Name: Préparation de vie isolées cellules photoréceptrices vertébrés pour limagerie de fluorescence (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2011-06-22T13:00:00.000+00:00
Duration: 11 min 24 s
Description: Apprenez à isoler des photorécepteurs vivants de vertébrés pour l'imagerie de fluorescence. Cette méthode permet d'observer en temps réel les changements métaboliques et les processus cellulaires dans les cellules photoréceptrices.

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1. Préparation de Sylgard couverts vaisselle, chambres expérimentales, et les lames de rasoir <ol><li> 35 mm Falcon boîtes de Pétri recouvert d'élastomère Sylgard sont nécessaires pour le bon à découper une rétine isolée d'obtenir des cellules photoréceptrices unique. L'élastomère est préparé selon les instructions du fournisseur et une petite quantité est versé dans chaque plat pour couvrir le fond avec une couche. Remplacer le plat couvre après le revêtement et les stocker. Dans quelques jours, «l'élastomère durcit et les plats sont prêts. </li><li> Photorécepteurs isolés besoin de coller au fond de la chambre expérimentale de sorte qu'ils sont immobilisés au cours d'une expérience d'imagerie. Ce résultat est obtenu par revêtement au fond des chambres de poly-L-lysine ou la poly-L-ornithine. Ajouter 200 ul de solution à 0,01% soit un par chambre, et couvrent les chambres avec une serviette en papier pour les protéger de la poussière. Après que la solution a séché, laver les chambres avec de l'eau distillée et conserver dans une boîte fermée. Utiliser dans les 2 semaines. </li><li> Pour nettoyer les chambres à la fin d'une expérience, les laver avec de l'éthanol à 100% pour enlever l'huile de l'objectif à immersion et les débris cellulaires. Pour enlever les débris cellulaires, l'utilisation du coton-tige et frottez soigneusement le fond de la chambre. Ensuite, lavez à l'eau distillée et laisser sécher avant les chambres à un nouveau revêtement. </li><li> Couper les lames de rasoir à double tranchant en petits morceaux (8 d'une lame) avec un cutter en métal. </li></ol> 2. Préparation des solutions <ol><li> La composition des solutions dépend de l'espèce. Pour les amphibiens, les années Ringer a (en mmol / L): 110 NaCl, KCl 2,5, 1,6 MgCl 2, 1 CaCl 2, 5 HEPES, pH = 7,55. Le pH doit être ajusté à la valeur finale avec NaOH. Pour les mammifères, la sonnerie des a (en mmol / L): 130 NaCl, 5 KCl, MgCl 2 0,5, CaCl 2 2, 25 hemisodium-HEPES, pH = 7,40. La solution de Ringer peut être gardé bien fermé à température ambiante pendant quelques mois. </li><li> Solution de glucose Stock, 1 mol / L, conservés à -20 ° C pour éviter la prolifération bactérienne. </li><li> Le jour de l'expérience, ajouter à la solution de glucose à l'Ringer à une concentration finale de 5 mmol / L. A la fin de la journée, jetez la sonnerie de qui contient du glucose, car il pourrait se développer des bactéries. </li></ol> 3. Isolement des rétines <ol><li> Pour l'excision correcte d'une rétine, il est important que l'animal soit adaptés à l'obscurité pendant au moins 2-3 heures avant le sacrifice. Les animaux doivent être adaptés à l'obscurité dans un récipient approprié ventilé dans la chambre noire. </li><li> Remplir deux boîtes de Pétri de 35 mm à mi-chemin avec une solution de Ringer. </li><li> Sacrifier l'animal sous une lumière rouge sombre et de supprimer les yeux. Par la suite, toutes les procédures sont menées sous la lumière infrarouge en utilisant un microscope à dissection ou une caméra avec un moniteur vidéo. </li><li> Retirez tout tissu restant en dehors de la surface de l'œil. Couper et enlever la partie antérieure, puis transférer l'œilleton dans l'une des boîtes de Pétri remplie de Ringer. </li><li> Enlever le vitré et la rétine séparer soigneusement du reste de l'œilleton par pincement ou couper les pièces jointes. Soulevez doucement la rétine et de la séparer totalement de l'œilleton. </li><li> Transférer la rétine pour le deuxième plat de Pétri avec une pipette en plastique. Gardez le plat contenant de la rétine dans une boîte étanche à la lumière. </li></ol> 4. Isolement des cellules photoréceptrices seule <ol><li> Toutes les procédures sont menées sous la lumière infrarouge. Coupez un petit morceau de la rétine et le transférer avec une pipette en plastique pour un plat Sylgard-couvert. Le volume de la solution contenant le morceau rétine devrait être d'environ 250 uL. </li><li> Prenez un petit morceau de lame de rasoir, avec le support de lame - le bord de la lame doit être à environ 45 ° au titulaire. Aplatir le morceau de la rétine sur la couche Sylgard et en utilisant la lame hachez le morceau de la rétine finement tout en la gardant collé à la couche Sylgard. </li><li> Transférer 200 ul de la solution contenant les cellules à une chambre expérimentale - laisser aucun morceau restant de la rétine dans le plat Sylgard-couvert. Gardez la chambre avec les