Transfert de gènes pour insuffisance cardiaque ischémique dans un modèle préclinique
May 15th, 2011
Une méthode de transfert de gènes pour le traitement de l'insuffisance cardiaque ischémique est décrit en utilisant un modèle porcin d'infarctus du myocarde. Notre méthode simple et reproductible nous permet de facilement évaluer l'efficacité des transferts de gènes différents avec une manière très simple et reproductible.
thérapie génique. L’utilisation de vecteurs viraux est l’une des approches les plus prometteuses pour traiter les maladies cardiaques. Les procédures que nous créons pour créer un modèle d’insuffisance cardiaque ischémique, ainsi que l’administration de gènes par vecteur viral sont présentées dans cette vidéo.
La première étape consiste à créer un infarctus du myocarde dans un modèle porcin. Pour ce faire, un fil coronaire est introduit dans l’artère coronaire, suivi d’un ballonnet d’occlusion. À l’aide d’un accent endovasculaire, le ballonnet sera gonflé pour obstruer complètement l’artère coronaire.
En conséquence, un infarctus important est créé dans la zone antérieure et les porcs développeront une insuffisance cardiaque chronique. L’étape suivante est l’injection du virus. Les vecteurs viraux sont injectés lentement dans l’artère coronaire.
Il sera transporté par la circulation sanguine et distribué dans le myocarde. Le virus va pénétrer dans les cardiomyocytes, puis dans le noyau, et envoyer des signaux pour créer des protéines. Les protéines exprimées renforceront les performances cardiaques et augmenteront la fonction globale.
Dans cette vidéo, nous représentons les procédures de thérapie génique pour l’insuffisance cardiaque ischémique à l’aide d’un modèle porcin. Dans un premier temps, nous montrerons comment créer un myocarde en production dans un pic, puis nous démontrerons l’administration intercoronaire d’un vecteur viral. Nous utilisons cette procédure pour tester l’efficacité et l’innocuité de divers transferts de gènes.
Alors commençons. Pour commencer la procédure, une anesthésie est induite chez le porc à l’aide de télazol. Établir une ligne intraveineuse dans la veine de l’oreille, puis intuber le porc.
Placez le porc dans un gisant dorsal. Utilisez du propofol pour l’anesthésie générale pendant l’expérience. Pour maintenir la pression artérielle, nettoyez la région de l’aine avec de l’alcool suivi d’iode.
Couvrez le site avec une feuille stérile et préparez le tout stérile. Perforez l’artère fémorale avec une aiguille de calibre 18 en utilisant la méthode Seldinger. Lorsque vous voyez un reflux pulsé, insérez le fil, puis placez la gaine après l’insertion de la gaine, injectez de l’héparine pour éviter la formation de thrombus pendant l’expérience.
Ensuite, préparez un sac salin avec 75 milligrammes d’amiodarone, 20 milliéquivalents de potassium et 20 milligrammes d’atropine, et utilisez un taux de 150 millilitres par heure. Une injection intramusculaire de 75 milligrammes d’amiodarone est administrée à ce moment-là. Insérez le cathéter de guidage dans l’ostéo de l’artère coronaire gauche et passez une angiographie pour vérifier les anatomies coronaires.
Insérez le fil avec précaution dans l’artère coronaire descendante antérieure gauche. Ensuite, faites passer le ballonnet sur le fil dans l’artère coronaire. Faites une angiographie pour vous assurer de la position du ballonnet.
Une autre angiographie doit être prise sous un angle différent pour vérifier la position du ballonnet. Ensuite, gonflez progressivement le ballon à trois ATM. Faites une autre angiographie pour confirmer l’occlusion de l’artère.
Surveillez le porc à l’aide de la pression artérielle et de l’électrocardiographie. Parfois, le porc va entrer dans la fibrillation ventriculaire. Défibrillez le racleur avec un choc en courant continu dès que possible.
