Name: Microscopie à balayage vidéo confocale et à taux Microendoscopy (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2011-10-20T13:00:00.000+00:00
Duration: 14 min 10 s
Description: Apprenez à construire un microscope confocal à balayage vidéo en temps réel à l'aide de composants standards. Cette méthode offre une solution économique et personnalisable pour l'imagerie optique en neurosciences.

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Les auteurs tiennent à remercier pour leur soutien Thorlabs de ce projet. AJN tient à souligner le soutien d&#39;une bourse de la NSF supérieures. Ce travail a été partiellement financé par le National Institutes of Health à travers le directeur des NIH Programme Innovateur nouveau prix, le numéro de subvention de 1 DP2 OD007096-01. Renseignements sur le Programme Innovator Award est à New <a href="http://nihroadmap.nih.gov/newinnovator/">http://nihroadmap.nih.gov/newinnovator/</a> . Les auteurs tiennent à remercier Tom Hayes pour l&#39;utilisation du laboratoire de Harvard Electronics.

<ol><li>Pawley, J. B. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aPawley%2C+JB+%22Handbook+of+biological+confocal+microscopy%22">Handbook of biological confocal microscopy</a>. , Springer Verlag. 985-985 (2006).</li>
<li>Lippincott-Schwartz, J., Snapp, E., Kenworthy, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Studying+protein+dynamics+in+living+cells%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Reviews+Molecular+Cell+Biology%22%5BJournal%5D)">Studying protein dynamics in living cells.</a> Nature Reviews Molecular Cell Biology. 2, 444-456 (2001).</li>
<li>Klonis, N., Rug, M., Harper, I., Wickham, M., Cowman, A., Tilley, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Fluorescence+photobleaching+analysis+for+the+study+of+cellular+dynamics%5BTitle%5D)+AND+%22European+Biophysics+Journal%22%5BJournal%5D)">Fluorescence photobleaching analysis for the study of cellular dynamics.</a> European Biophysics Journal. 31, 36-51 (2002).</li>
<li>Stephens, D. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Light+Microscopy+Techniques+for+Live+Cell+Imaging%5BTitle%5D)+AND+%22Science%22%5BJournal%5D)">Light Microscopy Techniques for Live Cell Imaging.</a> Science. 300, 82-86 (2003).</li>
<li>McMahon, A., Supatto, W., Fraser, S. E., Stathopoulos, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Dynamic+Analyses+of+Drosophila+Gastrulation+Provide+Insights+into+Collective+Cell+Migration%5BTitle%5D)+AND+%22Science%22%5BJournal%5D)">Dynamic Analyses of Drosophila Gastrulation Provide Insights into Collective Cell Migration.</a> Science. 322, 1546-1550 (2008).</li>
<li>Wallingford, J. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Dishevelled+controls+cell+polarity+during+Xenopus+gastrulation%5BTitle%5D)+AND+%22Nature%22%5BJournal%5D)">Dishevelled controls cell polarity during Xenopus gastrulation.</a> Nature. 405, 81-85 (2000).</li>
<li>Laemmel, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Fibered+Confocal+Fluorescence+Microscopy+%28Cell-viZio%29+Facilitates+Extended+Imaging+in+the+Field+of+Microcirculation%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Vascular+Research%22%5BJournal%5D)">Fibered Confocal Fluorescence Microscopy (Cell-viZio) Facilitates Extended Imaging in the Field of Microcirculation.</a> Journal of Vascular Research. 41, 400-411 (2004).</li>
<li>Moussata, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+confocal+laser+endomicroscopy%5BTitle%5D)+AND+%22Acta+Endoscopica%22%5BJournal%5D)">The confocal laser endomicroscopy.</a> Acta Endoscopica. 39, 448-451 (2010).</li>
<li>Dunbar, K., Canto, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Confocal+endomicroscopy%5BTitle%5D)+AND+%22Current+Opinion+in+Gastroenterology%22%5BJournal%5D)">Confocal endomicroscopy.</a> Current Opinion in Gastroenterology. 24, 631-637 (2008).</li>
<li>Udovich, J. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Spectral+background+and+transmission+characteristics+of+fiber+optic+imaging+bundles%5BTitle%5D)+AND+%22Applied+optics%22%5BJournal%5D)">Spectral background and transmission characteristics of fiber optic imaging bundles.</a> Applied optics. 47, 4560-4568 (2008).</li>
</ol>

