></tr></tbody></table>

physiologiques, caractérisation morphologique et neurochimiques des neurones modulée par le mouvement

Physiological, Morphological and Neurochemical Characterization of Neurons Modulated by Movement

Le rôle des neurones individuels et leur fonction dans les circuits neuronaux est fondamentale pour comprendre les mécanismes neuronaux de fonctions sensorielles et motrices. La plupart des enquêtes sur des mécanismes sensori compter ni sur l&#39;examen des neurones tout en un animal est de 1,2 statiques ou enregistrer l&#39;activité neuronale extracellulaire lors d&#39;un déplacement. 3,4 Bien que ces études ont fourni le contexte fondamental de la fonction sensorimotrice, soit ils n&#39;évaluent pas l&#39;information fonctionnelle qui se produit pendant un mouvement ou qui sont limités dans leur capacité à caractériser complètement le phénotype anatomie, la physiologie et neurochimique du neurone. Une technique est montré ici, qui permet une caractérisation complète de neurones individuels pendant une vivo dans le mouvement. Cette technique peut être utilisée non seulement pour étudier les neurones afférents primaires, mais aussi pour caractériser les motoneurones et les interneurones sensori-motrices. Initialement, la réponse d&#39;un seul neurone est enregistrée en utilisant des méthodes électrophysiologiques au cours des différents mouvements de la mandibule suivie par la détermination du champ réceptif pour le neurone. Un traceur neuronal intracellulaire est alors injecté dans le neurone et le cerveau sont traitées de telle sorte que le neurone peut être visualisée en microscopie optique, électronique ou confocale (Fig. 1). La morphologie détaillée des neurones est alors caractérisé reconstitué de manière que la morphologie neuronale peut être corrélé avec la réponse physiologique du neurone (fig. 2,3). Dans cette communication, les principaux détails importants et des conseils pour la mise en œuvre réussie de cette technique sont fournis. De précieuses informations complémentaires peuvent être déterminées pour le neurone à l&#39;étude, en combinant cette méthode avec d&#39;autres techniques. Rétrograde étiquetage neuronales peuvent être utilisées pour déterminer les neurones avec lesquels les synapses des neurones marqués; permettant ainsi la détermination détaillée des circuits neuronaux. Immunocytochimie peut être combinée avec cette méthode pour examiner les neurotransmetteurs dans le neurone marqué et pour déterminer les phénotypes chimiques des neurones avec lesquels les synapses des neurones marqués. Le neurone marqué peut également être traitées pour la microscopie électronique pour déterminer les caractéristiques ultrastructurales et microcircuits du neurone étiquetés. Globalement, cette technique est une méthode puissante pour bien caractériser les neurones au cours du mouvement in vivo permettant ainsi des renseignements importants sur le rôle des neurones dans la fonction sensori-motrices.

Une technique est décrite pour quantifier la réponse physiologique au in vivo des neurones de mammifères pendant le mouvement et de corréler la physiologie du neurone avec une morphologie neuronale, le phénotype neurochimique et microcircuits synaptique.

Physiologiques, caractérisation morphologique et neurochimiques des neurones modulée par le Mouvement

Le rôle des neurones individuels et leur fonction au sein des circuits neuronaux sont fondamentaux pour comprendre les mécanismes neuronaux des fonctions sensorielles et motrices...

L'objectif général de cette procédure est d'enregistrer la réponse physiologique de neurones individuels pendant le mouvement, puis de caractériser davantage la morphologie et la neurochimie de ces neurones. Cela est réalisé en anesthésiant d'abord l'animal et en le préparant chirurgicalement. L'étape suivante consiste à enregistrer électrophysiologiquement la réponse intracellulaire de neurones individuels pendant le mouvement.Après avoir perfusé l'animal et traité le cerveau, la dernière étape consiste à visualiser et analyser la réponse physiologique et la morphologie neuronale. En définitive, les techniques d'enregistrement neuronal intracellulaire, d'immunochimie et d'analyse se combinent pour montrer les modulations du potentiel de membrane de neurones individuels pendant le mouvement. Le principal avantage de cette technique par rapport aux méthodes existantes telles que la culture cellulaire est que les connexions neuronales et les entrées synaptiques sont préservées, et que les neurones ne sont ni exautotomisés ni placés dans un milieu artificiel. La veille de l'expérience, injecter un traceur neuronal, tel que la peroxydase de raifort, dans les régions cibles périphérique

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De nombreuses études récentes ont identifié des mutations dans les protéines synaptiques associés à des pathologies cérébrales. Primaire des cultures de neurones corticaux offrent une grande flexibilité dans l'examen des effets de ces protéines associées à la maladie sur la morphologie des épines dendritiques et la motilité.

