Name: La fabrication des électrochimique de lADN des Biocapteurs pour la détection sans réactif dacides nucléiques, protéines et petites molécules (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2011-06-01T13:00:00.000+00:00
Duration: 13 min 15 s
Description: Apprenez la fabrication de biocapteurs électrochimiques à ADN pour détecter sans réactif les acides nucléiques, protéines et petites molécules dans des matrices biologiques complexes comme le sang.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

playerTrialDesktop

Ce travail a été financé par une subvention (OPP1015402) de la Fondation Bill and Melinda Gates Foundation à travers la Challenges Explorations Initiative Grand, et par le biais de subventions des NIH GM062958-01 et 2R01EB002046. Ce travail a été exécuté en partie sous les auspices du Département américain de l&#39;énergie par le Lawrence Livermore National Laboratory en vertu du contrat DE-AC52-07NA27344.

1. Préparer le terrain <ol><li> Acheter le pertinentes, sonde d'ADN modifié chimiquement par une société synthèse d'oligonucléotides personnalisés tels que Biosearch Technologies (Novato, Californie) ou Midland Certified (Midland, TX). La sonde est modifiée lors de la synthèse par l'ajout d'un thiol C6 à sa extrémité 3 'et un bleu de méthylène redox-actif à son extrémité 5'. </li><li> Dissoudre la sonde d'ADN dans un tampon phosphate salin pH 7,4 à une concentration de 200 uM et de vérifier sa concentration en mesurant son absorbance à 260 nm avec un spectrophotomètre. En raison de la fraction du bleu de méthylène sur la sonde d'ADN de la solution doit avoir une teinte bleue visible. </li><li> Fraîchement préparer 1 mL d'une solution 10 mM de tris (2-carboxyéthyl) phosphine PTCE dans l'eau distillée, eau déminéralisée (eau déminéralisée). Dans notre expérience, ces solutions restent fraîches PTCE une semaine lorsque stockés dans l'obscurité à 4 ° C. </li><li> Afin de réduire toute ponts disulfures qui pourraient être présents dans la solution d'ADN de sonde, combinez 1 pl de la solution stock sonde d'ADN avec 2 ul de la solution PTCE et mélanger doucement avec une pipette. Incuber le mélange pendant une heure dans un endroit sombre, conteneur réfrigéré. La solution initialement bleue devrait devenir claire que le PTCE réduit de façon réversible le bleu de méthylène. Si la solution ne devient pas claire, répéter la procédure en utilisant une solution PTCE frais ou, éventuellement, à la température ambiante. </li><li> Après une heure de diluer la solution d'ADN réduite sonde avec 1 ml de tampon, ce sera le diluer à une concentration de 200nm. Plus tard, vous aurez incuber un ensemble d'électrodes à disque d'or en portions de 200 ul de cette solution diluée de sonde. </li><li> Fraîchement préparer au moins 2 ml de 2mm mercaptohexanol en tampon phosphate salin. </li></ol> 2. Préparation du capteur <ol><li> Combinez 0,05 microns de poudre d'alumine avec de l'eau sur un chiffon de polissage fines. Pologne un ensemble d'électrodes disque d'or (CH Instruments, Austin, TX) en appuyant sur la surface d'or fermement dans le tissu humide, et en les déplaçant dans un modèle à huit chiffres pour environ trois minutes par électrode. </li><li> Rincer les électrodes polies avec de l'eau déminéralisée et de les immerger dans des tubes Eppendorf remplis de la même chose. Soniquer pendant cinq minutes pour enlever tout résidu de poudre d'alumine. </li><li> Placer les électrodes dans une solution 0,5 M d'acide sulfurique, de les joindre à un potentiostat avec un compteur de platine et argent / chlorure d'électrode de référence, et d'exécuter une série de voltampérogrammes à s'oxyder, réduire, et électrochimiquement nettoyer leurs surfaces. Suite à cette effectuer un second nettoyage électrochimique dans une solution de 0,01 M de KCl à 0,1 M d'acide sulfurique. Les détails les plus fins de ces procédures de nettoyage peut être trouvé dans notre nature Protocoles papier 1, et dans le supplément à cette vidéo. </li><li> Disposer d'un ensemble de deux tubes Eppendorf ml dans un rack et remplissez chacune avec 200 ul de la solution d'ADN sonde. La concentration de l'ADN sonde dans cette solution va définir la densité avec laquelle la sonde ADN paquet sur la surface du capteur. Les performances du capteur est fortement dépendante de la densité de sonde, avec la densité optimale varie d'une architecture de capteurs à l'autre. La concentration de sonde utilisés à cette étape devrait donc être optimisé pour chaque nouveau type de capteur 2. Pour les architectures de sonde que nous avons étudiés à ce jour, les concentrations d'ADN de sonde, nous comptons dans cette gamme étape à partir de 15 nm à 2 pm, avec 200 Nm étant une valeur typique. </li><li> Rincer les électrodes à disque d'or avec de l'eau déminéralisée, puis les immerger dans la solution d'ADN sonde pertinentes dans un tube Eppendorf pendant une heure. À ce stade, l'ADN sonde joindre à la surface de l'électrode d'or par la formation d'une monocouche auto thiol-sur-or assemblés. </li><li> Rincez les électrodes avec de l'eau déminéralisée, les plonger dans 2mM mercaptohexanol dans un tube Eppendorf et les stocker dans un endroit sombre pendant 3 heures à une nuit à température ambiante afin d'assurer la formation complète de la monocouche auto-assemblées. Cette étape intègre les mercaptohexanol dans le cadre d'une monocouche mixte pour assurer la formation d'une monocouche stable. Pour éviter l'évaporation, vous voudrez peut-être pour sceller l'électrode dans le tube Eppendorf avec du parafilm. Les capteurs peuvent être stockés dans cette solution pendant plusieurs jours si nécessaire. </li><li> Lorsque vous êtes prêt à utiliser le capteur, le rincer avec de l'eau déminéralisée puis le tremper dans le tampon d'au moins dix minutes. Capteurs destinés à la détection d'anticorps doit également être immergées dans une solution 100 nM du brin de reconnaissance pertinentes avant de l'utiliser, rapidement suivie par une très rincer avec de la mémoire tampon. </li></ol> 3. Test du capteur, détection de l'ADN <ol><li> Dans ce protocole, un brin 17 sonde nucléotidique est apposée sur une électrode en or. Il a une journaliste de méthylène bleu redox à sa extrémité 3 '(figure 1). Lorsque la molécule sonde s'hybride avec un brin capture, le courant à travers le circuit du capteur diminue. </li><li> Rincez un capteur frais avec de l'eau déminéralisée et le plonger dans un videl'échantillon manquant la cible afin d'enregistrer le signal de fond qu'il produit. Fixez le capteur à la tête électrode de travail d'un potentiostat. Placez une contre-électrode de platine et une électrode d'argent / chlorure d'argent dans la solution de référence. </li><li> Exécuter une mesure d'ondes carrées de 0 à -0,6 V avec une amplitude de 25 mV et une taille de pas de 1mV. La fréquence de l'onde optimale carrés dépendra des détails de l'architecture de sonde 2,3; pour les architectures de sonde que nous avons employé les valeurs optimales sont typiquement dans la gamme 60 à 600 Hz. Vous devriez voir un pic arrondi à environ -0,35 V, le potentiel redox de bleu de méthylène (le potentiel de pointe peuvent changer légèrement selon le pH de votre solution précise de test). La hauteur de référence actuelle à ce pic est proportionnelle à la l'efficacité de transfert d'électrons entre le bleu de méthylène et l'électrode en or (figure 2). Sauvegarder cette mesure initiale. </li><li> Déplacez