La production de ce vidéo-cette vidéo a été parrainé par Thorlabs, Inc

Ce système d&#39;imagerie vidéo-taux fait usage d&#39;une exploitation miroir galvanométrique de résonance à environ 8 kHz. Miroirs résonance peut être assez fort quand il est lancé à pleine puissance, et leur hauteur élevée peut être gênant ou même dangereux à certains moments une exposition suffisante. Bien que n&#39;étant pas démontré ici, il est recommandé de protéger le miroir galvanométrique de résonance dans un boîtier transparent pour réduire considérablement le volume du système et / ou de porter des vêtements de protection appropriés auditive, comme des bouchons. Le miroir galvanométrique résonance scans dans un modèle sinusoïdal. Toutefois, les cartes framegrabber lire dans le signal en supposant une vitesse de balayage complètement linéaire dans les deux directions horizontale et verticale. Depuis un balayage sinusoïdal ralentit sur les bords de la numérisation, les artefacts de compression d&#39;image peuvent être observés le long de l&#39;axe d&#39;image (horizontale) rapide. Une façon de minimiser ce problème est de volontairement disque de la gamme de résonance galvo numérisation miroir significativement plus grande que ladiamètre de la lentille de relais. En faisant cela, que le balayage presque linéaire centrale du motif de balayage sinusoïdal va traverser l&#39;échantillon, ce qui minimise les distorsions de l&#39;image. Une autre approche serait de post-traitement des images recueillies pour linéariser l&#39;axe rapide. Ceci peut être accompli par imagerie par fluorescence un modèle connu (comme une grille) et en utilisant les dimensions de la forme connue de créer un script de traitement qui unwarps les images recueillies. Ce système de balayage particulier a été conçu dans le but de l&#39;imagerie in vivo, ce qui nécessite souvent une verticale orientée vidéo-taux microscope. Pour des expériences d&#39;imagerie cellulaire, microscopes inversés sont plus généralement utilisés. La conception présentées ici peuvent être facilement modifiées pour construire un tel microscope inversé, tout ce qui est requis est une rotation de la finale 2 miroirs &quot;de diamètre. Au lieu d&#39;orienter le miroir pour diriger le faisceau de balayage à la baisse, le miroir peut diriger le faisceau vers le haut. Placer la lentille de l&#39;objectif d&#39;unt à la même distance du miroir avec une étape de l&#39;échantillon permettrait d&#39;imagerie dans une géométrie inversée. Si le système d&#39;imagerie est construit exclusivement pour l&#39;imagerie microendoscopic, il n&#39;ya pas de raison de «plier» la conception de microscope verticalement à tous. Au lieu de cela, le système de balayage complet peut être construit sur une planche à pain horizontale simple avec le parallèle objectif orienté vers la table d&#39;optique. Notez que le microscope dans cette version utilise une configuration sténopé fixes, tandis que la présente offre pour la plus grande simplicité et facilité la construction de l&#39;alignement, les utilisateurs désirant un système plus polyvalent pourrait envisager d&#39;intégrer un sténopé variable, comme on peut le trouver dans la plupart des microscopes confocaux commerciales. En permettant à l&#39;utilisateur d&#39;ajuster la taille du sténopé pour compenser pour les échantillons d&#39;intensité variable d&#39;émission, ce qui permet à l&#39;utilisateur de mieux optimiser le compromis entre la puissance du signal et de résolution pour un échantillon donné. Le CHoix de la fibre de l&#39;image sélectionnée pour le microscope est important. Nous vous recommandons d&#39;utiliser des fibres Sumitomo image cohérente en raison de leur espacement coeur de la fibre à proximité et à faible autofluorescence relative. Fibres d&#39;images fabriquées par Fujikura ont été trouvés à avoir des quantités élevées de l&#39;autofluorescence 10, qui peut submerger faibles signaux de fluorescence d&#39;un échantillon et de limiter la sensibilité ultime de l&#39;microendoscope. Sumitomo fibres fabriquées, comme le 8-30N utilisé dans cette configuration particulière, ont beaucoup plus bas niveaux de l&#39;autofluorescence que leurs équivalents Fujikura. Alors que les faisceaux de fibres lessivé pourrait être considéré comme attractif pour microendoscopy, leur conception des lieux généralement noyaux de fibres individuelles trop éloignés, ce qui signifie que les noyaux des fibres des exemples d&#39;objets à faible densité, en laissant de côté les régions importantes d&#39;intérêt potentiel. Enfin, il convient de noter que bien que le microscope décrites ici seront utiles dans une variété de techniques in vitro et in vivo applications et peuvent être créés pour une fraction du coût d&#39;un système complet de commerce, il n&#39;a pas de caractéristiques telles que la détection de lumière transmise, un oculaire pour la visualisation, ou un parcours du faisceau pour les non-confocale à champ large épifluorescence. Bien qu&#39;il soit possible de construire un système avec ces caractéristiques à partir de zéro, les lecteurs désirant un tel système peut souhaiter modifier un système commercial existant pour répondre à leurs besoins plutôt que d&#39;initier une toute nouvelle construction.

