Méthodes d'évaluation de l'ECG d'indicateurs de risque cardiaque, et la susceptibilité à l'aconitine arythmies induites chez le rat après Etat de mal épileptique

L'objectif général de cette procédure est d'évaluer la fonction cardiaque électrique et la susceptibilité aux arythmies ventriculaires chez des animaux expérimentaux après des crises. Cela est réalisé en insérant d'abord un cathéter d'infusion dans une veine jugulaire d'un animal ayant subi une activité convulsive. Ensuite, des électrodes sont implantées dans les muscles thoraciques afin d'enregistrer les électrocardiogrammes cardiaques ou ECG.

Des ECG sont ensuite enregistrés dans des conditions de contrôle et pendant une perfusion intraveineuse jugulaire d'un agent induisant des arythmies cardiaques. Enfin, les enregistrements d'ECG sont évalués. En définitive, on peut obtenir des résultats montrant que les crises convulsives modifient la fonction cardiaque électrique et augmentent le risque d'arythmies ventriculaires mortelles.

Grâce à l'analyse des enregistrements ECG, les modifications de l'ECG induites par la crise peuvent servir d'indicateur pronostique du risque de mort cardiaque subite. Le principal avantage de cette technique est que ces procédures, non invasives chez l'humain, produisent des enregistrements de l'activité électrique du cœur pouvant être utilisés pour prédire le risque d'arythmies cardiaques mortelles. De plus, chez les modèles animaux, les modifications de l'activité cardiaque peuvent être directement reliées à la susceptibilité aux arythmies.

Cette méthode peut être utilisée pour répondre à la question essentielle dans le domaine des troubles épileptiques, à savoir la relation entre les modifications de l'activité électrique cardiaque et la mort subite d'origine cardiaque après un état de mal épileptique et une épilepsie. Ces techniques ont des implications pour le traitement des troubles épileptiques, concernant les personnes identifiées comme étant à risque de dysfonctionnement cardiaque résultant de crises.

En utilisant cette procédure non invasive, il serait possible de mettre en place une thérapie cardioprotectrice afin de réduire le risque de mort subite cardiaque. Bien que cette méthode puisse fournir des informations sur les dysfonctionnements cardiaques associés aux troubles épileptiques, elle peut également être appliquée à toute condition pathologique pouvant être caractérisée par des arythmies ventriculaires mortelles et pouvant être modélisée chez l'animal. En général, les personnes familiarisées avec les techniques fondamentales et chirurgicales appliquées aux rongeurs ou à d'autres petits animaux ne devraient rencontrer aucune difficulté avec cette méthode.

Nous avons tout d'abord eu l'idée d'utiliser cette méthode, en recherchant une procédure rapide, peu coûteuse et facile à réaliser pour évaluer la fonction cardiaque, applicable également au diagnostic chez l'humain. Avant d'implanter des électrodes d'ECG chez le rat afin de recueillir des données et d'induire des arythmies lors de l'administration intraveineuse d'un agent arythmogène tel que l'aconitine, construisez un cathéter veineux jugulaire à partir d'un morceau de tubulure en polyéthylène PE 50 mesurant 100 millimètres de long en biseautant une extrémité, puis en adoucissant ce biseau. Remplissez ensuite le cathéter avec une solution saline héparinée. Construisez ensuite des électrodes d'enregistrement d'ECG à partir de deux morceaux de fil d'argent gainé mesurant chacun 100 millimètres de long.

Décapez une extrémité des deux fils et soudez-les à un microconnecteur. Ensuite, tordez l'isolant pour former un troisième fil utilisé comme masse. Après le soudage, les fils sont scellés avec de l'époxy. Décapez cinq millimètres d'isolant à l'extrémité distale des fils et jetez-les pour implanter le cathéter veineux jugulaire.

Commencez par anesthésier l'animal par une injection intrapéritonéale d'uréthane. Cette dose suffit à maintenir l'animal dans le bon niveau d'anesthésie pendant toute la durée de la procédure. Il s'agit d'une chirurgie non vitale.

Vérifiez que l'animal se trouve au bon niveau d'anesthésie en effectuant une pression sur l'orteil. Ensuite, rasez le côté droit du cou, de la clavicule jusqu'au menton, ainsi que la poitrine. Puis, désinfectez la zone rasée du cou avec de l'alcool iodé et pratiquez une incision longitudinale dans la peau au-dessus de l'artère carotide, puis écartez l'incision à l'aide d'une pince anatomique courbe à pointes fines.

Séparez délicatement la peau du muscle sous-jacent, puis les muscles qui recouvrent la veine jugulaire. Enfin, en utilisant des techniques similaires, libérez la veine jugulaire du tissu sous-jacent. Placez deux morceaux de soie chirurgicale numéro deux sous la veine jugulaire, et positionnez les fils de suture à l'extrémité rostrale et caudale.

