Caractériser les mécanismes de résistance Herbivores: cercopes sur Brachiaria Spp. comme un exemple

Bonjour, je m'appelle Ush Bara et je suis entomologiste au Centre international pour l'agriculture tropicale. L'objectif général est de présenter en vidéo une méthode permettant de caractériser les mécanismes de résistance des plantes hôtes aux herbivores, afin d'appuyer les efforts conjoints de notre initiative de sélection visant à renforcer la résistance aux punaises des racines. Dans ce contexte, les graminées serviront d'exemple.

Les cigales piqueuses sont des ravageurs importants de nombreuses graminées à valeur économique, notamment les pâturages tropicaux, la canne à sucre et le maïs. Dans les régions tropicales américaines, les pâturages appartenant au genre *Bacteria* sont leurs hôtes les plus importants. Une plante peut résister aux dégâts causés par les herbivores par trois mécanismes généraux.

L'antiose, les antibiotiques, l'intolérance, les antis, parfois appelée non-préférence, est le degré auquel la plante est évitée lorsque l'herbivore peut choisir entre différentes plantes. L'antiose est généralement détectée dans des tests de choix où les herbivores ont accès à plus d'un génotype. L'antibiose est le degré auquel la planté affecte la capacité de survie de l'herbivore qui s'en nourrit.

Enfin, la tolérance correspond au degré auquel la plante peut supporter ou réparer les dommages causés par le HBO sans compromettre la croissance et la reproduction de ce dernier. Les deux paramètres, antibiose et tolérance, sont mieux détectés lors de tests sans choix, où les HBO sont confinés et donc contraints de se nourrir sur une seule plante. Notre vidéo démontrera un test sans choix conçu pour estimer l'intolérance aux antibiotiques, le cracheur IV. Chez les graminées en aire, la résistance de la plante-hôte constitue une tactique clé de gestion du cracheur.

Cependant, une résistance fondée sur des antibiotiques puissants pourrait créer des pressions de sélection favorisant des biotypes de ravageurs plus virulents. En revanche, une résistance fondée sur la tolérance permettrait aux populations de pucerons gris de continuer à croître jusqu'à ce que leur nombre submerge la plante. Une résistance durable pourrait donc nécessiter un certain niveau à la fois d'antibiotiques et de tolérance.

Ce protocole démontrera comment estimer les contributions relatives de chacun à la résistance des pucerons cendrés. Chez Aria Aria, les génotypes proviennent d'une collection du Banque de Germoplasme du Centre International pour l'Agriculture Tropicale. Les plantes sont propagées végétativement à partir de boutures uniques de tige, prélevées sur des plantes matures utilisées comme unités expérimentales.

Les boutures sont taillées à 10 centimètres afin d'assurer une uniformité du matériel végétal et d'éviter toute contamination par des agents pathogènes végétaux. Les boutures sont lavées dans une solution d'hypochlorite de sodium à 3 % pendant deux minutes, puis rincées soigneusement à l'eau du robinet. Chaque bouture est plantée dans environ 36 grammes de sol stérile, dans un tube en PVC scellé à la base par un morceau de coupe en polystyrène et fermé par un raccord en PVC.

La bouture est maintenue en place par un anneau en mousse placé dans l'ouverture centrale du manchon. Les plantes sont fertilisées et un arrosage est nécessaire pour maintenir une humidité adéquate du sol. Les plantes pousseront pendant un mois avant d'être exposées aux insectes, ce qui permet le développement de racines superficielles qui serviront de sites d'alimentation pour les insectes phytophages racinaires.

Le retournement des plantes dans un bain de mousse pendant huit jours avant l'infestation stimule davantage la croissance des racines superficielles, compensant partiellement les différences inhérentes de l'architecture racinaire. Cette étape nécessite une source lumineuse artificielle, que nous fournissons 24 heures sur 24. Plans présentant peu ou pas de racines superficielles.

Après ce traitement par inversion, les spécimens sont éliminés de l'expérience. Trente jours après la plantation, chaque plante est infestée à la surface du sol avec six œufs matures obtenus à partir de nos colonies de cigonies. Pour établir ces colonies, des cigonies adultes sont collectées dans le milieu naturel, identifiées au niveau de l'espèce, puis introduites dans des cages appropriées où elles reçoivent du feuillage d'aria sensible à titre de nourriture. Les femelles pondent leurs œufs dans un sol contenu dans un bac peu profond placé au fond des cages.

Après plusieurs jours, le sol est mis en suspension dans de l'eau et passé à travers une série de tamis afin de recueillir les œufs. La mise en suspension du matériel dans une solution saline à 30 % provoque la flottaison des œufs matures, laissant les œufs immatures associés aux matières organiques résiduelles. Pour éviter toute contamination par des pathogènes d'insectes, les œufs sont désinfectés dans une solution d'hypochlorite de sodium à 0,5 % pendant cinq minutes, puis rincés à l'eau distillée ; seuls les œufs matures, proches de l'éclosion, sont sélectionnés pour les infestations.

Ils peuvent être identifiés par la présence de deux points rouges dans la partie antérieure correspondant aux yeux de l'insecte, de marques roses dans la partie postérieure correspondant à l'abdomen de l'insecte, et d'un a perm complètement développé. L'éclosion réussie est confirmée quatre jours plus tard, moment auquel tout œuf non éclos est remplacé par un bloc de crachat néonatal.

D'après notre test de colonie. Les plantes sont disposées selon un plan en blocs complets randomisés avec six répétitions. L'expérience est évaluée environ 30 jours après l'infestation.

L'évaluation des dégâts causés aux plantes fournit une estimation de la tolérance. Tandis que l'évaluation de la survie des insectes fournit une estimation des propriétés antibiotiques. Les dégâts sont évalués selon une échelle visuelle de un à cinq, où un correspond à l'absence de dégâts visibles et cinq correspond à la mort de la plante.

Ensuite, la survie est évaluée en comptant les insectes atteignant soit leur dernier stade larvaire, soit leur stade adulte. Pour catégoriser les mécanismes de résistance, il est utile de visualiser les résultats à l’aide d’un graphique où la survie des insectes est indiquée sur l’axe des abscisses et les dégâts causés aux plantes sur l’axe des ordonnées. L’antibiose augmente lorsqu’on se déplace de droite à gauche.

En revanche, la tolérance augmente lorsqu'on passe du haut vers le bas. Nous considérons qu'une plante est résistante si sa réponse à l'herbivore se situe dans la moitié inférieure de ce graphique. Si cette réponse se trouve dans le quadrant gauche, le mécanisme de résistance dominant est constitué d'antibiotiques.

Si la réponse se situe dans le quadrant droit, le mécanisme de résistance dominant est la tolérance. Voici un exemple représentatif de nos données de criblage. Les points en haut représentent les plantes sensibles.

Les points du quadrant inférieur gauche représentent les plans résistants aux antibiotiques. Les points du quadrant inférieur droit représentent les plantes résistantes par tolérance. Nous venons d'observer une démonstration d'un test sans choix permettant d'estimer les contributions relatives des antibiotiques et de l'intolérance à la résistance des plantes, quel que soit le mécanisme en jeu.

Nous utilisons la résistance aux pucerons cendrés chez Aria comme exemple, mais les principes présentés devraient s'appliquer à d'autres systèmes. Nous espérons que notre vidéo vous aidera dans vos propres travaux. Bonne chance.