Name: Isolement du cerveau infiltrant Leucocytes (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2011-06-13T12:00:00.000+00:00
Duration: 6 min 44 s
Description: Apprenez à isoler les leucocytes infiltrant le cerveau chez la souris infectée par le virus TMEV. Cette méthode combine centrifugation sur gradient et cytométrie en flux pour étudier la réponse immunitaire innée.

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Ce travail a été soutenu par la subvention NS64571 du NINDS (CLH), par une sentence de développement en début de carrière de la Mayo Clinic (CLH), et par un généreux don de Donald et Frances Herdrich (CLH). Nous tenons à remercier la Clinique Mayo de débit de base de cytométrie de l&#39;aide.

1. Injection du virus intracrânienne: La technique suivante a été modifié et largement utilisée par notre laboratoire et ses collègues. Brièvement, l'injection intracrânienne de souche du Daniel de virus murin de Theiler encéphalomyélite (TMEV) ou fictive-infection (1, 10) est réalisée sur des souris jeunes (de préférence 5-6 semaines d'âge) pour obtenir des leucocytes infiltrant le cerveau (Bils). S'il vous plaît noter que les résultats diffèrent entre les souches du Daniel, la souche de soja et la souche GDVII. Aux fins de la récolte de Bils, souris reçoivent 2x10 5 UFP de TMEV et sont infectées pendant 24 heures. <ol><li> Fixez l'aiguille d'injection (27 gauge, ¼, Kendall), à une seringue automatique 1 ml Hamilton et réglée pour délivrer 10 ul de virus. </li><li> Dresser TMEV de 10 uL de DMEM dans la seringue avec une attention particulière aux bulles d'air. Le cas échéant, des souris infectées reçoivent simulacre 10 ul de virus sans DMEM. </li><li> Juste avant l'injection, verser environ 1 mL d'isoflurane dans une cloche de verre qui contient une grille de fils de coton avec le substrat en dessous. </li><li> Placez la souris sur la grille de fil direclty dans la cloche jusqu'à ce qu'ils deviennent légèrement anesthésiés, insensibles aux pieds-pincement et immobilisé par l'anesthésique par inhalation, environ 10-15 secondes. Souris ne devrait pas venir en contact direct avec l'isoflurane, comme substance peut être irritante et caustique. </li><li> Alors que sous anesthésie, de préparer des souris pour injection par localiser rapidement des coordonnées appropriées dans la région du cortex frontal sur le crâne à l'aide de rasage et de l'encrage. L'emplacement général pour l'injection est de 1 mm en avant de bregma et 1 mm latéralement à la suture sagittale sur le côté droit (figure 1). Alors que l'injection stéréotaxique peut être approprié pour certaines situations expérimentales, nous avons constaté que l'injection à main levée, sans le rasage ou l'encrage est approprié pour la majorité des expériences. Écarté les poils avec la pointe de l'aiguille le long des deux axes est approprié pour l'injection. </li><li> Pour faire une injection, d'orienter l'aiguille perpendiculaire au crâne et appuyez à travers l'os d'une profondeur d'environ 3 mm. </li><li> Le virus Express dans le cerveau en appuyant sur le bouton seringue Hamilton vers le bas et attendre 2 secondes pour que le virus d'entrer dans le cerveau avant de se retirer. </li><li> Retirer délicatement l'aiguille et placer la souris dans un endroit propre, sécher la cage. Souris réveiller après une anesthésie plus rapidement et de reprendre un fonctionnement normal en quelques minutes. Accorder une attention adéquate à des souris qui présentent des symptômes anormaux, tels que des saignements excessifs du site d'injection, comme l'euthanasie de l'animal peut être appropriée. Une bonne manipulation des animaux 6 et l'adhésion aux National Institutes of Health et la protection des animaux et des directives institutionnelles Comité utilisation doit être suivie. </li></ol> 2. Brain-infiltrer la préparation des leucocytes: <ol><li> Préparer des tubes à fond rond Oak Ridge centrifugeuse