cellules isolées dans une boîte étanche à la lumière. </li><li> Attendez 10 min pour les cellules de s'installer, puis ajouter 2-3 ml de Ringer. A ce stade, les cellules isolées peuvent être chargées avec un colorant fluorescent particulière (par exemple Fura-2) selon le protocole de chargement colorant. </li><li> Les cellules peuvent maintenant être prises pour la platine du microscope pour des expériences. </li></ol> 5. L'imagerie par fluorescence <ol><li> Transfert de la chambre à l'étape du microscope à épifluorescence. Perfusion solution Ajuster, sondes de température, éclairage infrarouge, etc </li><li> Fermez les rideaux et commencer à expérimenter. Allumez la lumière infrarouge dans la cage de microscope, se concentrer sur le fond de la chambre expérimentale, et déplacer la scène à la recherche de cellules. </li></ol> 6. Résultat Représentants: Fig. 1 montre la morphologie de la tige isolés saine et des cônes photorécepteurs obtenus avec ce protocole d'une salamandre (Ambystoma tigrinum) rétine. Salamandre cellules ont été largement utilisés pour des études d'imagerie par fluorescence seule cellule en raison de leur grande taille et leur capacité à survivre pendant plusieurs heures après l'isolement de la rétine. En outre, à partir d'une rétine de salamandre, on peut obtenir régulièrement la tige et des cônes photorécepteurs. Un critère important pour la santé des cellules est la présence d'un ellipsoïde intacte (Fig. 1), la partie de la cellule où les mitochondries sont concentrés. Lorsque les cellules sont considérées dans l'optique DAPI, cette concentration des mitochondries donne un signal fort de fluorescence (Fig. 2) en raison de la présence de NADH. Absence d'un ellipsoïde intacte est un signe d'une cellule endommagée, généralement impropres à l'expérimentation. Fig. 3 montre une salamandre endommagé tige des photorécepteurs, avec un corps cellulaire gonflé et un noyau de condensation. Ces cellules d'affichage beaucoup plus faible fluorescence sous l'optique DAPI, mais vu sous l'optique FITC montrent un signal DCP forte dans la région de l'ellipsoïde (provenant de nucléotides flavine oxydée et flavoprotéines). Un autre critère pour la santé des photorécepteurs isolés, c'est leur capacité à générer des tout-trans rétinol (vitamine A) dans leurs segments externes lors de la stimulation par la lumière. La génération de la vitamine A exige des quantités importantes de NADPH, qui dépend d'une machinerie métabolique intacte. Figures 4 et 5 montrent la formation de la vitamine A dans les segments externes des photorécepteurs grenouille intact et la tige de la souris, respectivement. <img src="/files/ftp_upload/2789/2789fig1.jpg" alt="Figure 1" data-altupdatedat="1787634011000" data-alt="Figure 1"> Figure 1. Healthy seule photorécepteurs tige et le cône. Les cellules ont été isolées à partir d'une rétine salamandre tigrée. Phototransduction prend place dans le segment externe et de l'ellipsoïde est très dense avec des mitochondries. Les bâtonnets sont responsables de la vision faible lumière, les cônes pour la vision de la lumière. <img src="/files/ftp_upload/2789/2789fig2.jpg" alt="Figure 2" data-altupdatedat="1787634011000" data-alt="Figure 2"> Figure 2. Fluorescence de la vie de salamandre tige et le cône. Ce sont adaptés à l'obscurité des cellules, montrant la fluorescence du NADH forts dans leur ellipsoïdes respectifs et pas de vitamine A par fluorescence significative dans leurs segments externes. La capture de l'image de fluorescence représente leur première exposition à la lumière visible après la période d'adaptation à l'obscurité. <img src="/files/ftp_upload/2789/2789fig3.jpg" alt="Figure 3" data-altupdatedat="1787634011000" data-alt="Figure 3"> Figure 3. Damaged salamandre tige photorécepteur. Le corps de la cellule gonflée et le noyau condensé sont révélateurs de dommages. La cellule est oxydé et il est minime signal de NADH (optique DAPI), mais le signal beaucoup plus fort DCP (FITC optique). <img src="/files/ftp_upload/2789/2789fig4.jpg" alt="Figure 4" data-altupdatedat="1787634011000" data-alt="Figure 4"> Figure 4. Grenouille tige avec du NADH et le rétinol. Ceci est un photorécepteur grenouille saine tige montrant la fluorescence du NADH forte dans la région de l'ellipsoïde. Avant exposition à la lumière de fluorescence est minime dans le segment externe. Après exposition à la lumière, il ya une augmentation significative de la fluorescence segment externe due à la formation de la vitamine A. <img src="/files/ftp_upload/2789/2789fig5.jpg" alt="Figure 5" data-altupdatedat="1787634011000" data-alt="Figure 5"> Figure 5. Souris tige avec le rétinol. Ceci est un photorécepteur de souris saines tige montrant la fluorescence significative segment externe, après exposition à la lumière due à la formation de la vitamine A. Les régions ellipsoïde de photorécepteurs tige de souris ne montrent pas un signal fort de fluorescence.