La majeure partie de l'incision consiste à placer un ligature rostral afin d'interrompre l'écoulement sanguin dans la veine. Retracter le ligature al pour soulever le vaisseau des tissus sous-jacents, puis, à l’aide de ciseaux microchirurgicaux ou d’une aiguille de calibre 23, pratiquer une petite incision.

Insérez ensuite l'extrémité émoussée biseautée du cathéter en polyéthylène PE 50, préalablement rempli d'héparine et déjà construit, et avancez l'extrémité d'environ huit millimètres jusqu'au niveau de l'oreillette droite. Fixez le cathéter en serrant le ligature autour du vaisseau et du cathéter. Enfin, refermez la plaie à l'aide de clips chirurgicaux ou de points de suture.

Une fois le cathéter implanté, placer l'animal sur le dos et désinfecter la zone rasée du thorax. Pour la mise en place des électrodes, pratiquer deux incisions longitudinales de 10 millimètres, une dans le quadrant supérieur droit et une autre dans le quadrant inférieur gauche du thorax, puis détacher la peau sus-jacente afin d'exposer les muscles thoraciques à l'aide d'un fil de soie chirurgical relativement fin. Insérer une des extrémités exposées de cinq millimètres des électrodes en fil d'argent dans les muscles thoraciques de chacune des zones exposées.

Fermez les incisions avec des agrafes de plaie et branchez le microconnecteur à l'appareil d'enregistrement. Les enregistrements d'ECG sont effectués à l'aide d'un système d'acquisition de données PowerLab et d'un ordinateur Macintosh ou d'un matériel et logiciel équivalent, après une période d'équilibration de 20 à 30 minutes, durant laquelle l'animal est placé sur une feuille métallique mise à la terre et enveloppé lâchement dans une serviette. Pour maintenir sa température corporelle, enregistrez l'ECG pendant 20 minutes et reliez le cathéter de la veine jugulaire à une seringue distante placée dans une pompe d'infusion programmable.

Commencer l'infusion d'aconitine afin d'administrer une dose constante de cinq microgrammes par kilogramme par minute pendant sept minutes ; indiquer sur l'enregistrement informatique le point de départ de l'infusion après la fibrillation ventriculaire ou à la fin de la période d'infusion. Euthanasier l'animal selon une procédure approuvée. L'intervalle QT représente la durée totale de l'activité électrique ventriculaire.

Cette figure présente un enregistrement modélisé de l'ECG et la durée de l'intervalle QT. Calculez le temps moyen entre le début de l'onde Q et la terminaison de l'onde T pour tous les battements cardiaques enregistrés au cours d'un intervalle de cinq minutes obtenu pendant la période d'enregistrement témoin de 20 minutes, afin de corriger l'intervalle QT en fonction des différences de fréquence cardiaque. Utilisez la formule de Bass indiquée ici, où RR représente l'intervalle moyen entre les battements cardiaques.

L'intervalle RR est calculé comme la durée entre les ondes Q successives obtenues pendant la période analysée. La dispersion du segment QT est calculée en soustrayant le QT minimum du QT maximum enregistré pour chaque animal. Pour analyser la variabilité de la fréquence cardiaque, utilisez un logiciel tel que LabChart 7 qui analyse la variabilité des intervalles RR obtenus pendant la période d'analyse et calcule les variantes temporelles et/ou spectrales de la fréquence cardiaque.

Pour l'analyse de la susceptibilité aux arythmies ventriculaires, calculez la latence entre le début de l'infusion d'aconitine et la première contraction ventriculaire prématurée, la tachycardie ventriculaire et la fibrillation ventriculaire. Cette figure illustre une mesure de la variabilité du rythme cardiaque (HRV) dans le domaine spectral. La racine carrée de la moyenne des carrés de l'écart-type de l'intervalle RR, ou R-M-S-S-D, chez les rats témoins et chez les animaux ayant subi une SE une semaine avant le test.

Cette mesure de la variabilité de la fréquence cardiaque, qui représente les variations du contrôle parasympathique de la fonction cardiaque, est significativement réduite chez les animaux après un SE. Ce graphique montre que l'intervalle QT corrigé et la dispersion du QT sont tous deux significativement augmentés. Deux semaines après le SE, ces données prédisent conjointement que le SE augmente le risque d'arythmies ventriculaires.

Cette prédiction est confirmée par les résultats montrant que les durées d'infusion d'aconitine nécessaires pour induire les arythmies expérimentales observées dans ces études étaient significativement plus courtes chez les animaux après un SE. Généralement, cette procédure peut être réalisée en environ une heure et demie lorsqu'elle est effectuée correctement. Lors de la réalisation de cette procédure, il est important de garder à l'esprit que le cathéter veineux jugulaire doit rester perméable et que les électrodes d'ECG doivent être conçues et implantées de manière à produire un signal aussi exempt de bruit que possible. Après avoir visionné cette vidéo, vous devriez avoir une bonne compréhension de la manière d'évaluer l'activité électrique du cœur et de l'associer à la susceptibilité aux arythmies ventriculaires mortelles.

Dans les modèles rongeurs de pathologies associées à la mort cardiaque subite.