Si la tentative échoue, comprimez la poitrine jusqu’à ce que le cardioverteur se charge et administrez un autre choc. Observez pendant 90 minutes et dégonflez le ballon. Une fois que la pression artérielle et l’arythmie se sont stabilisées, retirez la gaine et récupérez le porc.
Administrer une injection intramusculaire de nitroglycérine et de furosémide ainsi qu’une séance de nuit contenant de l’amiodarone. Préparez-vous avec une casquette, un masque, des lunettes, une blouse et des gants. Le porc est préparé de la même manière que la création de l’infarctus du myocarde.
Insérez un fil coronaire dans l’artère coronaire descendante intérieure gauche et l’artère coronaire circonflexe gauche. Placez un cathéter au niveau de l’osteum. Prélevez 20 millilitres de sang artériel en utilisant 10 millilitres pour l’injection du virus et le reste pour le rinçage.
Mélangez le virus avec 10 millilitres de sang et diluez-le à 20 millilitres avec une solution saline. Diluez ensuite le sang restant avec une solution saline à 20 millilitres et divisez-le en deux seringues. Connectez la seringue contenant du sang, mélangé au virus, au cathéter et préparez-vous pour la perfusion.
Une injection intraveineuse de 20 microgrammes par minute de nitroglycérine est commencée par la veine de l’oreille, en prenant l’angiographie pour vérifier la position du cathéter. Ensuite, commencez l’injection du virus à un débit d’un millilitre par minute lorsque 15 millilitres ont été injectés dans l’artère coronaire gauche. Changez la seringue pour le rinçage et utilisez le même taux d’injection Après l’injection dans l’artère coronaire gauche, la même procédure sera effectuée sur l’artère coronaire droite en utilisant les cinq millilitres de sang restants contenant le virus.
Un mois après la création de l’infarctus du myocarde, le P développera une insuffisance cardiaque avec un mouvement de paroi altéré et un cœur dilaté. La fraction d’éjection moyenne un mois après l’infarctus du myocarde dans ce modèle est de 36 % et est significativement inférieure à celle des porcs de même taille sans infarctus du myocarde. Le volume diastolique moyen final est de 83 millilitres, tandis que la moyenne d’un contrôle est de 42 millilitres.
La DT DP était également significativement plus faible chez les porcs ayant un infarctus du myocarde. Il s’agit des coupes transversales du ventricule gauche. Un mois après l’infarctus du myocarde, une grande cicatrice à la base de l’apex de la paroi intérieure est trouvée.
Cette image montre l’expression du coup de vent. Un mois après le transfert de gène à l’aide d’un virus associé à la dentisterie, une expression significative a été trouvée dans la zone injectée du virus. Nous venons de vous montrer comment créer un effet myocardique chez un porc ainsi qu’une injection de virus corona.
Cette combinaison de modèle d’échec et d’administration de gènes est une méthode simple et reproductible pour tester divers types de thérapies géniques dans la maladie de trajectoire. Merci de regarder et de nous accompagner dans votre future expérience P.
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Aperçu
Cet article décrit une méthode de transfert de gènes pour le traitement de l'insuffisance cardiaque ischémique en utilisant un modèle porcin d'infarctus du myocarde. L'approche permet l'évaluation de divers transferts de gènes de manière simple et reproductible.
Composants clés de l'étude
Domaine scientifique
- Thérapeutique génique
- Maladies cardiaques
- Modèles d'infarctus du myocarde
Contexte
- L'insuffisance cardiaque ischémique est un problème de santé important.
- La thérapie génique utilisant des vecteurs viraux montre des promesses dans le traitement cardiaque.
- Les modèles porcins sont utiles pour étudier l'infarctus du myocarde.
- La compréhension des mécanismes de livraison des gènes est cruciale pour les avancées thérapeutiques.
Objectif de l'étude
- Développer une méthode fiable pour le transfert de gènes en thérapie cardiaque.
- Évaluer l'efficacité de différentes techniques de transfert de gènes.
- Améliorer la compréhension de la thérapie génique dans l'insuffisance cardiaque ischémique.