les électrodes à une solution qui contient la molécule d'ADN cible d'intérêt, à équilibrer (5 à 120 mn selon la taille, la structure et la concentration des target4, 5) et de percevoir un voltammagram deuxième vague carrée. La hauteur du pic à -0,35 V va changer à partir de la mesure de fond, initiales. L'ampleur de ce changement est lié à la concentration de l'analyte. C'est la sortie des données principales de ce capteur (figure 3). </li><li> Mesurer le changement de signal relatif, le pourcentage de diminution ou d'augmentation du signal par rapport au pic de fond, est souvent plus reproductible que la mesure de la variation absolue de courant, car cela corrige les variations de la surface de l'électrode. Pour ce faire, la différence entre le courant de crête et le courant de crête de fond sont divisées par le pic de courant de fond. </li></ol> 4. Régénération du capteur <ol><li> Une fois que vos mesures sont terminées, placez le capteur dans un récipient rempli d'eau déminéralisée pendant 30 s, ou gicler c'est avec un flux régulier de l'eau déminéralisée pendant 30 s. Répétez ceci deux fois plus avec de l'eau déminéralisée fraîche. Remarque: certains analytes sont résistantes à cette approche, car les essayer agressive de rinçage dans le chlorhydrate de guanidine 6 M ou de l'éthanol à 70%. </li><li> Placez le capteur de retour dans une solution où les mesures seront prises. En une minute, la hauteur du pic aurait dû retourner à sa valeur initiale. Il est à noter que ces capteurs présentent souvent un changement de signal légèrement plus grande au cours de leur premier test et le cycle de régénération, et des résultats très cohérents au cours des cycles ultérieurs 6. </li></ol> 5. Test du capteur, la détection d'anticorps <ol><li> Dans ce protocole, la sonde d'ADN au bleu de méthylène et de thiols modifiés utilisés dans ces capteurs sert une "ancre" brin 7. Il est rattaché directement à l'électrode d'or. Ceci est ensuite hybridée avec une deuxième brin d'ADN «reconnaissance» qui a été conjugué de façon covalente à l'antigène pertinents (figure 4). Nous avons eu de la chance avec ses maisons synthèse commerciale, tels que Biosearch Technologies et Panagene, pour la synthèse de l'ADN de l'antigène nécessaire chimères. L'étape d'hybridation est effectuée par le transfert d'un capteur de pré-fabriqués dans un tube Eppendorf contenant 100 nM de brin d'ADN de reconnaissance pertinents dans du PBS pendant 1 heure. </li><li> Placez le capteur dans la solution pertinente vierge. Attachez-le à la tête de l'électrode de travail d'un potentiostat et placer une contre-électrode de platine et argent / électrode de référence de chlorure dans la solution. </li><li> Effectuer voltamétrie à onde carrée comme décrit ci-dessus. Pour l'architecture sonde particulière que nous avons employé ici la fréquence optimale d'onde carrée est de 60 Hz. Vous devriez voir un pic arrondi autour de -0,35 V. Enregistrer cette mesure de fond. </li><li> Transfert des électrodes dans une solution contenant l'analyte cible, incuber pendant 5 à 60 min, et de recueillir une seconde vague voltammagram carrés. Si l'anticorps cible est présente le pic à -0,35 V va diminuer. L'ampleur de ce changement est lié à la concentration d'anticorps. </li></ol> 6. Test du capteur, la détection de molécules petites <ol><li> Dans ce cas, la molécule sonde sur la surface du capteur est un aptamère, un molécule d'ADN ou d'ARN qui a été sélectionné in vitro pour lier un analyte spécifique moléculaire, que les changements de sa structure (plis) lors de la liaison à son analyte cible 8,9 ( Figure 5). Ici nous employons un aptamère cocaïne liaison à l'ADN, développé par le laboratoire de 10,11 Stojanovic. </li><li> Rincez un capteur frais avec de l'eau déminéralisée et le plonger dans un échantillon blanc manquent la cible afin d'enregistrer le signal de fond qu'il produit. Fixez le capteur à la tête électrode de travail d'un potentiostat. Placer un compteur de platine et une référence en argent / chlorure d'argent dans la solution. </li><li> Effectuer voltamétrie à onde carrée comme décrit ci-dessus. Pour l'architecture sonde particulière que nous avons employé ici la fréquence des ondes optimale carré est de 200Hz (Mais 60 Hz fonctionne aussi). Vous devriez voir un pic arrondi autour de -0,35 V. Enregistrer cette mesure de fond. </li><li> Transfert des électrodes dans une solution contenant l'analyte cible, incuber pendant ~ 5 min, et de recueillir une seconde vague voltammagram carrés. La hauteur du pic à -0,35 V va changer. L'ampleur de ce changement est lié à la concentration de l'analyte cible. Si vous ne pouvez pas obtenir un échantillon de la cocaïne, la procaïne, dont l'utilisation n'est pas réglementée, peut être utilisé comme un substitut. </li></ol> 7. Les résultats représentatifs: Quand il est utilisé pour détecter l'ADN en utilisant l'architecture d'abord, le signal devrait diminuer d'au moins 60% lorsque l'équilibre à une cible de 200 nM. Après trois rinçages brève dans l'eau déminéralisée, le signal devrait revenir très proche (dans 0,1-5%) à sa valeur initiale. Capteurs de détection d'anticorps devraient subir une baisse de signal de 40 à 80%. Aptamères à base de capteurs pour la détection de la cocaïne présentent une augmentation du signal de jusqu'à 200% selon la fréquence et la couverture de surface au cours de laquelle ils opèrent. Pour le capteur de la cocaïne, une couverture de surface faible est le meilleur 3. <img src="/files/ftp_upload/2922/2922fig1.jpg" alt="Figure 1" data-altupdatedat="1787634011000" data-alt="Figure 1"> Figure 1. Détection de l'ADN avec un biocapteur ADN électrochimique. <img src="/files/ftp_upload/2922/2922fig2.jpg" alt="Figure 2" data-altupdatedat="1787634011000" data-alt="Figure 2"> Capture d'écran la figure 2. Montrant le signal produit par un biocapteur E-ADN au cours de la voltamétrie à onde carrée. <img src="/files/ftp_upload/2922/2922fig3.jpg" alt="Figure 3" data-altupdatedat="1787634011000" data-alt="Figure 3"> Capture d'écran la figure 3. Montrant les signaux produits par un biocapteur E-ADN au cours de la voltamétrie à onde carrée, avant et après hybridation avec un analyte. <img src="/files/ftp_upload/2922/2922fig4.jpg" alt="Figure 4" data-altupdatedat="1787634011000" data-alt="Figure 4"> Figure 4. Détection des anticorps avec un biocapteur échafaud. <img src="/files/ftp_upload/2922/2922fig5.jpg" alt="Figure 5" data-altupdatedat="1787634011000" data-alt="Figure 5"> Figure 5. Détection de cocaïne ou de la procaïne avec un biocapteur électrochimique aptamère. <table border="1"><tbody><tr><td> Oligo personnalisé </td><td> Séquence </td><td> Commentaires </td></tr><tr><td> Linéaire sondes à ADN (LP17) </td><td> 5'-HS-(CH2) 6-TGGATCGGCGTTTTATT-(CH2) 7-NH-MB-3 ' </td><td> Purifiée par HPLC, peut être commandé avec SS </td></tr><tr><td> L'ADN analyte cible </td><td> AATAAAACGCCGATCCA </td><td> Unmodified </td></tr><tr><td> Reconnaissance Strand </td><td> 5'-antigène-TEG-CAGTGGCGTTTTATTCTTGTTACTG-3 ' </td><td></td></tr><tr><td> Échafaudage Anchor </td><td> 5'-HS-(CH 2) 6-GCAGTAACAAGAATAAAACGC CACTGC-(CH2) 7-MB </td><td> Purifiée par HPLC, peut être commandé avec SS </td></tr><tr><td> A4 cocaïne aptamères </td><td> 5'-HS-AGACAAGGAAAATCCTTCAATGAAGTGGGTCG-MethyleneBlue-3 ' </td><td> Purifiée par HPLC, peut être commandé avec SS </td></tr></tbody></table> Tableau 1. Probe et séquences d'ADN cible.

