Name: Un protocole optimisé pour lélevage Fopius arisanus, Un parasitoïde des mouches des fruits Tephritidae (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2011-07-02T14:00:00.000+00:00
Duration: 12 min
Description: Découvrez un protocole optimisé pour l'élevage de Fopius arisanus, un parasitoïde utilisé dans la lutte biologique contre les mouches des fruits Tephritidae. Cette méthode permet d'établir des colonies durables pour la gestion des ravageurs.

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Nous tenons à remercier Keith Shigeteni d&#39;assistance dans l&#39;insectarium et Natasha Sostrom de l&#39;aide pour l&#39;informatique graphique. Ce travail a été financé par l&#39;USDA-ARS. Les opinions, constatations, conclusions ou recommandations exprimées dans cette publication sont celles des auteurs et ne reflètent pas nécessairement les vues de l&#39;USDA. L&#39;USDA est un fournisseur de l&#39;égalité des chances et l&#39;employeur.

1. Préparer des oeufs d'hôte pour la mouche des fruits parasitisme <ol><li> Préparer un substrat pour les œufs de mouches des fruits pour être parasité par la préparation de gélose (alternativement, Gelcarin GP812, FMC Biopolymer, Ewing NJ; une option plus rentable) des plats remplis, 10 cm de longueur par côté et 1,5 cm de profondeur. Préparer agar à une concentration de 9 g par litre d'eau. </li><li> Remplissez les plats à la jante avec de l'agar liquide (environ 70ml), et les laisser refroidir et se solidifier (au moins 45 minutes). </li><li> Une fois les blocs de gélose sont solides, appliquer une seule couche de papier de soie (une seule nappe de tissu batch "préférence" Georgia Pacific), couvrant la partie supérieure de chaque bloc. Le tissu devrait s'en tenir facilement à l'agar-agar en raison de l'humidité de surface. </li><li> Appliquez un volume de 0,5 ml d'oeufs mouche des fruits en suspension dans l'eau à la surface du tissu recouvert de blocs de gélose. Dans notre insectarium, ce qui équivaut à environ 6000 oeufs de Bactrocera dorsalis (12000 œufs par ml). </li><li> Utilisez un 2,5 cm large pinceau propre trempé dans de l'eau pour répandre les oeufs mouche des fruits uniformément sur la surface du tissu. </li><li> Placez les oeufs mouche des fruits dans l'écran du bas de la cage pour permettre parasitoïde ponte. Appuyez sur le dessous de l'écran du bas pour enlever les parasites morts qui peuvent obstruer les oeufs. Il est préférable que l'écran du bas ne touche pas les oeufs. </li><li> Autoriser les parasites à pondre pendant la nuit et la journée suivante, environ 21 heures. C'est un temps suffisant pour un pourcentage élevé des œufs d'être parasité. Une exposition plus longue risques superparasitization. </li></ol> 2. D'incubation et la nymphose de fruits hôte parasité mouches <ol><li> Préparer culture en conteneur en plaçant des blocs de 3 à 3,5 agar préparé des œufs parasités par 1,25 litres d'alimentation mouche des fruits avec des œufs 19 vers le haut. </li><li> Placez le récipient régime alimentaire avec des oeufs sur une colonne montante sur une couche de 1,5 cm de profondeur de vermiculite catégorie fine ou le sable lavé dans un récipient plus grand nymphose. Couvrez le récipient avec un couvercle nymphose et bande les bords du ruban de masquage avec. La vermiculite peut être réutilisée après tamisage (voir ci-dessous). </li><li> S'assurer qu'il ya suffisamment d'espace entre le haut du conteneur alimentation et le couvercle du réservoir pour les larves de la nymphose mouche des fruits à ramper hors et 'pop' 20 dans le vemiculite ci-dessous. </li><li> Déplacer les contenants nymphose à une salle à 27 ° C et 80% d'humidité relative (HR) pour une semaine. Conteneurs Couvrir avec un linge sombre pour les quatre premiers jours puis retirez le chiffon pour les jours restants. </li><li> Retirez l'alimentation des larves au bout d'une semaine, une fois les larves ont surgi et entra dans la vermiculite pour la nymphose. S'il ya des larves dans la vermiculite, de leur permettre de se nymphoser nuit. </li><li> Tamiser les nymphes de la vermiculite. Commencez avec un tamis grossier (environ 3 mm) puis utilisez un tamis manuel pour enlever les grumeaux restants de la vermiculite. </li></ol> 3. Tri et sélection <ol><li> Pupa contenant F. arisanus peut être partiellement séparé de mouches des fruits parasités par taille. Recueillir nymphe entre 1,65 et 2,26 mm de diamètre, car elles seront enrichies pour les mouches parasitées. 12 pupes qui sont plus petits contiennent principalement des parasitoïdes trop petits, les grands nymphe contiennent principalement des mouches. Notez également que pour les pupes parasitées le pourcentage de femmes est corrélée positivement avec la taille 12. </li><li> Une variété de méthodes peuvent être employées pour trier par taille des pupes. Nous allons décrire une méthode mécanique utilisant un format personnalisé trieuse 21. </li><li> Placez les pupes dans l'entonnoir au sommet d'un chargeur de vibrations qui se nourrit lentement la trieuse de taille. </li><li> Nourrissez les pupes dans la trieuse de taille, qui se compose d'une paire de barres de roulement légèrement divergentes à un angle de 30 °. La baisse des pupes individuellement par la taille dans un tableau de fentes qui se déversent dans dix récipients séparés à travers un entonnoir. </li><li> Recueillir les nymphes de la tasse dans la gamme de taille de 1,65 à 2,26 mm et les placer