Méthodes utilisées
- Création d'un infarctus du myocarde dans un modèle porcin.
- Utilisation d'un fil coronaire et d'un ballonnet d'occlusion pour l'obstruction artérielle.
- Accès endovasculaire pour le gonflage du ballonnet.
- Livraison de vecteurs viraux pour la thérapie génique.
Résultats principaux
- La méthode est simple et reproductible.
- Différentes techniques de transfert de gènes peuvent être évaluées efficacement.
- Le modèle porcin fournit des informations pertinentes sur la thérapie génique cardiaque.
- Les résultats soutiennent une exploration plus approfondie des applications de la thérapie génique.
Conclusions
- Cette méthode de transfert de gènes est prometteuse pour le traitement de l'insuffisance cardiaque ischémique.
- Des études supplémentaires sont nécessaires pour optimiser la livraison des gènes.
- L'approche pourrait conduire à de meilleures stratégies thérapeutiques pour les maladies cardiaques.
Questions fréquemment posées
Executive Industry Relevance
Robust preclinical models for gene transfer in ischemic heart failure are critical for de-risking therapeutic hypotheses and enabling predictive evaluation of gene therapy candidates. The described swine model with reproducible myocardial infarction and intracoronary viral delivery supports rigorous target validation and comparative assessment of gene constructs. This platform advances portfolio decision-making by providing translationally relevant efficacy and safety data prior to clinical investment.
Strategic Applications in Biopharma R&D
Early Discovery & Target Validation
- Enables functional interrogation of gene therapy targets in a disease-relevant large animal system.
- Supports biological de-risking by modeling severe heart failure with clinically relevant scar formation.
- Facilitates comparative evaluation of multiple gene constructs for mechanistic clarity.
- Provides a foundation for predictive confidence in translational advancement.
Screening & Assay Development
- Establishes a validated, reproducible workflow for gene delivery and expression analysis in cardiac tissue.
- Enables quantitative assessment of cardiac function post-gene transfer using standardized endpoints.
- Supports assay standardization for cross-study and cross-candidate comparisons.
- Prepares a scalable platform for screening gene therapy candidates in a controlled preclinical setting.
Translational & Preclinical Research
- Aligns preclinical efficacy and safety testing with human disease pathology through large animal modeling.
- Enables continuity from discovery through preclinical validation by mirroring clinical heart failure features.
- Supports risk-adjusted advancement decisions based on reproducible functional and molecular readouts.
- Provides translational biomarker endpoints such as ejection fraction and scar quantification.
Pipeline & Workflow Integration
This methodology bridges early discovery and preclinical validation by enabling hypothesis-driven gene candidate testing in a translationally relevant model of heart failure.
- Discovery Biology: Supports rigorous hypothesis testing and mechanistic de-risking of gene therapy targets.
- Screening: Delivers reproducible, quantitative cardiac function measurements for candidate prioritization.
- Analytics: Provides standardized endpoints such as ejection fraction and scar size for comparative analysis.
- Translational Research: Aligns preclinical outcomes with clinical disease features for improved predictive value.
- Enterprise Reuse: Offers a reusable, scalable platform for ongoing gene therapy candidate evaluation.
Operational & Enterprise Impact
- Scientific Value: Increases predictive confidence and reduces mechanistic ambiguity in gene therapy development.
- Operational Value: Standardizes preclinical workflows and enhances reproducibility across studies.
- Strategic Value: Informs go/no-go decisions and optimizes resource allocation for gene therapy portfolios.
- Portfolio Impact: Enables risk-adjusted prioritization and advancement of gene therapy candidates.
Implementation Considerations
- Requires expertise in large animal surgery, cardiac physiology, and viral vector handling.
- Demands access to advanced imaging, hemodynamic monitoring, and molecular analysis infrastructure.
- Necessitates cross-team standardization of surgical, delivery, and analytical protocols.
- Adaptation to other cardiac or gene therapy models may require protocol optimization.
- Limitations include resource intensity and the need for specialized animal care facilities.