<ol><li>Xiao, Y., Lai, R. Y., Plaxco, K. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Preparation+of+electrode-immobilized%2C+redox-modified+oligonucleotides+for+electrochemical+DNA+and+aptamer-based+sensing%5BTitle%5D)+AND+%22Nat.+Protocols%22%5BJournal%5D)">Preparation of electrode-immobilized, redox-modified oligonucleotides for electrochemical DNA and aptamer-based sensing.</a> Nat. Protocols. 2, 2875-2880 (2007).</li>
<li>Ricci, F., Lai, R. Y., Heeger, A. J., Plaxco, K. W., Sumner, J. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effect+of+Molecular+Crowding+on+the+Response+of+an+Electrochemical+DNA+Sensor%5BTitle%5D)+AND+%22Langmuir%22%5BJournal%5D)">Effect of Molecular Crowding on the Response of an Electrochemical DNA Sensor.</a> Langmuir. 23, 6827-6834 (2007).</li>
<li>White, R. J., Phares, N., Lubin, A. A., Xiao, Y., Plaxco, K. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Optimization+of+Electrochemical+Aptamer-Based+Sensors+via+Optimization+of+Probe+Packing+Density+and+Surface+Chemistry%5BTitle%5D)+AND+%22Langmuir%22%5BJournal%5D)">Optimization of Electrochemical Aptamer-Based Sensors via Optimization of Probe Packing Density and Surface Chemistry.</a> Langmuir. 24, 10513-10518 (2008).</li>
<li>Lubin, A. A., Vander Stoep Hunt, B., White, R. J., Plaxco, K. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effects+of+Probe+Length%2C+Probe+Geometry%2C+and+Redox-Tag+Placement+on+the+Performance+of+the+Electrochemical+E-DNA+Sensor%5BTitle%5D)+AND+%22Analytical+Chemistry%22%5BJournal%5D)">Effects of Probe Length, Probe Geometry, and Redox-Tag Placement on the Performance of the Electrochemical E-DNA Sensor.</a> Analytical Chemistry. 81, 2150-2158 (2009).</li>
<li>Lubin, A. A., Plaxco, K. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Folding-Based+Electrochemical+Biosensors%3A+The+Case+for+Responsive+Nucleic+Acid+Architectures%5BTitle%5D)+AND+%22Accounts+of+Chemical+Research%22%5BJournal%5D)">Folding-Based Electrochemical Biosensors: The Case for Responsive Nucleic Acid Architectures.</a> Accounts of Chemical Research. 43, 496-505 (2010).</li>
<li>Lubin, A. A., Lai, R. Y., Baker, B. R., Heeger, A. J., Plaxco, K. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Sequence-Specific%2C+Electronic+Detection+of+Oligonucleotides+in+Blood%2C+Soil%2C+and+Foodstuffs+with+the+Reagentless%2C+Reusable+E-DNA+Sensor%5BTitle%5D)+AND+%22Analytical+Chemistry%22%5BJournal%5D)">Sequence-Specific, Electronic Detection of Oligonucleotides in Blood, Soil, and Foodstuffs with the Reagentless, Reusable E-DNA Sensor.</a> Analytical Chemistry. 78, 5671-5677 (2006).</li>
<li>Cash, K. J., Ricci, F., Plaxco, K. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((An+Electrochemical+Sensor+for+the+Detection+of+Protein%3FSmall+Molecule+Interactions+Directly+in+Serum+and+Other+Complex+Matrices%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+the+American+Chemical+Society%22%5BJournal%5D)">An Electrochemical Sensor for the Detection of Protein?Small Molecule Interactions Directly in Serum and Other Complex Matrices.</a> Journal of the American Chemical Society. 131, 6955-6957 (2009).</li>
<li>Baker, B. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((An+Electronic%2C+Aptamer-Based+Small-Molecule+Sensor+for+the+Rapid%2C+Label-Free+Detection+of+Cocaine+in+Adulterated+Samples+and+Biological+Fluids%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+the+American+Chemical+Society%22%5BJournal%5D)">An Electronic, Aptamer-Based Small-Molecule Sensor for the Rapid, Label-Free Detection of Cocaine in Adulterated Samples and Biological Fluids.</a> Journal of the American Chemical Society. 128, 3138-3139 (2006).</li>
<li>Ferapontova, E. E., Olsen, E. M., Gothelf, K. V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((An+RNA+Aptamer-Based+Electrochemical+Biosensor+for+Detection+of+Theophylline+in+Serum%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+the+American+Chemical+Society%22%5BJournal%5D)">An RNA Aptamer-Based Electrochemical Biosensor for Detection of Theophylline in Serum.</a> Journal of the American Chemical Society. 130, 4256-4258 (2008).</li>
<li>Stojanovic, M. N., Landry, D. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Aptamer-Based+Colorimetric+Probe+for+Cocaine%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+the+American+Chemical+Society%22%5BJournal%5D)">Aptamer-Based Colorimetric Probe for Cocaine.</a> Journal of the American Chemical Society. 124, 9678-9679 (2002).</li>
<li>Stojanovic, M. N., Prada, P. de, Landry, D. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Aptamer-Based+Folding+Fluorescent+Sensor+for+Cocaine%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+the+American+Chemical+Society%22%5BJournal%5D)">Aptamer-Based Folding Fluorescent Sensor for Cocaine.</a> Journal of the American Chemical Society. 123, 4928-4931 (2001).</li>
<li>Cash, K. J., Heeger, A. J., Plaxco, K. W., Xiao, Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Optimization+of+a+Reusable%2C+DNA+Pseudoknot-Based+Electrochemical+Sensor+for+Sequence-Specific+DNA+Detection+in+Blood+Serum%5BTitle%5D)+AND+%22Analytical+Chemistry%22%5BJournal%5D)">Optimization of a Reusable, DNA Pseudoknot-Based Electrochemical Sensor for Sequence-Specific DNA Detection in Blood Serum.</a> Analytical Chemistry. 81, 656-661 (2009).</li>
<li>Xiao, Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((An+Electrochemical+Sensor+for+Single+Nucleotide+Polymorphism+Detection+in+Serum+Based+on+a+Triple-Stem+DNA+Probe%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+the+American+Chemical+Society%22%5BJournal%5D)">An Electrochemical Sensor for Single Nucleotide Polymorphism Detection in Serum Based on a Triple-Stem DNA Probe.</a> Journal of the American Chemical Society. 131, 15311-15316 (2009).</li>
<li>Zuo, X., Xiao, Y., Plaxco, K. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((High+Specificity%2C+Electrochemical+Sandwich+Assays+Based+on+Single+Aptamer+Sequences+and+Suitable+for+the+Direct+Detection+of+Small-Molecule+Targets+in+Blood+and+Other+Complex+Matrices%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+the+American+Chemical+Society%22%5BJournal%5D)">High Specificity, Electrochemical Sandwich Assays Based on Single Aptamer Sequences and Suitable for the Direct Detection of Small-Molecule Targets in Blood and Other Complex Matrices.</a> Journal of the American Chemical Society. 131, 6944-6945 (2009).</li>
<li>Xia, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((An+Electrochemical+Supersandwich+Assay+for+Sensitive+and+Selective+DNA+Detection+in+Complex+Matrices%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+the+American+Chemical+Society%22%5BJournal%5D)">An Electrochemical Supersandwich Assay for Sensitive and Selective DNA Detection in Complex Matrices.</a> Journal of the American Chemical Society. 132, 14346-14348 (2010).</li>
<li>Patterson, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Using+Triplex-Forming+Oligonucleotide+Probes+for+the+Reagentless%2C+Electrochemical+Detection+of+Double-Stranded+DNA%5BTitle%5D)+AND+%22Analytical+Chemistry%22%5BJournal%5D)">Using Triplex-Forming Oligonucleotide Probes for the Reagentless, Electrochemical Detection of Double-Stranded DNA.</a> Analytical Chemistry. 82, 9109-9115 (2010).</li>
<li>Ferguson, B. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Integrated+Microfluidic+Electrochemical+DNA+Sensor%5BTitle%5D)+AND+%22Analytical+Chemistry%22%5BJournal%5D)">Integrated Microfluidic Electrochemical DNA Sensor.</a> Analytical Chemistry. 81, 6503-6508 (2009).</li>
<li>Swensen, J. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Continuous%2C+Real-Time+Monitoring+of+Cocaine+in+Undiluted+Blood+Serum+via+a+Microfluidic%2C+Electrochemical+Aptamer-Based+Sensor%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+the+American+Chemical+Society%22%5BJournal%5D)">Continuous, Real-Time Monitoring of Cocaine in Undiluted Blood Serum via a Microfluidic, Electrochemical Aptamer-Based Sensor.</a> Journal of the American Chemical Society. 131, 4262-4266 (2009).</li>
</ol>