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Morphogenèse neuronale et la migration sont des événements cruciaux qui sous-tendent le développement normal du cerveau. Ici, nous décrivons des méthodes pour manipuler génétiquement les neurones granulaires du cervelet en culture et le cervelet en développement pour l'évaluation de la morphologie et les caractéristiques de migration des neurones.

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Ce protocole utilise des techniques d’imagerie et d’analyse en trois dimensions (3D) de visualiser et de quantifier les mitochondries nerveuses spécifiques. Les techniques sont applicables à d’autres situations où un signal fluorescent est utilisé pour isoler un sous-ensemble des données d’un autre signal fluorescent.

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L'étude du trafic membranaire est cruciale pour comprendre les fonctions neuronales. Ici, nous introduisons un procédé pour quantifier la motilité des vésicules dans les neurones. C'est une méthode pratique qui peut être adaptée à la quantification du trafic membranaire dans le système nerveux.

Quantification des molécules d&#39;endosome et de lysosome dans les neurones cultivés utilisant des sondes fluorescentes

Ce protocole offre une numérisation de portions de tâches cliniques traditionnelles couramment utilisées pour mesurer la cognition et le contrôle moteur dans la maladie de Parkinson. Les tâches cliniques sont numérisées tandis que les rythmes biophysiques sont co-enregistrés à partir de différents niveaux fonctionnels du système nerveux, allant du volontaire, spontané, automatique à autonome.

Biomarqueurs numériques dynamiques de la fonction motrice et cognitive dans la maladie de Parkinson

Le transport mitochondrial altéré et la morphologie sont impliqués dans diverses maladies neurodegenerative. Le protocole présenté utilise des neurones de cerveaux avant dérivés de cellules souches pluripotentes induits pour évaluer le transport mitochondrial et la morphologie dans la paraplégie spastique héréditaire. Ce protocole permet la caractérisation du trafic mitochondrial le long des axones et l’analyse de leur morphologie, ce qui facilitera l’étude des maladies neurodégénératives.

Analyse du transport mitochondrial et de la morphologie dans les neurones dérivés de cellules souches pluripotentes induites par l’homme dans la paraplégie spastique héréditaire

Surveillance des mouvements des yeux (ou eye tracking) révèle où dans l'espace du regard s'attarde, quand et pour combien de temps. Ici, nous montrons comment le suivi du regard peut être utilisée pour étudier l'intégrité de la mémoire dans les populations de plusieurs participants, sans exiger des rapports verbaux, explicites ou non,.

Surveillance de la mémoire Eye Movement

L'effet de l'apesanteur et hypergravité sur les deux processus hémodynamiques et électrophysiologiques dans le cerveau va être suivi pendant un vol parabolique par des techniques EEG et SPIR. Une étude de faisabilité d'une expérience de plus complexe, ce qui est prévu de réaliser pendant un vol spatial à moyen et long terme.

Cohérence entre la fonction cérébrale corticale et la performance neurocognitifs dans des conditions de gravité Changé

Neurones récepteurs olfactifs (ORNs) convertir les signaux d'odeurs dans un premier récepteur de courant qui à son tour déclenche des potentiels d'action qui sont acheminés à des neurones de second ordre dans le bulbe olfactif. Ici, nous décrivons la technique pipette d'aspiration d'enregistrer simultanément le récepteur olfactif courant induit et des potentiels d'action de ORNs souris.

Odorant induites réponses enregistrées à partir de neurones récepteurs olfactifs en utilisant la technique de la pipette d&#39;aspiration

Découvrez l'enregistrement électrophysiologique intracellulaire de neurones moteurs mammifères pendant le mouvement. Cette méthode combine morphologie, neurochimie et préservation des connexions synaptiques in vivo.

Physiologiques, caractérisation morphologique et neurochimiques des neurones modulée par le Mouvement

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