<ol><li>Burns, M. E., Arshavsky, V. Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Beyond+Counting+Photons%3A+Trials+and+Trends+in+Vertebrate+Visual+Transduction%5BTitle%5D)+AND+%22Neuron%22%5BJournal%5D)">Beyond Counting Photons: Trials and Trends in Vertebrate Visual Transduction.</a> Neuron. 48, 387-401 (2005).</li>
<li>Ebrey, T., Koutalos, Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Vertebrate+Photoreceptors%5BTitle%5D)+AND+%22Prog+Retin+Eye+Res%22%5BJournal%5D)">Vertebrate Photoreceptors.</a> Prog Retin Eye Res. 20, 49-94 (2001).</li>
<li>Fain, G. L., Matthews, H. R., Cornwall, M. C., Koutalos, Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Adaptation+in+Vertebrate+Photoreceptors%5BTitle%5D)+AND+%22Physiol+Rev%22%5BJournal%5D)">Adaptation in Vertebrate Photoreceptors.</a> Physiol Rev. 81, 117-151 (2001).</li>
<li>Palczewski, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((G+Protein-Coupled+Receptor+Rhodopsin%5BTitle%5D)+AND+%22Annu+Rev+Biochem%22%5BJournal%5D)">G Protein-Coupled Receptor Rhodopsin.</a> Annu Rev Biochem. 75, 743-767 (2006).</li>
<li>Saari, J. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Biochemistry+of+Visual+Pigment+Regeneration%3A+The+Friedenwald+Lecture%5BTitle%5D)+AND+%22Invest+Ophthalmol+Vis+Sci%22%5BJournal%5D)">Biochemistry of Visual Pigment Regeneration: The Friedenwald Lecture.</a> Invest Ophthalmol Vis Sci. 41, 337-348 (2000).</li>
<li>Lamb, T. D., Pugh, E. N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Dark+Adaptation+and+the+Retinoid+Cycle+of+Vision%5BTitle%5D)+AND+%22Prog+Retin+Eye+Res%22%5BJournal%5D)">Dark Adaptation and the Retinoid Cycle of Vision.</a> Prog Retin Eye Res. 23, 307-380 (2004).</li>
<li>Imanishi, Y., Lodowski, K. H., Koutalos, Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Two-Photon+Microscopy%3A+Shedding+Light+on+the+Chemistry+of+Vision%5BTitle%5D)+AND+%22Biochemistry%22%5BJournal%5D)">Two-Photon Microscopy: Shedding Light on the Chemistry of Vision.</a> Biochemistry. 46, 9674-9684 (2007).</li>
<li>Sampath, A. P., Matthews, H. R., Cornwall, M. C., Fain, G. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Bleached+Pigment+Produces+a+Maintained+Decrease+in+Outer+Segment+Ca2%2B+in+Salamander+Rods%5BTitle%5D)+AND+%22J+Gen+Physiol%22%5BJournal%5D)">Bleached Pigment Produces a Maintained Decrease in Outer Segment Ca2+ in Salamander Rods.</a> J Gen Physiol. 111, 53-64 (1998).</li>
<li>Sampath, A. P., Matthews, H. R., Cornwall, M. C., Bandarchi, J., Fain, G. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Light-Dependent+Changes+in+Outer+Segment+Free-Ca2%2B+Concentration+in+Salamander+Cone+Photoreceptors%5BTitle%5D)+AND+%22J+Gen+Physiol%22%5BJournal%5D)">Light-Dependent Changes in Outer Segment Free-Ca2+ Concentration in Salamander Cone Photoreceptors.</a> J Gen Physiol. 113, 267-277 (1999).</li>
<li>Woodruff, M. L., Sampath, A. P., Matthews, H. R., Krasnoperova, N. V., Lem, J., Fain, G. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Measurement+of+Cytoplasmic+Calcium+Concentration+in+the+Rods+of+Wild-Type+and+Transducin+Knock-out+Mice%5BTitle%5D)+AND+%22J+Physiol%22%5BJournal%5D)">Measurement of Cytoplasmic Calcium Concentration in the Rods of Wild-Type and Transducin Knock-out Mice.</a> J Physiol. 542, 843-854 (2002).</li>
<li>Leung, Y. T., Fain, G. L., Matthews, H. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Simultaneous+Measurement+of+Current+and+Calcium+in+the+Ultraviolet-Sensitive+Cones+of+Zebrafish%5BTitle%5D)+AND+%22J+Physiol%22%5BJournal%5D)">Simultaneous Measurement of Current and Calcium in the Ultraviolet-Sensitive Cones of Zebrafish.</a> J Physiol. 579, 15-27 (2007).</li>
<li>Matthews, H. R., Fain, G. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Laser+Spot+Confocal+Technique+to+Measure+Cytoplasmic+Calcium+Concentration+in+Photoreceptors%5BTitle%5D)+AND+%22Methods+Enzymol%22%5BJournal%5D)">Laser Spot Confocal Technique to Measure Cytoplasmic Calcium Concentration in Photoreceptors.</a> Methods Enzymol. 316, 146-163 (2000).</li>