Une remarque importante est que aucun des expériences décrites ci-dessus fonctionnera correctement si les électrodes ont été correctement nettoyé. Voici un guide à notre procédure de nettoyage électrochimique. Lorsque vous travaillez avec potentiostats Instruments CH, nous exécuter ces étapes de nettoyage en utilisant un ensemble de trois programmes de macro. Phase Zéro (E-propre O) Plonger les électrodes dans 0.5MH 2 SO 4 et de les connecter à des électrodes de travail d&#39;un potentiostat. Également joindre et plonger une référence Ag / AgCl et contre-électrode de platine. Commencez avec une étape d&#39;oxydation (2 V pendant 5 s), puis une étape de réduction (0,35 V pendant 10 s). Phase One (E-propre 1) Initier l&#39;oxydation et de réduction de scans dans les mêmes conditions acides (0.5MH 2 SO 4) 0,35 à 1,5 V (20 numérise à une vitesse de balayage de 4 V / s et un intervalle d&#39;échantillonnage de 0,01 V, suivie par quatre numérise à une vitesse de balayage de 0,1 V / s et un intervalle d&#39;échantillonnage de 0,01 V). Phase Deux (E-nettoyage 2) Effectuer une autre série d&#39;oxydation électrochimique et scans de réduction dans des conditions acides (0,01 M KCl/0.1 MH 2 SO 4) couvrant quatre différentes gammes potentielles (toutes réalisées pour 10 segments à une vitesse de balayage de 0,1 V s 1 et un intervalle d&#39;échantillonnage de 0,01 V ): (i) portée potentielle de 0,2 à 0,75 V, (ii) gamme potentielle de 0,2 à 1,0 V, (iii) gamme potentielle de 0,2 à 1,25 V, (iv) éventail potentiel de 0,2 à 1,5 V. Plusieurs types d&#39;électrodes en or peuvent être utilisés pour réaliser ces expérimentations. En plus d&#39;électrodes à disque d&#39;or telles que celles utilisées ici, nous avons eu du succès avec des surfaces d&#39;or microfabriqué, fil d&#39;or, et or sur les circuits imprimés. Avec les capteurs décrits dans ce document, de nombreuses autres architectures électrochimique biocapteur ADN ont été signalés. Cela comprend des capteurs avec un pseudo-noeud 12, 13 triple brin, un sandwich 14, sandwich Super 15, 16 ou triplex architecture. Dans l&#39;avenir, nous prévoyons que ces capteurs seront utilisés dans le diagnostic sur les soins médicaux. Ils ont été intégrés avec succès dans plusieurs dispositifs microfluidiques 17,18, et offrent de nombreux avantages sur les systèmes optiques détection de l&#39;analyte. En particulier, ces capteurs peuvent fonctionner en trouble, optiquement dense et très auto-fluorescence des échantillons.