qui peut accueillir une capacité de 30 ml avec 10 ml de RPMI 1640, 9 ml de Percoll et 1 ml de PBS 10X et les tubes doivent s'asseoir à la RT sur le banc pendant le processus d'élimination du cerveau. </li><li> Apportez Ficoll-Paque Plus à température ambiante (TA). </li><li> Euthanasier des animaux par l'isoflurane modifiés surdosage 5 et supprimer rapidement le cerveau à l'aide d'une spatule en acier inoxydable de tissu et le placer dans un tube de 15 ml conique contenant 5 ml de RPMI sur la glace. Dans certaines circonstances, PBS-perfusion peut être approprié de retirer des cellules circulantes du sang périphérique de la préparation de Bils. Les souris doivent être pleinement et correctement anesthésié avant PBS-perfusion. </li><li> Transfert du cerveau et de la solution RPMI à un verre de 7 ml meuleuse Pyrex marque tissus Tenbroeck et doucement homogénéiser avec 10-15 coups. </li><li> Pipet un supplément de 5 ml de RPMI dans l'homogénéisateur et une pipette de haut en bas deux fois. Transfert du cerveau homogénat (env. 10 ml) d'préalablement préparé à fond rond tube et retourner doucement 2-3 fois pour mélanger. </li><li> Spin homogénat de cerveau à 7800g Ave pendant 30 min à température ambiante dans une F0360 rotor angulaire dans un Beckman Allegra X-22R centrifugeuse clinique. </li><li> Après centrifugation, enlever les débris de myéline qui a flotté au sommet de la pente. Recueillir la couche de leucocytes qui flotte au-dessus des globules rouges culot (figure 2). </li><li> Strain couche de leucocytes à travers un tamis 40 um cellule dans une forme conique de 50 ml. Apporter une solution à un volume de 50 ml avec IPMB. </li><li> Tubes contenant Spin suspension cellulaire diluée dans une centrifugeuse clinique à 1500 rpm (600g AVE) pendant 5 min à température ambiante. </li><li> Aspirer le surnageant et recueillir le culot cellulaire. Reprendre le culot dans 1 ml de tampon FACS (1% de sérum albumine bovine, azoture de sodium à 0,02% en calcium et en magnésium sans PBS) et le transfert de la suspension cellulaire à 5 ml tubes ronds FACS bas. </li><li> Suspension de sous-couche soigneusement avec 1 ml de Ficoll-Paque Plus. </li><li> Spin tube à 2500 rpm (1400 a donné) en centrifugeuse clinique pendant 25 min à température ambiante sans frein. </li><li> Retirer couche blanche duveteuse à l'interface (figure 2) avec une pipette ml et transférer à nouveau tube de 5 ml FACS. Lavez caunes avec 4 ml de tampon FACS. </li><li> Spin tubes à 1500 rpm (600g AVE) pendant 5 min à température ambiante dans centrifugeuse clinique pour sédimenter les cellules. </li><li> Aspirer le surnageant et recueillir culot cellulaire. Reprendre le culot dans leucocytes tampon approprié et garder sur la glace dans FACS nouveau tube. </li><li> Compter les cellules, d'évaluer la viabilité cellulaire par exclusion du bleu Trypan et analyser par cytométrie en flux. En général, les enquêteurs peuvent s'attendre à acquérir environ 5 x 10 5 cellules / animal. </li></ol> 3. Immunophénotypage par cytométrie en flux <ol><li> Après avoir isolé et le comptage des leucocytes, le spin des cellules pendant 3 minutes à 1500 rpm (600 a) dans une centrifugeuse clinique. </li><li> Reprendre le culot dans un tampon bloquant contenant les éléments suivants: tampon FACS, surnageant de 2.4G2 hybridomes (Fc bloc; anti-CD16/32) et sérum de veau fœtal à un ratio de 10:05:01 et incuber pendant 30 minutes à 4 ° C . </li><li> Préparer et ajouter des anticorps conjugués dirigés contre les antigènes extracellulaires aux cellules bloquées à une concentration de 1:200 et incuber pendant 30 minutes à 4 ° C dans l'obscurité. Stain et incuber les cellules dans 200 ul dans un 96 puits à fond en V assiette. Des contrôles appropriés incluent cellules non colorées et des échantillons de compensation fluorochrome, le cas échéant. </li><li> Faites tourner les cellules colorées à la température ambiante pendant 3 