<li>Szikra, T., Cusato, K., Thoreson, W. B., Barabas, P., Bartoletti, T. M., Krizaj, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Depletion+of+Calcium+Stores+Regulates+Calcium+Influx+and+Signal+Transmission+in+Rod+Photoreceptors%5BTitle%5D)+AND+%22J+Physiol%22%5BJournal%5D)">Depletion of Calcium Stores Regulates Calcium Influx and Signal Transmission in Rod Photoreceptors.</a> J Physiol. 586, 4859-4875 (2008).</li>
<li>Krizaj, D., Copenhagen, D. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Compartmentalization+of+Calcium+Extrusion+Mechanisms+in+the+Outer+and+Inner+Segments+of+Photoreceptors%5BTitle%5D)+AND+%22Neuron%22%5BJournal%5D)">Compartmentalization of Calcium Extrusion Mechanisms in the Outer and Inner Segments of Photoreceptors.</a> Neuron. 21, 249-256 (1998).</li>
<li>Chen, C., Nakatani, K., Koutalos, Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Free+Magnesium+Concentration+in+Salamander+Photoreceptor+Outer+Segments%5BTitle%5D)+AND+%22J+Physiol%22%5BJournal%5D)">Free Magnesium Concentration in Salamander Photoreceptor Outer Segments.</a> J Physiol. 553, 125-135 (2003).</li>
<li>Chen, C., Jiang, Y., Koutalos, Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Dynamic+Behavior+of+Rod+Photoreceptor+Disks%5BTitle%5D)+AND+%22Biophys+J%22%5BJournal%5D)">Dynamic Behavior of Rod Photoreceptor Disks.</a> Biophys J. 83, 1403-1412 (2002).</li>
<li>Tsina, E., Chen, C., Koutalos, Y., Ala-Laurila, P., Tsacopoulos, M., Wiggert, B., Crouch, R. K., Cornwall, M. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Physiological+and+Microfluorometric+Studies+of+Reduction+and+Clearance+of+Retinal+in+Bleached+Rod+Photoreceptors%5BTitle%5D)+AND+%22J+Gen+Physiol%22%5BJournal%5D)">Physiological and Microfluorometric Studies of Reduction and Clearance of Retinal in Bleached Rod Photoreceptors.</a> J Gen Physiol. 124, 429-443 (2004).</li>
<li>Ala-Laurila, P., Kolesnikov, A. V., Crouch, R. K., Tsina, E., Shukolyukov, S. A., Govardovskii, V. I., Koutalos, Y., Wiggert, B., Estevez, M. E., Cornwall, M. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Visual+Cycle%3A+Dependence+of+Retinol+Production+and+Removal+on+Photoproduct+Decay+and+Cell+Morphology%5BTitle%5D)+AND+%22J+Gen+Physiol%22%5BJournal%5D)">Visual Cycle: Dependence of Retinol Production and Removal on Photoproduct Decay and Cell Morphology.</a> J Gen Physiol. 128, 153-169 (2006).</li>
<li>Koutalos, Y., Cornwall, M. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Microfluorometric+Measurement+of+the+Formation+of+All-Trans-Retinol+in+the+Outer+Segments+of+Single+Isolated+Vertebrate+Photoreceptors%5BTitle%5D)+AND+%22Methods+Mol+Biol%22%5BJournal%5D)">Microfluorometric Measurement of the Formation of All-Trans-Retinol in the Outer Segments of Single Isolated Vertebrate Photoreceptors.</a> Methods Mol Biol. 652, 129-147 (2010).</li>
<li>Wu, Q., Blakeley, L. R., Cornwall, M. C., Crouch, R. K., Wiggert, B. N., Koutalos, Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Interphotoreceptor+Retinoid-Binding+Protein+Is+the+Physiologically+Relevant+Carrier+That+Removes+Retinol+from+Rod+Photoreceptor+Outer+Segments%5BTitle%5D)+AND+%22Biochemistry%22%5BJournal%5D)">Interphotoreceptor Retinoid-Binding Protein Is the Physiologically Relevant Carrier That Removes Retinol from Rod Photoreceptor Outer Segments.</a> Biochemistry. 46, 8669-8679 (2007).</li>
<li>Kolesnikov, A. V., Ala-Laurila, P., Shukolyukov, S. A., Crouch, R. K., Wiggert, B., Estevez, M. E., Govardovskii, V. I., Cornwall, M. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Visual+Cycle+and+Its+Metabolic+Support+in+Gecko+Photoreceptors%5BTitle%5D)+AND+%22Vision+Res%22%5BJournal%5D)">Visual Cycle and Its Metabolic Support in Gecko Photoreceptors.</a> Vision Res. 47, 363-374 (2007).</li>
<li>Chen, C., Blakeley, L. R., Koutalos, Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Formation+of+All-Trans+Retinol+after+Visual+Pigment+Bleaching+in+Mouse+Photoreceptors%5BTitle%5D)+AND+%22Invest+Ophthalmol+Vis+Sci%22%5BJournal%5D)">Formation of All-Trans Retinol after Visual Pigment Bleaching in Mouse Photoreceptors.</a> Invest Ophthalmol Vis Sci. 50, 3589-3595 (2009).</li>
</ol>