<table border="1"><tbody><tr><th> Nom du réactif </th><th> Société </th><th> Numéro de catalogue </th><th> Commentaires (optionnel) </th></tr><tr><td> Électrodes à disque d&#39;or </td><td> CH Instruments </td><td> CHI101 </td><td> Peut-être ré-utilisés </td></tr><tr><td> Sonde d&#39;ADN synthétique </td><td> Biosearch Technologies </td><td> Personnalisé </td><td></td></tr><tr><td> L&#39;ADN cible synthétique </td><td> Sigma Genosys </td><td> Personnalisé </td><td></td></tr><tr><td> Mercaptohexanol </td><td> Sigma-Aldrich </td><td> 725226-1G </td><td> Conserver dans un endroit sombre et frais </td></tr><tr><td> Électrode de platine </td><td> BASi </td><td> MW-1032 </td><td> Peut-être ré-utilisés </td></tr><tr><td> Référence Ag / AgCl </td><td> BASi </td><td> MF-2052 </td><td> Peut-être ré-utilisés </td></tr><tr><td> Chiffon </td><td> Buehler </td><td> 40-7212 </td><td></td></tr><tr><td> Alumine polonaise </td><td> Buehler </td><td> 40-6325-016 </td><td></td></tr><tr><td> Tamponnée au phosphate tampon salin, pH 7,4 </td><td> Sigma-Aldrich </td><td> P7059-1L </td><td></td></tr><tr><td> CH Instruments 605A </td><td> CH Instruments </td><td> 605A </td><td> Utilisez n&#39;importe quel potentiostat </td></tr><tr><td> Sérum de veau nouveau-né </td><td> Sigma-Aldrich </td><td> N4637-500ML </td><td> Conservés congelés </td></tr><tr><td> NanoDrop </td><td> Fisher Scientific </td><td> ND-2000 </td><td> Utilisez n&#39;importe quel UV-Vis </td></tr><tr><td> PCR Mix </td><td> Bio-Rad </td><td> 170-8862 </td><td> Conservés congelés </td></tr><tr><td> La cocaïne </td><td> Sigma-Aldrich </td><td> C5776 </td><td> DEA licence requise </td></tr><tr><td> Procaïne </td><td> Sigma-Aldrich </td><td> P9879 </td><td> Substituer à la cocaïne </td></tr><tr><td> Anticorps Anti-Flag </td><td> Sigma-Aldrich </td><td> F1804-1mg </td><td></td></tr></tbody></table>

la fabrication des électrochimique de l&#39;adn des biocapteurs pour la détection sans réactif d&#39;acides nucléiques, protéines et petites molécules

Fabrication of Electrochemical-DNA Biosensors for the Reagentless Detection of Nucleic Acids, Proteins and Small Molecules

Comme la médecine est pratiquée actuellement, les médecins envoient des échantillons à un laboratoire central pour les tests et doivent donc attendre des heures ou des jours pour recevoir les résultats. Beaucoup de patients seraient mieux servis par des tests rapides et de chevet. À cette fin, notre laboratoire et d&#39;autres ont développé un appareil polyvalent, plateforme sans réactif biocapteur qui soutient le quantitatif, sans réactif, détection électrochimique des acides nucléiques (ADN, ARN), des protéines (y compris des anticorps) et de petites molécules d&#39;analytes non transformés directement dans des échantillons cliniques et environnementaux. Dans cette vidéo, nous démontrons la préparation et l&#39;utilisation de biocapteurs plusieurs reprises dans ce «E-DNA» de classe. En particulier, nous fabriquons et de démontrer des capteurs pour la détection d&#39;une séquence d&#39;ADN cible dans un mélange polymerase chain reaction, un anticorps spécifique du VIH et de la cocaïne drogue. La procédure de préparation ne nécessite que trois heures de pratique sur l&#39;effort suivie d&#39;une nuit d&#39;incubation, et leur utilisation nécessite quelques minutes seulement.