minutes à 1500 rpm (600 a) dans une centrifugeuse clinique appropriée en utilisant un rotor pour plaques de 96 puits. </li><li> Aspirer le surnageant et laver les cellules avec 200 ul de tampon FACS par un léger pipetage haut et en bas trois fois. </li><li> Répétez la technique de lavage ci-dessus à deux reprises. </li><li> Après le lavage, remettre en suspension les cellules dans du paraformaldéhyde à 2% et le transfert à des tubes FACS. La fixation est nécessaire pour l'analyse par cytométrie en flux de cellules infectées de niveau de biosécurité 2 réactifs. </li><li> Exécuter les cellules fixées sur une BD FACS Calibur suivant une méthode de cytométrie en flux 8 modifiés et d'analyser les fichiers hors connexion en utilisant FlowJo, WinMDI ou d'autres logiciels disponibles analyse de cytométrie en flux. </li><li> L'analyse des événements par 50-100,000 échantillon est généralement requis pour l'immunophénotypage adéquate. </li></ol> Anticorps directement conjugués utilisés dans cette expérience: CD45 a été détecté avec clone 30-F11. Ly6C / G a été détecté avec clone Gr1, RB6-8C5. CD11b a été détecté avec clone M1/70. F4/80 a été détecté avec clone BM8. 4. Les résultats représentatifs: Nous montrons les résultats de phénotypage de cellules pour Bils souris à 24 heures après l'infection (figure 3). Les leucocytes ont été colorés avec PerCP conjugué anti-souris CD45 pour détecter les cellules immunitaires, PE-anti-souris conjugué Ly6C / G pour détecter les monocytes inflammatoires, APC-anti-souris conjugué CD11b et APC-conjugué anti-souris pour détecter les cellules F4/80 de la lignée monocytaire. L'analyse a été réalisée avec un instrument BD FACS Calibur. <img src="/files/ftp_upload/2747/2747fig1.jpg" alt="Figure 1" data-altupdatedat="1787634011000" data-alt="Figure 1"> Figure 1. Localisation anatomique du site d'injection. Le site d'injection se situe à 1 mm en avant de bregma et 1 mm latéralement à la suture sagittale sur le côté droit. <img src="/files/ftp_upload/2747/2747fig2.jpg" alt="Figure 2" data-altupdatedat="1787634011000" data-alt="Figure 2"> Figure 2. Leucocytes Illustration de séparation par gradient de leucocytes et de Bils. Sont initialement collectées directement en dessous de la couche de débris de myéline et surtout le culot de RBC dans le gradient de Percoll. La couche blanche duveteuse (Bils) à l'interface est recueillie à partir du gradient de Ficoll. <img src="/files/ftp_upload/2747/2747fig3.jpg" alt="Figure 3" data-altupdatedat="1787634011000" data-alt="Figure 3"> Figure 3. Immunophénotype des cerveaux infilatrating leucocytes à 24 heures post-infection leucocytes souris. Ont été isolés à partir du cerveau par centrifugation densité différentielle du tissu homogénats préparés à partir d'animaux 24 h après l'infection intracrânienne. Les cellules ont été colorées avec des anticorps par fluorescence-conjugués contre les souris CD45, Ly6C / G, CD11b, et F4/80. Gating initiale a été réalisée en traçant CD45, un marqueur de cellules immunitaires, contre prodiffusion (FSC), un indicateur de la taille des cellules (C). Le Salut CD45 (A, D), CD45 lo (B, E), et CD45 neg (F, G), les populations ont ensuite été analysés pour les niveaux d'expression relative des marqueurs monocytes et les macrophages Ly6C / G, F4/80 (A, B , F), et CD11b (D, E, G). Ly6C / G + + CD11b + F4/80 monocytes inflammatoires ont été trouvés presque exclusivement dans la population CD45 Salut (A, D), compatible avec l'infiltration de ces cellules de la périphérie. En revanche, Ly6C/G-F4/80 lo CD11b + macrophages ont été trouvés presque exclusivement dans le lo CD45 (B, E) et CD45 neg (G) des populations, compatible avec un phénotype résident. Dans de nombreuses expériences, nous n'avons jamais observé de cellules CD45 salut ou Ly6C / G + + CD11b + F4/80 monocytes inflammatoires dans le cerveau des infectés ou fictive-infectionTed souris (données non présentées).