dans une cage d'émergence de 7 jours plus jusqu'à ce que la plupart des mouches ont émergé de la pupe parasités. </li><li> Ensuite, utilisez un ventilateur de séparer pupariums vide de ces insectes contenant encore. </li></ol> 4. F. l'émergence et le maintien arisanus <ol><li> Pour maintenir la colonie de F. arisanus utiliser une cage parasitoïde tenant avec une façade en verre amovible, d'environ 25 cm de longueur par côté. La cage a 1mm 2 de dépistage sur le haut et deux de ses côtés. L'arrière de la cage est couverte d'une feuille de caoutchouc avec un trou de 9 cm pour y accéder. Le fond de la cage a une découpe couvertes à l'intérieur avec de 1-2mm 2 écran suffisamment grand pour permettre le placement de deux blocs de gélose avec des œufs de mouches des fruits pour la ponte des parasitoïdes. </li><li> Les cages devraient également avoir une partie teintée le long du quart inférieur de la façade en verre pour minimiser la lumière qui peut créer surpeuplement parasitoïde le long du front de la cage, ce qui entraîne une mortalité élevée. </li><li> Placer environ 11 g de ces sélectionsTed pupes dans des contenants de plastique d'environ 9 cm de diamètre. Cela devrait produire environ 600 à 700 parasites par cage. Sélection de la taille devrait se traduire par environ 60% de femmes. </li><li> Fixez les couvercles au crible pour les conteneurs. Les couvercles doivent être recouverts de 2 mm 2 de dépistage, ce qui permettra adulte F. arsianus de laisser les conteneurs sur l'émergence, mais contiendra toutes les mouches à fruits restants. </li><li> Maintenir les parasites à 24 ° C et environ 45% HR avec une ventilation 12:12 photopériode et bon. Si une mortalité élevée est observée, le déplacement des cages à l'extérieur pour quelques heures par jour ou augmentant la ventilation peut le réduire. Les parasites doivent être prêtes à pondre en une semaine supplémentaire et ne devraient être productif pour les deux semaines de plus. </li><li> Streak pur miel filé le long du haut de la cage au moins trois fois par semaine ou chaque fois que le miel disponible est sec. Appliquer le miel filé en filets minces en utilisant un doigt. Notez que si les stries sont trop lourds le miel goutte à goutte dans la cage; si trop de lumière le miel se dessèchent rapidement et nécessitent une nouvelle application fréquente. </li><li> Placez les blocs de gélose (10 cm x 10 cm x 4 cm) sur les sommets des cages de fournir l'humidité pour les parasites. Celles-ci doivent être changés deux fois par semaine. </li></ol> 5. Les résultats représentatifs: Nous rapportons ici les résultats de procédures de contrôle qualité effectué sur la F. USDA-ARS opération de l'élevage arisanus à Hilo, Hawaï entre Janvier 5 et Juin 22, 2010. L'élevage à l'endroit de Hilo sur l'échelle décrite dans cet article la vidéo et le protocole a été initié en août 2009, et les problèmes initiaux et les réglages avec le nouvel emplacement a été pour la plupart résolus par Janvier. Par conséquent, ces données sont représentatives des résultats d'autres chercheurs pourraient obtenir à partir de leur colonie, si elles suivent le protocole tel que décrit et ont l'expérience d'élevage d'insectes en général. Durant cette période, nous étions maintenant une petite colonie de F. arisanus: 4 parasitoïde cages produites par semaine, l'équivalent d'environ 3600 F. arisanus. Une vérification initiale des taux de parasitisme enrichi a été réalisée en prenant un échantillon de 2 g de pupes dans la gamme de taille de 1,65 à 2,26 mm (enrichi), avant une semaine supplémentaire de développement dans une cage (c'est à dire immédiatement après le régime alimentaire des larves a été enlevé et la pupes tamisée et la taille triés. Nous nous référons à ces comme «nymphes début»). Pendant les trois premiers mois de 2010, la proportion moyenne des parasites dans l'échantillon enrichi était de 0,46 (SD = 0,18). Au cours du trimestre suivant cette moyenne était de 0,58 (SD = 0,08), ce qui reflète la stabilisation de la colonie et les procédures de l'élevage au nouvel emplacement. Notez que les pupes enrichi qui ne sont pas parasités succès sont ceux qui ne produisent pas des émergents et ceux qui produit des mouches. Après une semaine de plus dans la cage de l'enlèvement tenue d'un autre échantillon vides pupariums deux grammes a été prise ("nymphes fin»). Les mouches à fruits représenté moins de 1% de ce deuxième échantillon. Le faible pourcentage de mouches des fruits est partiellement due à la précédente apparition de mouches contre les parasites, donc la plupart des mouches est resté dans le récipient contenant. Enfin, la figure 1 donne le rendement en masse de nymphes de Janvier à Juin 2010. Les rendements sont mesurés à partir de pupes enrichi dans la gamme de taille d'intérêts, 1,65 à 2,26 mm. La grande masse des «premières pupes» au début de l'année indique une forte proportion de mouches des fruits et des pupes non encore levés à cette époque, tandis que des ajustements ont été apportés à la nouvelle installation. <img src="/files/ftp_upload/2901/2901fig1.jpg" alt="Figure 1" data-altupdatedat="1788238805000" data-alt="Figure 1"> Figure 1. Rendement de l'uranium enrichi (diamètre de 1,65 nymphe 2.26mm) tôt (immédiatement après la sélection de la taille) et «tardif» (après la tenue d'une semaine et la suppression douilles vides) chrysalides à la colonie ARS-USDA F. ariasnus à Hilo, Hawaï , Janvier - Juin 2010