«E-DNA» de capteurs, sans réactif, les biocapteurs électrochimiques qui se comportent bien, même si contesté directement dans le sang et d&#39;autres matrices complexes, ont été adaptés à la détection d&#39;une large gamme d&#39;acides nucléiques, de protéines et de petites molécules d&#39;analytes. Nous présentons ici une procédure générale pour la fabrication et l&#39;utilisation de tels capteurs.

La fabrication des électrochimique de l&#39;ADN des Biocapteurs pour la détection sans réactif d&#39;acides nucléiques, protéines et petites molécules

Dans la pratique médicale actuelle, les médecins envoient les échantillons à un laboratoire central pour analyse et doivent ainsi attendre plusieurs heures ou plusieurs jours pour en recevoir les résultats. ...

L'objectif général de cette procédure est de préparer et d'utiliser des capteurs électrochimiques à ADN. Cela est réalisé en réduisant d'abord l'ADN de sonde, puis en nettoyant les électrodes en or sur lesquelles sont construits les capteurs. L'étape suivante de la procédure consiste à déposer une monocouche auto-assemblée de thiols sur or contenant la sonde ADN sur les électrodes en or.Ensuite, la surface de l'électrode en or est comblée avec du mercaptoéthanol. Afin de garantir la formation d'une monocouche complète et bien organisée, la dernière étape du protocole consiste à utiliser les capteurs et des échantillons tels que tampon, urine, sérum ou sang. En définitive, des résultats peuvent être obtenus, montrant les concentrations en analytes par des variations du courant de crête en voltammétrie à onde carrée ou en courant alternatif.Cette technique a des implications très étendues en diagnostic moléculaire, car ces capteurs peuvent détecter directement dans l'urine ou le sérum de nombreuses biomarqueurs et molécules médicamenteuses. M. Aaron Rowe, étudiant diplômé de mon groupe de recherche, démontrera la procédure. Il sera assisté par deux chercheurs postdoctoraux qui travaillent avec nous, le Dr Ryan White et le Dr Andrew Bonham.Pour commencer, acheter la sonde appropriée et l'ADN auprès d'une société spécialisée dans la synthèse d'oligonucléotides sur mesure ; la sonde est modifiée lors de la synthèse par l'ajout d'un groupement thiol à six atomes de carbone à son extrémité 5' et d'un groupement méthylène bleu redox-actif à son extrémité 3'. Dissoudre l'ADN de la sonde afin d'obtenir une solution présentant une teinte bleue visible due au groupement méthylène bleu. Vérifier sa concentration en mesurant son absorbance à 260 nanomètres à l'aide d'un spectrophotomètre. Réduire les éventuelles liaisons disulfure présentes dans la solution d'ADN de la sonde. Mélanger un microlitre de la solution mère d'ADN de sonde avec deux microlitres de solution TEP fraîchement préparée.Mélangez délicatement la solution obtenue à l’aide d’une pipette. Incubez le mélange pendant une heure dans un récipient réfrigéré et à l’abri de la lumière. Pendant l’incubation, la solution bleue doit devenir limpide, car le TEP réduit de façon réversible le bleu de méthylène.Ensuite, diluez la solution d'ADN réduit avec du tampon PBS jusqu'à la concentration souhaitée, généralement comprise entre 25 et 1000. La préparation du capteur ano-molaire commence par la mise en commun de poudre Illumina de 0,05 micron avec de l'eau sur un chiffon de polissage fin. Utilisez ce chiffon pour polir un ensemble d'électrodes en disque d'or en appuyant fermement la surface en or contre le chiffon humide et en déplaçant selon un motif en huit pendant environ trois minutes par électrode.Rincez les électrodes polies avec de l'eau déionisée après le rinçage. Plongez-les dans des tubes EOR remplis d'eau déionisée. Ensuite, soniquez les électrodes pendant cinq minutes afin d'éliminer toute poudre Illumina résiduelle.Après la sonication, placer les électrodes dans une solution d'acide sulfurique 0,5 molaire. Ensuite, introduire une électrode de platine comme électrode auxiliaire et une électrode de référence en argent/chlorure d'argent dans la solution, puis les relier à un potentiostat. Exécuter ensuite une série de voltammogrammes afin de nettoyer électrochimiquement les surfaces des électrodes.Les détails de ces procédures sont inclus dans le supplément écrit de cette vidéo et dans un article publié précédemment dans Nature Protocols par ce groupe. Ensuite, effectuez un deuxième nettoyage électrochimique dans une solution de KCl en acide sulfurique selon la procédure décrite précédemment. Puis, disposez un ensemble de tubes Einhorn de deux millilitres en Irak et remplissez chacun avec 200 microlitres de la solution d'ADN probe.La concentration de la sonde, l'ADN dans cette solution, déterminera la densité avec laquelle l'ADN de la sonde est fixé sur la surface du capteur et doit être optimisée pour chaque nouveau type de capteur. Rincez les électrodes en disque d'or avec de l'eau déionisée. Ensuite, immergez-les dans la solution d'ADN de la sonde appropriée dans un tube einor pendant une heure.À ce stade, l'ADN de la sonde s'attachera à la surface de l'électrode en or par la formation d'une monocouche auto-assemblée de thiols sur l'or. Après avoir rincé à nouveau les électrodes avec de l'eau déionisée, les plonger dans deux millimolaires de mercaptoéthanol dans un tube einor. Cette étape comble la surface, garantissant une monocouche auto-assemblée complète et stable.Pour éviter l'évaporation, scellez les électrodes dans le tube einor avec du paraforme. Conservez les électrodes immergées dans un endroit sombre à température ambiante pendant trois heures à toute une nuit afin de garantir la formation complète de la monocouche auto-assemblée. Pour préparer le capteur à l'utilisation après l'incubation, rincez le capteur avec de l'eau déionisée, puis faites-le tremper dans du tampon pendant au moins 10 minutes.La détection d'ADN à l'aide de capteurs est démontrée à l'aide d'une sonde de 17 nucléotides fixée sur une électrode en or via un groupement thiol à son extrémité 5', la sonde comportant un marqueur redox méthylène bleu à son extrémité 3'. Lorsque la molécule de sonde s'hybride avec un brin cible, le courant électrochimique produit par le capteur diminue. Pour commencer, rincez