<ol><li>Buenz, E. J., Howe, C. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Picornaviruses+and+cell+death%5BTitle%5D)+AND+%22Trends+Microbiol%22%5BJournal%5D)">Picornaviruses and cell death.</a> Trends Microbiol. 14, 28-36 (2006).</li>
<li>Buenz, E. J., Limberg, P. J., Howe, C. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+high-throughput+3-parameter+flow+cytometry-based+cell+death+assay%5BTitle%5D)+AND+%22Cytometry+A%22%5BJournal%5D)">A high-throughput 3-parameter flow cytometry-based cell death assay.</a> Cytometry A. 71, 170-173 (2007).</li>
<li>Deb, C., Lafrance-Corey, R. G., Zoecklein, L., Papke, L., Rodriguez, M., Howe, C. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Demyelinated+axons+and+motor+function+are+protected+by+genetic+deletion+of+perforin+in+a+mouse+model+of+multiple+sclerosis%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Neuropath.+Exp.+Neurol%22%5BJournal%5D)">Demyelinated axons and motor function are protected by genetic deletion of perforin in a mouse model of multiple sclerosis.</a> J. Neuropath. Exp. Neurol. 68, 1037-1048 (2009).</li>
<li>Deb, C., Howe, C. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((NKG2D+contributes+to+efficient+clearance+of+picornavirus+from+the+acutely+infected+murine+brain%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Neurovirol%22%5BJournal%5D)">NKG2D contributes to efficient clearance of picornavirus from the acutely infected murine brain.</a> J. Neurovirol. 14, 261-266 (2008).</li>
<li>Donovan, J., &amp, P. B. rown, , P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Euthanasia%5BTitle%5D)+AND+%22Current+Protocols+in+Neuroscience%22%5BJournal%5D)">Euthanasia.</a> Current Protocols in Neuroscience. , A.4H.1-A.4H.4 (2005).</li>
<li>Donovan, J., Brown, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Handling+%26+restraint%5BTitle%5D)+AND+%22Current+Protocols+in+Immunology%22%5BJournal%5D)">Handling & restraint.</a> Current Protocols in Immunology. 73, 1.3.1-1.3.6 (2006).</li>
<li>Donovan, J., Brown, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Parenteral+injections%5BTitle%5D)+AND+%22Current+Protocols+in+Neuroscience%22%5BJournal%5D)">Parenteral injections.</a> Current Protocols in Neuroscience. , A.4F.1-A.4F.9 (2005).</li>
<li>Holmes, K. L., Otten, G., Yokoyama, W. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Flow+cytometry+analysis+using+Becton+Dickinson+FACS+Calibur%5BTitle%5D)+AND+%22Current+Protocols+in+Immunology%22%5BJournal%5D)">Flow cytometry analysis using Becton Dickinson FACS Calibur.</a> Current Protocols in Immunology. , 5.4.1-5.4.22 (2002).</li>
<li>Howe, C. L., Ure, D., Adelson, J. D., LaFrance-Corey, R., Johnson, A., Rodriguez, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((CD8%2B+T+cells+directed+against+a+viral+peptide+contribute+to+loss+of+motor+function+by+disrupting+axonal+transport+in+a+viral+model+of+fulminant+demyelination%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neuroimmunol%22%5BJournal%5D)">CD8+ T cells directed against a viral peptide contribute to loss of motor function by disrupting axonal transport in a viral model of fulminant demyelination.</a> J Neuroimmunol. 188, 13-21 (2007).</li>
<li>Lipton, H. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Theiler%27s+virus+infection+in+mice%3A+An+unusual+biphasic+disease+process+leading+to+demyelination%5BTitle%5D)+AND+%22Infect+Immun%22%5BJournal%5D)">Theiler's virus infection in mice: An unusual biphasic disease process leading to demyelination.</a> Infect Immun. 11, 1147-1155 (1975).</li>
</ol>