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</ol>

Nous n&#39;avons pas de conflits d&#39;intérêts à déclarer.

Dans cet article, la vidéo qui accompagne le protocole et nous avons décrit et démontré un protocole optimisé pour l&#39;élevage de F. ariasnus, un parasitoïde des mouches des fruits Tephritidae, dans un laboratoire. Ce protocole a été affiné au fil des ans afin de minimiser la quantité d&#39;équipements de travail et spécialisée nécessaire pour maintenir une colonie. Nous notons que bien établie, une colonie productive et stable de mouches des fruits d&#39;accueil est nécessaire pour toute tentative de parasitoïdes d&#39;élevage. Dans notre insectarium nous utilisons Bactrocera dorsalis comme une mouche à fruit hôte, mais d&#39;autres espèces se sont révélées être des hôtes compétents ainsi 14-17. Plusieurs aspects de F. l&#39;entretien colonie arisanus restent à explorer. Il s&#39;agit notamment du taux d&#39;adaptation de laboratoire dans cette espèce 10, les mécanismes de l&#39;apprentissage des 22 et les changements génétiques qui pourraient survenir avec l&#39;adaptation et les mécanismes qui peuvent être impliqués dans la plasticité volée hôte fruits. Au cours des dix dernières années il ya eu de multiples exemples de la propagation des mouches Dacine travers le monde, en particulier ceux du genre Bactrocera: B. dorsalis en Polynésie française, B. carambolae dans certaines parties de l&#39;Amérique du Sud, B. invadens en Afrique et B. zonata en Afrique et la Méditerranée du Nord. 3,23,18 Tester l&#39;efficacité d&#39;agents de lutte biologiques tels que F. arisanus contre les espèces Bactrocera d&#39;autres devraient être une priorité élevée, et il est notre espoir que l&#39;application des méthodes décrites dans ce protocole et l&#39;article qui accompagne la vidéo, va accélérer la recherche sur F. arisanus dans une large variété d&#39;emplacements 24. Enfin, des recherches plus poussées en utilisant cette méthode comme point de départ peut également fournir des informations importantes à la colonisation de parasitoïdes d&#39;œufs roman 25,1