un capteur neuf avec de l'eau déionisée et immergez-le dans un échantillon témoin.Afin d'enregistrer le signal de fond, effectuez une mesure en onde carrée allant de zéro à -0,6 volt avec une amplitude de 25 millivolts et un pas de tension de un millivolt. La fréquence optimale de l'onde carrée dépendra des caractéristiques précises de l'architecture de la sonde. Un pic arrondi doit apparaître vers -0,25 volt, correspondant au potentiel redox du bleu de méthylène.La hauteur du courant de base par rapport à ce pic est proportionnelle à l'efficacité du transfert d'électrons entre le bleu de méthylène et l'électrode d'or. Enregistrez cette mesure de fond. Ensuite, déplacez les électrodes dans une solution contenant la molécule d'ADN cible d'intérêt et laissez-les équilibrer.Alternativement, l'ADN cible peut être ajouté à la solution dans laquelle les capteurs sont immergés. Enregistrez un second voltammogramme à onde carrée. La hauteur du pic à −0,25 volt changera par rapport à la mesure initiale du fond de courant.L'ampleur de ce changement est liée à la concentration de l'analyte. Il s'agit des données principales produites par le capteur. Après la mesure, calculez la variation relative du signal.Ce pourcentage est souvent plus reproductible que la mesure de la variation absolue du courant, car il corrige les variations d'une électrode à l'autre en ce qui concerne la surface. Une fois la procédure terminée, le capteur peut être régénéré comme décrit dans la procédure écrite accompagnant la détection des anticorps. À l’aide des capteurs, le bleu de méthylène et l’ADN modifié par un groupement thiol servent de brin d’ancrage et sont fixés directement sur l’électrode en or.Cela est ensuite hybridé avec un deuxième brin d'ADN de reconnaissance qui a été conjugué de façon covalente à l'antigène correspondant. Cette étape est suivie par une incubation avec un anticorps cible spécifique. Réalisez l'étape d'hybridation en transférant un capteur préfabriqué dans un tube Eppendorf contenant 100 nanomolaire du brin de reconnaissance approprié.Incubez le capteur pendant une heure dans la brin d'ADN dans le tampon PBS. Ensuite, immergez-le dans du tampon PBS afin d'éliminer toute sonde non hybridée avant de le transférer dans une solution témoin. Puis, placez le capteur dans la solution témoin appropriée et insérez une électrode de platine comme électrode auxiliaire ainsi qu'une électrode de référence au chlorure d'argent, argent, dans la solution.Reliez les électrodes au potentiostat. Réalisez la télémétrie en onde carrée comme décrit précédemment ; la fréquence d'onde carrée optimale pour l'architecture de sonde utilisée dans cet exemple est de 60 hertz. Un pic arrondi doit apparaître vers moins 0,25 volt.Enregistrez cette mesure de fond. Transférez les électrodes dans une solution contenant l'analyte cible après une incubation de cinq à 60 minutes, puis enregistrez une seconde voltampérométrie en onde carrée. Si l'anticorps cible est présent, le pic à -0,25 volt diminuera.L'ampleur de ce changement est liée à la concentration en anticorps. Pour illustrer la détection de petites molécules, l'ADN capteur à la surface du capteur est un aptamère. Un aptamère est une molécule d'ADN ou d'ARN sélectionnée in vitro pour se lier à un analyte moléculaire spécifique.Les aptamères peuvent souvent être réaménagés pour modifier leur structure. L'aptima utilisé ici change de conformation lorsqu'il se lie au cocaïne.Pour commencer, rincez un capteur neuf avec de l’eau déionisée et immergez-le dans un échantillon témoin ne contenant pas l’élément cible, afin d’enregistrer le signal de fond qu’il produit. Ensuite, placez une électrode de platine auxiliaire et une électrode de référence en argent/chlorure d’argent dans la solution. Reliez les électrodes aux câbles d’un potentiostat et effectuez une voltampérométrie en onde carrée ou une voltampérométrie à courant alternatif.Comme mentionné précédemment, la fréquence optimale de l'onde carrée pour l'architecture de sonde utilisée ici est de 60 hertz. Là encore, un pic arrondi doit apparaître vers moins 0,25 volt et doit être enregistré comme mesure de fond. Ensuite, transférez les électrodes dans une solution contenant l'analyte cible.Après une 32e incubation, enregistrer un second voltammogramme à onde carrée ou en courant alternatif. La hauteur du pic à -0,25 volt variera. L'ampleur de cette variation est liée à la concentration de l'analyte cible.Lorsqu'on utilise des biocapteurs d'ADN électrochimiques pour détecter de l'ADN selon l'architecture de sonde décrite ici, le signal doit diminuer d'au moins 60 %. Après incubation avec une cible à 200 nanomolaire et trois brèves rinsages dans de l'eau déionisée, le signal doit revenir à une valeur comprise entre 0,1 et 5 % de sa valeur initiale. De façon similaire, lorsque les capteurs décrits ici sont utilisés pour détecter des anticorps, le signal doit diminuer de 40 à 80 % suite à la liaison de l'anticorps. En revanche, les capteurs fondés sur des aptamères destinés à la détection de la cocaïne présentent une augmentation du signal pouvant atteindre 200 % après liaison de petites molécules.L'ampleur de ce changement dépend de la fréquence d'interrogation électrochimique et du taux de recouvrement de surface des capteurs. Pour le capteur de cocaïne, un faible taux de recouvrement de surface est préférable. Une fois maîtrisées, la fabrication et l'utilisation de ces capteurs peuvent être réalisées en une seule journée.Il est important de garder à l'esprit, lors de la réalisation de cette procédure, que des paramètres tels que la fréquence de l'onde carrée ou la densité de sondes à la surface de l'électrode influencent fortement les performances du capteur. Après avoir visionné cette vidéo, vous saurez comment préparer des biocapteurs électrochimiques, des biocapteurs à base d'ADN, des biocapteurs à aptamères et des biocapteurs sur échafaudage, et vous saurez comment les utiliser pour une grande variété de mesures de base. Les seuls risques notables dans ce protocole sont liés à l'utilisation de l'acide sulfurique, qui est évidemment corrosif ; par conséquent, la protection des yeux et le port de gants sont obligatoires.