Nous utilisons régulièrement la cytométrie en flux pour déterminer la qualité de la préparation des cellules du cerveau infiltrer, et de distinguer les différentes populations de cellules immunitaires 2, 9. A aiguë du temps des points, notre méthode Bils rendements des pourcentages élevés de monocytes inflammatoires au sein de la population CD45hi ainsi que de forts pourcentages de macrophages dans la population CD45lo. Cela indique que la réponse immunitaire dans reproductibles le cerveau peut être caractéri...

<table border="1"><tbody><tr><th> Réactifs </th><th> Société </th><th> Le numéro de catalogue </th><th> Commentaires </th></tr><tr><td> TMEV </td><td> Howe Lab </td><td> N / A </td><td></td></tr><tr><td> Daniel souche </td><td> Invitrogen </td><td> 21063-029 </td><td></td></tr><tr><td> isoflurane </td><td> Novaplus </td><td> NDC 0409-3292-49 </td><td></td></tr><tr><td> à fond rond tubes Oak Ridge centrifugeuse </td><td> Nalgene </td><td> 3118-0030 </td><td></td></tr><tr><td> RPMI 1640 </td><td> Invitrogen </td><td> 11875-093 </td><td></td></tr><tr><td> Percoll </td><td> GE Healthcare </td><td> 17-0891-02 </td><td></td></tr><tr><td> PBS 10X </td><td> Roche </td><td> 11666789001 </td><td></td></tr><tr><td> Ficoll-Paque plus </td><td> GE Healthcare </td><td> 17-1440-02 </td><td></td></tr><tr><td> Bleu Trypan 0,4% (p / v) </td><td> Mediatech </td><td> 25 à 900-CI </td><td></td></tr><tr><td> 15 ml tubes coniques </td><td> BD Falcon </td><td> 352097 </td><td></td></tr><tr><td> 7 ml en verre pyrex marque broyeur de tissus Tenbroeck </td><td> Fisher </td><td> 08 à 414-10B </td><td></td></tr><tr><td> 40 tamis cellulaire um </td><td> BD Falcon </td><td> 352340 </td><td></td></tr><tr><td> Conique de 50 ml </td><td> BD Falcon </td><td> 352070 </td><td></td></tr><tr><td> l&#39;albumine sérique bovine </td><td> Sigma </td><td> A9647 </td><td></td></tr><tr><td> azide de sodium </td><td> Sigma </td><td> S8032 </td><td></td></tr><tr><td> CMF-PBS </td><td> Mediatech </td><td> 21 à 040-CV </td><td></td></tr><tr><td> FACS tubes </td><td> BD Falcon </td><td> 352054 </td><td></td></tr><tr><td> sérum de veau fœtal </td><td> Sigma </td><td> F4135 </td><td></td></tr><tr><td> 2.4G2 hybridomes </td><td> ATCC </td><td> HB-197 </td><td></td></tr><tr><td> Costar à fond en V plateau </td><td> Corning </td><td> 3894 </td><td></td></tr><tr><td> Allegra X-22R centrifugeuse ou équivalent </td><td> Beckman </td><td> N / A </td><td></td></tr><tr><td> 96 puits, seau à la plaque et rotor </td><td> Beckman </td><td> S2096 </td><td></td></tr><tr><td> Rotor angulaire </td><td> Beckman </td><td> F0360 </td><td></td></tr><tr><td> paraformaldéhyde </td><td> Sigma </td><td> P6148 </td><td></td></tr><tr><td> BD FACS Calibur </td><td> BD Biosciences </td><td> N / A </td><td></td></tr><tr><td> FlowJo 7.5 </td><td> Arbre Star, Inc </td><td> N / A </td><td></td></tr><tr><td> CD45 </td><td> BD Biosciences </td><td> 557235 </td><td> clone: ​​30-F11 </td></tr><tr><td> Gr1 (Ly6C / G) </td><td> BD Biosciences </td><td> 553128 </td><td> clone: ​​RB6-8C5 </td></tr><tr><td> CD11b </td><td> ebiosciences </td><td> 17-0112-83 </td><td> clone: ​​M1/70 </td></tr><tr><td> F4/80 </td><td> ebiosciences </td><td> 17-4801-82 </td><td> clone: ​​BM8 </td></tr></tbody></table>