un protocole optimisé pour l&#39;élevage fopius arisanus, un parasitoïde des mouches des fruits tephritidae

An Optimized Protocol for Rearing Fopius arisanus, a Parasitoid of Tephritid Fruit Flies

Fopius arisanus (Sonan) est un parasitoïde importante de mouches des fruits Tephritidae pendant au moins deux raisons. Premièrement, il est l&#39;un des trois seuls parasitoïdes opiine connus pour infecter l&#39;hôte lors de la phase 1 oeuf. Deuxièmement, il a une large gamme de potentiels hôtes mouche des fruits. Peut-être en raison de son histoire de vie, F. arisanus a été utilisée avec succès pour le contrôle biologique des mouches des fruits dans plusieurs régions tropicales 2-4. Un obstacle à la large utilisation de F. arisanus pour le contrôle de la mouche des fruits, c&#39;est qu&#39;il est difficile d&#39;établir une colonie de laboratoire stables 5-9. Malgré cette difficulté, dans les années 1990 chercheurs de l&#39;USDA a développé une méthode fiable pour maintenir des populations de laboratoire de F. arisanus 10-12. Il ya un intérêt important dans F. arisanus biologie 13,14, en particulier quant à sa capacité à coloniser une grande variété d&#39;hôtes Tephritidae 14-17; l&#39;intérêt est surtout tirée par la propagation alarmante de ravageurs mouche des fruits Bactrocera vers de nouveaux continents dans la dernière décennie 18. Des recherches plus poussées sur F. arisanus et des déploiements supplémentaires de cette espèce comme agent de lutte biologique bénéficieront d&#39;optimisations et des améliorations des méthodes d&#39;élevage. Dans ce protocole et à l&#39;article vidéo associée, nous décrivons une méthode optimisée pour l&#39;élevage de F. arisanus basée sur une approche décrite précédemment 12. La méthode que nous décrivons ici permet l&#39;élevage de F. arisanus dans une petite échelle, sans l&#39;utilisation de fruits, en utilisant des matériaux disponibles dans les régions tropicales du monde entier et avec des exigences relativement faible du travail manuel.

Fopius arisanus est un parasitoïde des œufs de larves de mouches des fruits Tephritidae qui est utilisé avec succès dans la lutte biologique contre ces ravageurs importants tropicales. Nous décrivons ici un protocole optimisé pour l&#39;élevage de F. arisanus sur une petite échelle en utilisant des matériaux facilement disponibles.

Un protocole optimisé pour l&#39;élevage Fopius arisanus, Un parasitoïde des mouches des fruits Tephritidae

*Fopius arisanus* (Sonan) est un parasitoïde important des mouches des fruits Tephritidae pour au moins deux raisons. Premièrement, c'est l'un des trois seuls opiines...