Si la santé des cellules isolées ne sont pas obtenus, le problème réside soit avec l&#39;isolement ou la santé de la rétine ou avec son hachage. Généralement, après avoir enlevé le devant de l&#39;œil et le corps vitré, la rétine ascenseurs facilement hors de l&#39;épithélium pigmentaire. Si ce n&#39;est pas, essayez de le retirer à partir de la périphérie de l&#39;œilleton. S&#39;il est encore difficile de séparer, une possibilité probable est que l&#39;animal n&#39;a pas été adaptés à l&#39;obscurité pendant une pério...

<table border="1"><tbody><tr><th> Nom </th><th> Société </th><th> Numéro de catalogue </th><th> Commentaires </th></tr><tr><td> Chambre noire (100-150 pi 2) </td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td> Les feux rouges 19 </td><td></td><td></td><td> Les magasins en ligne </td></tr><tr><td> Sources de lumière infrarouge et les téléspectateurs d&#39;images infrarouges </td><td> FJW Optical Systems, Inc </td><td></td><td></td></tr><tr><td> Loupe binoculaire 19 </td><td></td><td></td><td> Muni de téléspectateurs à infrarouge </td></tr><tr><td> Microscope à épifluorescence enfermé dans une cage étanche à la lumière 19 </td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td> Des outils de dissection (ciseaux, pinces, porte-lame) </td><td> Roboz ou Outils Fine Science </td><td></td><td></td></tr><tr><td> Élastomère Sylgard </td><td> Essex (Charlotte, Caroline du Nord) </td><td> Kit Sylgard élastomère 184 </td><td></td></tr><tr><td> Poly-L-ornithine (0,01%) </td><td> Sigma-Aldrich </td><td> P4957 </td><td></td></tr><tr><td> Poly-L-lysine (0,1%) </td><td> Sigma-Aldrich </td><td> P8920 </td><td> Diluer à 0,01% </td></tr><tr><td> Chambres expérimentales </td><td> Warner Instruments (Hamden, CT) </td><td> D3512P </td><td></td></tr><tr><td> Boîtes de Pétri, pipettes en plastique </td><td> Fisher Scientific </td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