isolement du cerveau infiltrant leucocytes

Isolation of Brain-infiltrating Leukocytes

Nous décrivons une méthode pour la préparation de leucocytes infiltrant le cerveau (Bils) de souris. Nous démontrons comment infecter des souris avec le virus murin de Theiler encéphalomyélite (TMEV) via une technique d&#39;injection intracrânienne rapide et comment purifier une population leucocytaire enrichi des cellules infiltrant du cerveau entier. Brièvement, les souris sont anesthésiés à l&#39;isoflurane dans une chambre fermée et sont main-libre injecté avec une seringue Hamilton dans le cortex frontal. Les souris sont ensuite tués à différents moments après l&#39;infection par surdose isoflurane et cerveaux entiers sont extraits et homogénéisé dans du RPMI avec un broyeur de tissus Tenbroeck. Homogénats de cerveaux sont centrifugés à travers un gradient de Percoll à 30% continue d&#39;éliminer les débris cellulaires et d&#39;autres myéline. La suspension cellulaire est alors tendu à 40 um, lavés et centrifugés sur un discontinu de Ficoll-Paque plus dégradé à sélectionner et à purifier les leucocytes. Les leucocytes sont ensuite lavées et resuspendues dans des tampons appropriés pour l&#39;immunophénotypage par cytométrie en flux. La cytométrie en flux révèle une population de cellules immunitaires innées aux stades précoces de l&#39;infection chez les souris C57BL / 6. A 24 heures après l&#39;infection, multiples sous-ensembles de cellules immunitaires sont présentes dans le Bils, avec une population enrichie de Gr1 +, CD11b + et + F4/80 cellules. Par conséquent, cette méthode est utile pour caractériser la réponse immunitaire à une infection aiguë dans le cerveau.

Une méthode rapide pour obtenir leucocytes infiltrants du cerveau murin est décrite. Cette méthode utilise un gradient de Percoll continue et gradient de Ficoll discontinu pour sélectionner et purifier la couche leuco-enrichi. Leucocytes isolés peuvent alors être caractérisées par des mesures de cytométrie en flux.

Isolement du cerveau infiltrant Leucocytes

Nous décrivons une méthode de préparation des leucocytes infiltrant le cerveau (BIL) chez la souris. Nous démontrons comment infecter des souris avec le virus murine...