FOIA Aus est un agent important de lutte biologique à Hawaï, car il s'attaque aux mouches des fruits, des ravageurs économiques sérieux dans les régions tropicales et particulièrement ici à Hawaï. Ce qui fait l'intérêt de FOIA Aus, c'est qu'il attaque le stade œuf de l'insecte ravageur, permettant ainsi de le contrôler dès un stade précoce. Dans les séquences suivantes, vous pourrez observer des gros plans montrant comment nous élevons FOIA Aus en laboratoire.Et à la fin de ce programme, vous verrez des discussions sur la manière dont ce parasitoïde particulier a été utilisé dans un programme de relâchement réussi en Polynésie française. Nous allons commencer notre protocole avec des parasites adultes prêts à pénétrer dans les œufs d'une drosophile hôte. La première étape consiste à préparer les œufs de drosophile afin de les présenter au parasite.Ensuite, les larves de drosophiles sont laissées éclore, se développer et se nymphoser. Une fois que les drosophiles atteignent le stade de nymphe, elles sont triées selon leur taille afin d'enrichir en parasites. Enfin, les parasites émergent et sont maintenus jusqu'à leur maturation.Ils se rencontrent ensuite et sont de nouveau prêts à pénétrer dans un nouveau lot de fruits. Œufs de drosophiles. Ceci achève le cycle.Préparez un substrat A pour les fruits. Faites des blocs de taraudage d'environ 10 centimètres de côté. Le taraudage est préparé à une concentration de neuf grammes de poudre de taraudage par litre d'eau.Sur une surface plane, remplir les boîtes jusqu'au bord avec le milieu d'augage, puis laisser durcir pendant au moins 45 minutes. Une fois les blocs d'augage solidifiés, poser une couche unique de papier absorbant recouvrant la surface de chaque bloc. Le papier doit adhérer facilement à l'augage grâce à l'humidité superficielle.Un deuxième passage de roulage. Appliquer les œufs de drosophile sur la surface des blocs vis sans fin recouverte de tissu. Un volume de 0,5 millilitre d'œufs de drosophile en suspension donne environ 6 000 œufs par bloc.Un pinceau de 2,5 centimètres de large, trempé dans l’eau, est utilisé pour répartir uniformément les œufs de drosophile à la surface du tissu. Les œufs de drosophile sont ensuite placés sous le tamis inférieur des cages à parasites afin de permettre aux parasites d’y pondre par-dessus ; en tapotant le dessous du tamis, on élimine les parasites morts, qui pourraient entraver les œufs de drosophile. Les œufs de drosophile permettent aux parasites de pondre par-dessus toute la nuit.Environ 21 heures sont suffisantes pour qu'un pourcentage élevé des œufs de drosophile soit parasité. Une exposition plus longue risque le superparasitisme. Les principaux composants nécessaires pour l'élevage des œufs après l'exposition aux parasites sont le milieu de culture pour les larves de drosophile, les récipients pour le milieu larvaire et les récipients de nymphose.Placer trois à trois et demi blocs préparés de tarières contenant des œufs parasités sur un litre et quart de fruit. Régime alimentaire pour larves de mouches. Placer le récipient contenant le régime et les œufs sur un support surélevé et un récipient de nymphose au-dessus d'une couche d'environ un centimètre et demi de vériculite fine ou de sable lavé.Scotchez les bords du contenant de nymphose avec du ruban adhésif. Veillez à ce qu'il y ait suffisamment d'espace entre le haut du contenant de milieu et le couvercle du contenant de nymphose pour permettre aux larves de sortir et de pénétrer dans la vérmiculite située en dessous. Placez les contenants de nymphose dans une pièce à 27 degrés Celsius et à 80 % d'humidité relative pendant une semaine.Couvrez les récipients avec un tissu épais pendant les quatre premiers jours après une semaine. Ouvrez les récipients de nymphose et retirez le milieu larvaire. Nous utilisons Bre Dorsals comme drosophile hôte pour élever foia Airis.D'autres espèces appartenant aux genres Asfa et sitis sont également des hôtes potentiels. S'il y a des larves présentes dans la vermiculite, laissez-les se nymphoser toute la nuit à l'aide d'un tamis. Récupérez les pupes à partir de la vermiculite en commençant par un tamis grossier et un récipient de grande taille.Ensuite, utilisez un tamis manuel pour éliminer les grumeaux restants de vermiculite Eria contenant des opia. Les Ais peuvent être partiellement séparés des mouches drosophiles non parasitées par. Ainsi, en se basant sur des recherches antérieures, nous collectons uniquement les aria comprises entre 1,65 et 2,26 millimètres de diamètre, qui sont plus petites et contiennent principalement des parasitoïdes de taille insuffisante.Les mouches sont majoritairement présentes dans les