préparation de vie isolées cellules photoréceptrices vertébrés pour l&#39;imagerie de fluorescence

Preparation of Living Isolated Vertebrate Photoreceptor Cells for Fluorescence Imaging

Dans la rétine des vertébrés, phototransduction, la conversion de la lumière en un signal électrique, est effectué par la tige et le cône cellules photoréceptrices 1-4. Rod photorécepteurs sont responsables de la vision dans la pénombre, des cônes de lumière. Phototransduction prend place dans le segment externe de la cellule de photorécepteur, un compartiment spécialisé qui contient une forte concentration de pigment visuel, le détecteur de lumière primaire. Le pigment visuel est composé d&#39;un chromophore, 11 - cis rétinal, attaché à une protéine, l&#39;opsine. Un photon absorbé par le pigment visuel isomérise le chromophore de 11 - cis-trans. Cette photoisomérisation provoque un changement conformationnel dans le pigment visuel qui déclenche une cascade de réactions aboutissant à un changement dans le potentiel de membrane, et entraînant la transduction du stimulus lumineux en un signal électrique. La reprise de la cellule de la stimulation lumineuse implique la désactivation des intermédiaires activés par la lumière, et le rétablissement du potentiel de membrane. Ca 2 + module l&#39;activité de plusieurs enzymes impliquées dans la phototransduction, et sa concentration est réduite lors de la stimulation lumineuse. De cette façon, le Ca 2 + joue un rôle important dans le rétablissement de la cellule de la stimulation lumineuse et son adaptation à la lumière de fond. Une autre partie essentielle du processus de récupération est la régénération du pigment visuel qui a été détruit pendant la lumière de détection par le photoisomérisation de ses 11 - chromophore cis-trans 5-7. Cette régénération commence par la libération de tous les trans-rétinienne par le pigment photoactivé, laissant derrière lui l&#39;opsine apo-protéines. Les libérés tout-trans rétinal est rapidement réduit dans une réaction en utilisant le NADPH au rétinol tout trans, et se combine avec l&#39;opsine 11 frais - rétinien cis introduits dans le segment externe pour réformer le pigment visuel. Tous les trans-rétinol est alors transférée hors du segment externe et dans les cellules voisines par la protéine porteuse rétinoïdes Interphotoreceptor spécialisés de reliure (IRBP). L&#39;imagerie de fluorescence des cellules photoréceptrices unique peut être utilisée pour étudier leur physiologie et biologie cellulaire. Ca 2 + sensibles colorants fluorescents peuvent être utilisés pour examiner en détail l&#39;interaction entre les segments externes Ca 2 + et les changements réponse à la lumière de 8 à 12 ainsi que le rôle du segment intérieur de Ca 2 + magasins dans l&#39;homéostasie du Ca 2 + 13,14 . Les colorants fluorescents peuvent également être utilisés pour mesurer la concentration en Mg 2 + 15, le pH et comme traceurs de compartiments aqueux et la membrane 16. Enfin, la fluorescence intrinsèque des tout-trans rétinol (vitamine A) peuvent être utilisés pour suivre la cinétique de sa formation et l&#39;élimination des cellules photoréceptrices seule 17-19.