L'objectif général de cette procédure est d'obtenir une population enrichie en leucocytes de cellules immunitaires innées à partir du cerveau de souris infectées de manière aiguë par le virus de l'encéphalomyélite murine, ou TMEV. Cela est réalisé en infectant d'abord les souris par voie intracrânienne avec le TMEV. Ensuite, le cerveau est prélevé et homogénéisé délicatement 24 heures après l'infection.La troisième étape de la procédure consiste ensuite à utiliser un gradient de Percoll continu et un gradient de Ficoll discontinu pour purifier de façon sélective la couche cellulaire enrichie en leucocytes. En fin de compte, le phénotype de la population de leucocytes infiltrant le cerveau et impliquée dans la réponse immunitaire contre l'infection aiguë du cerveau peut être caractérisé par analyse en cytométrie en flux. Bonjour, je m'appelle le Dr Charles Howe.La méthode que nous allons démontrer aujourd’hui peut aider à répondre à des questions clés dans le domaine de la neuro-immunologie. Par exemple, quelles sont les cellules immunitaires qui infiltrent le cerveau lors d'une infection aiguë ? La démonstration de la méthode aujourd'hui sera assurée par Reagan, la France.Corey, un technologiste de recherche senior dans mon laboratoire, afin d'induire l'infiltration de leucocytes dans le cerveau. Fixez une aiguille de calibre 27 à une seringue automatique Hamilton de un millilitre et réglez la seringue à 10 microlitres. Aspirez 10 microlitres de DMEM infecté avec deux fois 10 à la puissance cinq PFU de la souche Daniel du virus TMEV, ou 10 microlitres de DMEM témoins non infecté, dans la seringue en portant une attention particulière aux bulles d'air.Anesthésiez une souris âgée de cinq à six semaines et confirmez la sédation par une pincée du orteil pendant l'anesthésie. Préparez la souris pour l'injection en localisant rapidement les coordonnées appropriées dans la région du cortex frontal sur le crâne ; orientez la pointe de l'aiguille le long des deux AE selon les besoins pour l'injection, de sorte que l'aiguille soit perpendiculaire au crâne, puis enfoncez l'aiguille à travers la couverture osseuse jusqu'à une profondeur d'environ trois millimètres. Pour exprimer le DMEM infecté par le virus ou le DMEM contrôle non infecté dans le cerveau, appuyez sur le bouton de la seringue Hamilton et attendez deux secondes pour que le milieu pénètre dans le cerveau avant de retirer l'aiguille.Retirez soigneusement l'aiguille et placez la souris dans une cage propre et sèche. Les souris sortiront rapidement de l'anesthésie et reprendront une fonction normale dans l'minute suivant l'infection intracrânienne virale ou factice, 24 heures après. Et avant l'isolement des leucocytes infiltrant le cerveau, remplissez un tube de centrifugation conique Oakridge avec 10 millilitres de RPMI 1649 millilitres par cellule et un millilitre de 10 XPBS, puis stockez le tube à température ambiante.Portez le pack d'appel FI plus à température ambiante et remplissez un tube conique de 15 millilitres avec cinq millilitres de RPMI ; placez-le également sur de la glace à ce moment-là. Après avoir sacrifié l'animal par une surdose modifiée d'isoflurane, retirez rapidement le cerveau et placez-le dans le tube conique de 15 millilitres contenant les cinq millilitres de RPMI. Transférez ensuite le cerveau et la solution de RPMI dans un homogénéisateur tissulaire en verre Pyrex de 7 millilitres, modèle 10 brook, et homogénéisez délicatement le cerveau en effectuant 10 à 15 mouvements.Ensuite, pipetez cinq millilitres supplémentaires de RPMI dans l'homogénéisateur et aspirez et expulsez la solution deux fois. Transférez les environ 10 millilitres d'homogénat cérébral vers le tube de centrifugation conique préparé précédemment et retournez doucement le tube deux à trois fois pour mélanger. Centrifugez maintenant l'homogénat cérébral à 7 800 G pendant 30 minutes à température ambiante dans une centrifugeuse équipée d'un rotor à angle fixe.Après centrifugation, éliminer