échantillons plus grands. Diverses méthodes peuvent être utilisées pour trier les pupes selon leur taille. Nous décrirons une méthode mécanique utilisant un trieuse sur mesure pour les mouches parasitées collectées.Le pourcentage de femelles augmente avec la taille. Placez le cône en haut du trieuse mécanique par taille. Un alimentateur vibrant les déplace vers le haut d'une paire de barres roulantes légèrement divergentes à un angle de 30 degrés. Les individus tombent individuellement dans une série de fentes qui se vident par des entonnoirs dans 10 récipients distincts.Placez les pupes dans la gamme de taille comprise entre 1,65 millimètres et 2,26 millimètres dans une cage d’émergence pendant encore sept jours, jusqu’à ce que la majorité des mouches soient sorties des pupes parasitées. Ensuite, utilisez un ventilateur pour séparer les mouches vides de celles qui contiennent encore des parasitoïdes vivants. Pour maintenir la colonie d’Opia Aus, utilisez une cage de maintien des parasites dotée d’un avant en verre amovible, d’environ 25 centimètres de côté.La cage est munie d'un tamis de un millimètre carré sur le dessus et sur deux des côtés. L'arrière de la cage est recouvert d'une feuille de caoutchouc comportant un trou de neuf centimètres pour l'accès. Le fond de la cage possède une découpe recouverte à l'intérieur d'un tamis de un à deux millimètres carrés.Assez grand pour permettre la disposition de deux blocs à vis avec des fruits et des œufs de drosophile afin que le parasite se positionne au-dessus. Les cages de maintien doivent également présenter une partie teintée sur le quart inférieur de la face en verre afin de minimiser l'agglutinement des parasites le long de la face avant de la cage. Placer environ 11 grammes de l'aria sélectionnée dans des récipients en plastique d'environ neuf centimètres de diamètre.Cela devrait produire environ 600 à 700 parasites par cage. La sélection par taille devrait donner environ 60 % de femelles. Fixer les couvercles grillagés sur les récipients. Les couvercles doivent être recouverts d'une maille de deux millimètres carrés, ce qui permettra aux mouches d'émerger des récipients, tout en retenant les mouches à fruits restantes.Conserver les parasites à 24 degrés Celsius et à environ 45 % d'humidité relative, avec un photopériode de 12 heures de lumière et 12 heures d'obscurité, ainsi que des courants d'air adéquats. Appliquer du miel filé en fines stries le long du haut des cages au moins trois fois par semaine, ou chaque fois que le miel disponible est sec. Appliquer le miel filé en stries étroites à l'aide du bout du doigt. Remarquer que si les stries sont trop épaisses, le miel risque de couler dans la cage ; si elles sont trop fines, le miel s'assèche rapidement et nécessite des applications fréquentes. Placer des blocs d'humidité (blocs en forme de vis), mesurant 10 centimètres de côté et quatre centimètres de profondeur, sur le dessus des cages afin de fournir de l'humidité aux parasites.Ces blocs doivent être changés deux fois par semaine. En 2001, nous avons reçu une petite subvention initiale afin de déterminer si nous pouvions introduire des moyens de lutte biologique en Polynésie française pour aider à atténuer la situation, car la mouche des fruits orientale causait à l’époque des infestations incroyables sur tous les fruits tropicaux. Le laboratoire situé ici à Hawaï a effectué 10 expéditions.Ainsi, chacun de ces envois représentait habituellement environ cent mille Opia air sayings, bien qu’il y en ait eu en réalité un peu plus ; nous expédiions le PPE de la mouche des fruits orientale avec le parasitoïde à l’intérieur, puis nous les faisions émerger. Nous avons donc aménagé un petit laboratoire à Tahiti où nous recevions ces envois, puis nous faisions émerger les FOIA Air Sanus. Ainsi, sur une période d’environ un an, nous avons relâché près d’un million de FOIA Aans.Dans l'ensemble, c'est l'exemple le plus réussi en dehors d'Hawaï. Lorsque FOIA Aus a été initialement libéré à Hawaï, il est devenu le meilleur exemple de lutte biologique contre les mouches des fruits à travers le Pacifique. Au cours des 10 dernières années, on a assisté à une propagation considérable du complexe Bactrocera Dorsalis à travers le monde.Ainsi, Bactrocera carbo s'est étendu en Amérique du Sud, au Suriname, et est désormais présent dans le nord du Brésil. Ensuite, une autre espèce appelée Bacter inance, répandue en Afrique, provoque toutes sortes de dégâts. En outre, on observe également la propagation de la bactérie du papayer.Ce succès ouvre désormais des opportunités pour diffuser ces FOIA Aus en Amérique du Sud, en Afrique et dans d'autres régions d'Asie.