fabrication-electrochemical-dna-biosensors-for-reagentless-detection

Research

Recherche

JoVE Journal

Bioengineering

Bioingénierie

Nous décrirons une méthode de dosage du capteur électrochimique pour la détection rapide de bactéries et d'identification. L'essai comporte une matrice de capteurs fonctionnalisé avec de l'ADN d'oligonucléotides sondes de capture pour des séquences spécifiques d'espèces d'ARN ribosomique (ARNr). Sandwich hybridation de l'ARNr cible avec la sonde de capture et une sonde de détection d'oligonucléotides d'ADN lié à la peroxydase de raifort produit un courant ampérométrique mesurable.

Bacterial Detection &amp; identification au moyen de capteurs électrochimiques

Nous décrivons la fabrication de l'appareil et le protocole de mesure des nanotubes de biocapteurs à haute fréquence à base de carbone. La technique de détection à haute fréquence atténue l'effet d'écran fondamental de l'ionique (Debye) et permet nanotube biocapteur pour être utilisé dans des solutions de force ionique élevée, où biocapteurs électroniques classiques échouent. Notre technologie offre une plate-forme unique pour le point-of-care (POC) des biocapteurs électroniques fonctionnant...

Fabrication de nanotubes de carbone à haute fréquence Nanoélectronique biocapteur pour détecter en haute force ionique

Nous présentons une biopuce microfluidique à base électrochimique-pour la détection d'hybridation d'ADN. Après ssADN sonde fonctionnalisation, la spécificité, la sensibilité et la limite de détection sont étudiées avec des objectifs de ssADN complémentaires et non complémentaires. Les résultats illustrent l'influence des événements d'hybridation d'ADN sur le système électrochimique, avec une limite de détection de 3,8 nM.

Une biopuce microfluidique électrochimique à base d&#39;analyse ADN hybridation Sans étiquette

La synthèse d’espèces asymétriques de ferrocène est un défi à l’aide de techniques de solution.  Ce rapport se concentre sur les méthodes mises en œuvre pour produire un bioconjugué ferrocène-biotine à l’aide de réactions simples et propres réalisées par synthèse en phase solide.  Il est démontré que l’incorporation d’un fragment thioléate confère la capacité d’immobilisation sur les surfaces aurifères.

Méthodologie synthétique pour asymétrique Ferrocene dérivés Systems Bio-conjugués via solide méthodologie à base de résine de phase

Nous décrivons les étapes clés de la biodétection à l’aide de transistors à effet de champ en nanofils de polysilicium, y compris la préparation du dispositif et l’immobilisation et la confirmation d’une sonde moléculaire d’ADN à la surface du nanofil, ainsi que les conditions de détection de l’ADN.

Préparation de la Silicon Nanowire à effet de champ Transistor pour chimiques et les biocapteurs Applications

Les acides nucléiques sont des analytes courants pour l’évaluation des systèmes biologiques ; cependant, le biais de manipulation enzymatique peut être préoccupant. Ici, une méthode est décrite pour la détection sans marquage des acides nucléiques à l’aide de la polyaniline. Cette technologie de capteur sensible et rentable permet de distinguer les différences de nucléotides entre les molécules.

Un capteur à base de polyaniline d&#39;acides nucléiques

Une plateforme de biocapteurs microfluidiques a été conçue et fabriqué en utilisant la technologie de résine photosensible feuil sec peu coûteux pour la quantification rapide et sensible des analytes différents. Ce système à usage unique permet la lecture électrochimique du-puce-immobilisé les dosages-enzymatique au moyen de la technique d’arrêt de débit.

Feuil sec axée sur la résine photosensible de biocapteurs microfluidiques électrochimiques plate-forme : Fabrication de dispositifs, préparation de dosage sur puce et fonctionnement du système

Un protocole pour le développement d’un Biocapteur électrochimique d’ADN comportant une électrode de carbone acide-stabilisé, or de nanoparticules modifiés, sérigraphié de polylactique pour détecter les Vibrio parahaemolyticus est présenté.

Développement d’un Biocapteur électrochimique ADN pour détecter un pathogène d’origine alimentaire

Le procédé de fabrication d’électrodes interdigitées fines (gap et largeur : 20 µm) à la pointe d’une aiguille hypodermique (diamètre : 720 µm) est démontrée en utilisant un jet enduit et photomasque film souple dans le processus de photolithographie.

Fabrication d’électrodes fines à l’extrémité de la seringue hypodermique à l’aide d’enduit de pulvérisation de résine photosensible et photomasque Flexible pour Applications biomédicales

Un protocole de sélection de in vitro et la caractérisation de l’acide phtalique spécifique au groupe ester-liaison ADN aptamères est présenté. L’application de l’aptamère sélectionné dans un aptasensor électrochimique est également incluse.

Phthalic Acid Ester-liaison ADN aptamère sélection, caractérisation et Application d’un Aptasensor électrochimique

Les nanomachines basées sur DNAzyme peuvent être utilisées pour la détection hautement sélective et sensible des acides nucléiques. Cet article décrit un protocole détaillé pour la conception de nanomachines basées sur DNAzyme avec un cœur de 10 à 23 à l’aide de logiciels libres et leur application dans la détection d’un fragment de virus d’Epstein-Barr à titre d’exemple.

Nanomachines à base de DNAzyme 10-23 pour la reconnaissance des acides nucléiques

Apprenez la fabrication de biocapteurs électrochimiques à ADN pour détecter sans réactif les acides nucléiques, protéines et petites molécules dans des matrices biologiques complexes comme le sang.

La fabrication des électrochimique de lADN des Biocapteurs pour la détection sans réactif dacides nucléiques, protéines et petites molécules (Vidéo) | JoVE Journal

La fabrication des électrochimique de l'ADN des Biocapteurs pour la détection sans réactif d'acides nucléiques, protéines et petites molécules

Explorer plus de vidéos