les débris de myéline qui ont flotté à la surface du gradient. La couche de leucocytes flotte au-dessus du culot d'hématies. Filtrer la couche de leucocytes à l'aide d'un tamis cellulaire de 40 micromètres dans un tube conique de 50 millilitres.Amener la solution à un volume de 50 millilitres. À l'aide de notre PMI, placer le tube contenant la suspension cellulaire diluée dans une centrifugeuse clinique et centrifuger à 600 G pendant cinq minutes. À température ambiante, aspirer le surnageant et récupérer le culot cellulaire.Resuspendre le culot dans un millilitre de tampon fax et ajouter la suspension cellulaire dans un tube fax conique de cinq millilitres. Superposer soigneusement la suspension avec un millilitre du milieu à température ambiante fi call pack, puis centrifuger les tubes fax à 800 G dans la centrifugeuse clinique pendant 25 minutes.À température ambiante et sans interruption, retirez la couche blanche et floconneuse située à l'interface à l’aide d’une pipette d’un millilitre et transférez cette couche dans un nouveau tube fax de cinq millilitres. Lavez les cellules avec quatre millilitres de tampon fax. Faites ensuite de nouveau centrifuger le tube dans la centrifugeuse clinique afin de former un culot cellulaire.Ensuite, aspirez le surnageant et récupérez le culot cellulaire. Resuspendez le culot de leucocytes dans du tampon de blocage et maintenez sur glace. Puis comptez les cellules.Après avoir isolé et compté les leucocytes infiltrant le cerveau, plaquez les cellules dans une plaque en fond V en vue d'une immunophénotypage par cytométrie en flux. Ensuite, centrifugez les cellules dans une centrifugeuse clinique.Resuspendre le culot dans 200 microlitres de tampon de blocage et incuber les cellules pendant 30 minutes sur de la glace. Ensuite, ajouter les anticorps à une concentration de un à 200, et incuber les cellules pendant encore 30 minutes sur de la glace, cette fois à l’abri de la lumière. Puis centrifuger les cellules marquées dans la centrifugeuse clinique, puis aspirer le surnageant.Ajoutez 200 microlitres de tampon fax au culot et pipetez doucement trois fois de haut en bas. Ensuite, lavez les cellules au centrifugeuse deux fois supplémentaires de la même manière ; après le dernier lavage, resuspendez les cellules à une concentration finale de 2 % de paraformaldéhyde et transférez les cellules colorées dans des tubes fax. Enfin, soumettez les cellules fixées à la cytométrie en flux et analysez les fichiers hors ligne à l’aide d’un programme d’analyse fax.Des leucocytes murins ont été isolés à partir du cerveau par centrifugation en gradient de densité, à partir d'homogénats tissulaires préparés chez des animaux 24 heures après une infection intracrânienne. Comme on peut le voir sur ces deux diagrammes de dispersion, les monocytes inflammatoires de phénotype LY6C^G^+, F4/80^+, CD11b^+ étaient présents presque exclusivement dans la population CD45^élevé^, ce qui est compatible avec une infiltration de ces cellules depuis la périphérie. En revanche, les macrophages de phénotype LY6C^G^–, F4/80^faible^, CD11b^+ étaient présents presque exclusivement dans les populations CD45^faible^ (deux panneaux à gauche) et CD45^négatif^ (panneau extrême droit), ce qui est compatible avec un phénotype de cellules résidentes.Après avoir visionné cette vidéo, vous devriez avoir une bonne compréhension de la manière de préparer les leucocytes à partir du cerveau d'animaux infectés de façon aiguë.

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Immunology and Infection

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Présenté ici est une méthode simple pour l'isolement et le flux analyse cytométrique de cellules mononucléaires du sang périphérique gliome infiltrant qui donne des données quantitatives en fonction du temps sur le nombre et le statut activation des cellules immunitaires qui entrent dans le microenvironnement de tumeur cérébrale tôt.

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