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JoVE Journal

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Biologie

Une méthode pour l' élevage Drosophila melanogaster dans des conditions axéniques et gnotobiotiques est présenté. Fly embryons sont dechorionated dans l'hypochlorite de sodium, transférés de manière aseptique à l'alimentation stérile, et élevés dans des récipients fermés. Inoculant régime alimentaire et les embryons avec des bactéries conduit à des associations gnotobiotiques, et la présence bactérienne est confirmée par plaquage du corps entier homogénats drosophile.

L&#39;élevage du Fruit Fly<em&gt; Drosophila melanogaster</em&gt; Sous axéniques et gnotobiotique Conditions

Nous présentons ici un protocole basé sur le système d’appât du ver de farine (Tenebrio molitor) qui a été utilisé pour isoler et sélectionner les champignons entomopathogènes (EPF) à partir d’échantillons de sol. Une formule de nombre de conidies efficaces (ECN) est utilisée pour sélectionner un EPF à haute tolérance au stress en fonction des caractéristiques physiologiques de la lutte microbienne des ravageurs sur le terrain.

Isolement et sélection de champignons entomopathogènes à partir d’échantillons de sol et évaluation de la virulence fongique contre les insectes nuisibles

Ganaspis brasiliensis - un parasitoïde larvaire de Drosophila suzukii (un ravageur envahissant mondial des cultures fruitières) - a été approuvé ou est envisagé pour l’introduction en Europe et aux États-Unis pour la lutte biologique contre ce ravageur. Cet article fournit des protocoles pour l’élevage à petite et à grande échelle de ce parasitoïde.

Méthodes d’élevage du parasitoïde Ganaspis brasiliensis, un agent de lutte biologique prometteur pour la drosophile suzukii envahissante

L’augmentation de la détection des mouches des fruits téphrites immatures sur le terrain peut déclencher des efforts opportuns pour éliminer les populations de ces ravageurs destructeurs. La détection des larves à un stade avancé est plus rapide et plus précise lors du mushing des fruits hôtes dans un sac et du passage de la pulpe à travers une série de tamis que la coupe à la main et l’inspection visuelle.

Tamiser la pulpe des fruits pour détecter les mouches téphrites immatures dans le champ

Nous présentons ici un protocole pour obtenir des champignons entomopathogènes à partir d’un foreur de bois forestier et une manière substitutive d’évaluer leurs activités entomopathogènes à l’aide d’un insecte modèle coléoptère. Cette méthode est efficace et pratique pour explorer les ressources fongiques entomopathogènes des insectes xylophages ravageurs dans les forêts naturelles.

Isolement, identification comportementale et évaluation de la pathogénicité des champignons entomopathogènes d’un xylophage forestier

Cet article décrit l’entretien en laboratoire (y compris l’accouplement et l’alimentation) de la mouche diptère inférieur Bradysia (Sciara) coprophila.

Maintenance en laboratoire de la mouche des diptères inférieurs Bradysia (Sciara) coprophila : un organisme modèle nouveau/ancien émergent

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Protocoles pour l’élevage efficace et l’analyse fonctionnelle de la guêpe endoparasitoïde Asobara japonica et de son hôte Drosophila melanogaster

Etudier l&#39;agressivité chez les drosophiles (mouches des fruits)

Cette vidéo illustre les techniques générales utilisées pour l'arrière Anopheles gambiae dans le laboratoire. Les méthodes pour prendre soin de moustiques de laboratoire sont démontrées par tous les stades du cycle de vie de l'organisme à partir de larves en pupes au sang maternel adultes.

Protocole pour l&#39;élevage des moustiques (A. gambiae)

Une méthode rapide pour l'analyse des composés volatils dans les fruits est décrite. Les composés volatils présents dans l'espace de tête d'un homogénat de l'échantillon sont séparés et détectés rapidement à la chromatographie gazeuse ultra-rapide (GC) couplée à une onde acoustique de surface (SAW) du capteur. Une procédure de traitement des données et l'analyse est également discuté.

Analyse de fruits instable avec un nez électronique

Découvrez un protocole optimisé pour l'élevage de Fopius arisanus, un parasitoïde utilisé dans la lutte biologique contre les mouches des fruits Tephritidae. Cette méthode permet d'établir des colonies durables pour la gestion des ravageurs.

Un protocole optimisé pour l'élevage Fopius arisanus, Un parasitoïde des mouches des fruits Tephritidae

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