Une méthode est décrite pour la préparation des cellules photoréceptrices de vie simple de différentes espèces de vertébrés pour l&#39;imagerie de fluorescence. La méthode peut être utilisée pour l&#39;image de la fluorescence des fluorophores endogènes, tels que le NADH ou la vitamine A, ou celle de manière exogène ajouté des colorants fluorescents sensibles à Ca<sup&gt; 2 +</sup&gt; Ou d&#39;autres facteurs.

Préparation de vie isolées cellules photoréceptrices vertébrés pour l&#39;imagerie de fluorescence

Dans la rétine des vertébrés, la phototransduction, soit la conversion de la lumière en un signal électrique, est assurée par les cellules photoréceptrices en bâtonnets et en cônes1-4. ...

L'objectif général de cette procédure est de préparer des cellules photoréceptrices vivantes individuelles pour l'imagerie par fluorescence. Cela est réalisé en isolant tout d'abord une rétine adaptée à l'obscurité. La deuxième étape de la procédure consiste à isoler des cellules photoréceptrices vivantes individuelles.La troisième étape de la procédure consiste à transférer les cellules dans une chambre expérimentale. La quatrième étape de la procédure consiste à placer la chambre sur la platine du microscope. L'étape finale de la procédure consiste à sélectionner une cellule saine. Pour l'imagerie de fluorescence, des résultats finaux peuvent être obtenus, montrant des changements en temps réel du métabolisme cellulaire, de la signalisation, du trafic intracellulaire ou de l'oxydation, grâce à l'imagerie de la fluorescence cellulaire.Cette méthode peut aider à répondre à des questions clés dans le domaine des photorécepteurs vertébrés, telles que l'élimination des sous-produits toxiques, et ainsi à la détection de la lumière. Les implications de cette technique s'étendent vers le traitement des maladies de la rétine, car elle peut être utilisée pour étudier les cellules photoréce

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Dans cette vidéo, des techniques pour multicolor confocale imagerie time-lapse et l'ablation des cellules ciblées sont fournis. Time-lapse d'imagerie est utilisée pour surveiller le comportement de plusieurs types cellulaires...

Multicolor imagerie time-lapse de poisson zèbre transgénique: Visualisation des cellules souches rétiniennes Activé par ablation cellulaire ciblée neuronale

Cet article fournit une description de la manière de disséquer et d'enregistrer à partir de la préparation isolée de la rétine chez la souris. En particulier, nous décrivons comment enregistrer les réponses de lumière provenant d'une population de cellules ganglionnaires marqués par fluorescence et par la suite identifier et d'analyser sa morphologie.

Une préparation isolée rétinienne pour enregistrer la réponse de Lumière génétiquement marqués cellules ganglionnaires rétiniennes

Cet article décrit l'enregistrement des cellules individuelles de fluorescence taggés populations neuronales dans la rétine de souris intactes. En utilisant deux photons d'excitation infrarouge cellules transgenetically étiquetés ont été ciblés pour patch-clamp pour étudier leurs réponses lumière, les propriétés des champs réceptifs, et la morphologie.

Populations cellulaires Caractérisation électrophysiologique des exprimant la GFP dans la rétine intacte

L'imagerie des tissus embryonnaires en temps réel est difficile sur de longues périodes de temps. Nous présentons ici une analyse pour surveiller les changements cellulaires et sub-cellulaire de la moelle épinière de poulet pendant de longues périodes avec une résolution spatiale et temporelle. Cette technique peut être adaptée pour d'autres régions du système nerveux et de l'embryon en développement.

Imagerie à haute résolution en direct du comportement des cellules dans le développement neuro-épithélium

Source : Laboissonnière, et. al. Séquençage de l’ARN unicellulaire de sous-ensembles définis de cellules ganglionnaires rétiniennes. J. Vis. exp. (2017).  Cette vidéo présente une technique de traçage par fluorescence pour identifier les sous-types de cellules ganglionnaires rétiniennes (CGR) dans une rétine de souris transgénique. Le processus consiste à fixer la rétine isolée dans une chambre d’enregistrement, à maintenir la viabilité cellulaire grâce à une perfusion oxygénée et à cibler les...

Identification de sous-types de cellules ganglionnaires rétiniennes de souris par traçage fluorescent

Rétine neurale d'une souris âgée de 8 jours est au-dessus d'un bloc de gélatine de 4%. Après isolement de la couche de photorécepteur (200 um) par vibratome, les photorécepteurs sont ensemencées après dissociation mécanique et enzymatique de la culture. La couche de photorécepteur peut être utilisé pour des analyses biochimiques ou la transplantation moléculaires.

Vibratome sectionnement rétine de souris pour préparer des cultures photoréceptrices

Les études de biomolécules in vivo sont cruciales pour comprendre la fonction moléculaire dans un contexte biologique. Nous décrivons ici une nouvelle méthode permettant l’internalisation de biomolécules fluorescentes, telles que l’ADN ou les protéines, dans des micro-organismes vivants. L’analyse des données in vivo enregistrées par microscopie à fluorescence est également présentée et discutée.

Internalisation et l&#39;Observation des Biomolécules Fluorescent In Living micro-organismes par électroporation

la régénération rétinienne Zebrafish a surtout été étudiée en utilisant des rétines fixes. Cependant, les processus dynamiques tels que la migration nucléaire interkinetic se produisent au cours de la réponse régénérative et nécessitent imagerie des cellules vivantes pour étudier les mécanismes sous-jacents. Ici, nous décrivons la culture et d'imagerie conditions pour surveiller Interkinetic Migration nucléaire (INM) en temps réel en utilisant la microscopie multiphoton.

Culture des adultes Zebrafish Retinal explants Transgenic pour des cellules vivantes par imagerie multiphotonique Microscopie

Imagerie tissu rétinien peut fournir des informations de cellule unique qui ne peut pas être recueillies de méthodes biochimiques traditionnelles. Ce protocole décrit la préparation de rétiniens tranches de poisson zèbre pour l’imagerie confocale. Fluorescentes codé génétiquement des capteurs ou indicateur colorants permettent la visualisation de nombreux processus biologiques en types distincts de cellules rétiniennes.

Préparation tranches rétiniennes fraîches de poisson-zèbre adulte pour Ex Vivo des expériences d’imagerie

Ce protocole décrit l’utilisation d’un peroxyde d’hydrogène génétiquement codé (H2O2)-biocapteur dans les neurones et les larves de poisson zèbre cultivés pour évaluer les rôles physiologiques de signalisation deH2O2pendant le développement du système nerveux. Il peut être appliqué à différents types de cellules et modifié avec des traitements expérimentaux pour étudier les espèces réactives de l’oxygène (ROS) dans le développement général.

ROS Imagerie des cellules vivantes au cours du développement neuronal

Apprenez à isoler des photorécepteurs vivants de vertébrés pour l'imagerie de fluorescence. Cette méthode permet d'observer en temps réel les changements métaboliques et les processus cellulaires dans les cellules photoréceptrices.

Préparation de vie isolées cellules photoréceptrices vertébrés pour l'imagerie de fluorescence

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