<table border="1"><tbody><tr><td> Nom de la pièce </td><td> Fabricant </td><td> Numéro de l&#39;article </td><td> Spécifications </td><td> Quantité </td></tr><tr><td> 515 Filtre passe-bande nm </td><td> Chroma </td><td> HQ515/50M </td><td> 46 FWHM </td><td> 1 </td></tr><tr><td> Achromatique lentille doublet 25.4mm Dia. FL x 50mm, revêtement MgF2 </td><td> Edmund Optics </td><td> NT49-766 </td><td></td><td> 1 </td></tr><tr><td> Achromatique lentille doublet 25.4mm Dia. x 76.2mm FL, revêtement MgF2 </td><td> Edmund Optics </td><td> NT49-768 </td><td></td><td> 1 </td></tr><tr><td> Achromatique lentille doublet 25.4mm Dia. x 88.9mm FL, revêtement MgF2 </td><td> Edmund Optics </td><td> NT49-769 </td><td></td><td> 2 </td></tr><tr><td> Achromatique Dia lentille doublet 50mm. FL x 300mm, revêtement MgF2 </td><td> Edmund Optics </td><td> NT45-179 </td&gt; <td></td><td> 1 </td></tr><tr><td> 8 R kHz Fréquence scanner optique haute </td><td> Électro-optique Products Corporation (EOPC) </td><td> SC-30 </td><td> 8 kHz </td><td> 1 </td></tr><tr><td> Pilote AGC </td><td> Électro-optique Products Corporation (EOPC) </td><td> ACG: 8K </td><td></td><td></td></tr><tr><td> H7422-PA module photocapteur </td><td> Hamamatsu </td><td> H7422-PA </td><td> Limitation de courant recommandée </td><td> 1 </td></tr><tr><td> M9012 Alimentation </td><td> Hamamatsu </td><td> M9012 </td><td> Pour une utilisation avec H7422-PA </td><td> 1 </td></tr><tr><td> HC PL APO Objectif CS </td><td> Leica </td><td> 11506284 </td><td> 10x/0.40 </td><td> 1 </td></tr><tr><td> Carte Solios framegrabber eA / XA </td><td> Matrox </td><td> Solios eA / XA </td><td> MIL logiciels nécessaires; OEM interconnexions recommandée </td><td> 1 </td></tr><tr><td> Alimentation 12V </td><td&gt; Meanwell </td><td> LPV-100-12 </td><td> +12 V, 8.5A </td><td> 1 </td></tr><tr><td> 5x objectif de microscope </td><td> Newport </td><td> M-5X </td><td> 0,10 NA, Longueur focale 25,4 mm </td><td> 1 </td></tr><tr><td> Fibre image cohérente </td><td> Sumitomo </td><td> 8-30N </td><td></td><td> 1 </td></tr><tr><td> 1 / 4 &quot;Vis -20 et kit matériel </td><td> Thorlabs </td><td> HW-KIT2 </td><td></td><td> 1 </td></tr><tr><td> 100 um Gendarmerie sténopé </td><td> Thorlabs </td><td> P100S </td><td> Idéal pour la construction de filtres spatiaux </td><td> 1 </td></tr><tr><td> 30 mm Pince Cube Cage </td><td> Thorlabs </td><td> B6C </td><td></td><td> 1 </td></tr><tr><td> 30 mm Cube Système Cage, 4-Way </td><td> Thorlabs </td><td> C4W </td><td></td><td> 1 </td></tr><tr><td> 406 nm, 5 mW, B du code PIN, Fibre SM Diode Laser queue de cochon, FC / PC </td><td> Thorlabs </td><td> LPS-406-CF </td><td> Produit obsolète; remplacé par LP405-SF10 </td><td> 1 </td></tr><tr><td> 5-Minute Epoxy, une once </td><td> Thorlabs </td><td> G14250 </td><td></td><td> 1 </td></tr><tr><td> 6 Axe cinématique optique mont </td><td> Thorlabs </td><td> K6X </td><td></td><td> 1 </td></tr><tr><td> 8-32 Vis et Kit Hardware </td><td> Thorlabs </td><td> HW-KIT1 </td><td></td><td> 1 </td></tr><tr><td> 8-32 Vis sans tête et Kit Hardware </td><td> Thorlabs </td><td> HW-KIT3 </td><td></td><td> 1 </td></tr><tr><td> Adaptateur avec Threads RMS externes et internes Threads SM1 </td><td> Thorlabs </td><td> SM1A4 </td><td></td><td> 1 </td></tr><tr><td> Adj. FC / PC et FC / APC collimateur, f = 2,0 mm, ARC: 400-600 nm </td><td> Thorlabs </td><td> CFC-2X-A </td><td> f = 2,0 mm </td><td> 1 </td></tr><tr><td> Adaptateur réglable Collimateur fibre, SM1 fileté </td><td> Thorlabs </td><td> AD9.5F </td><td></td><td> 1 </td></tr><tr><td> Aluminium Breadboard, 12 &quot;x 18&quot; x 1 / 2 &quot; </td><td> Thorlabs </td><td> MB1218 </td><td> 1 / 4 &quot;-20 fileté </td><td> 2 </td></tr><tr><td> Benchtop Diode Laser / TEC Contrôleur </td><td> Thorlabs </td><td> ITC4001 </td><td> 1 A/96 W </td><td> 1 </td></tr><tr><td> DMLP 425 nm de long-Pass miroir dichroïque </td><td> Thorlabs </td><td> DMLP425 </td><td></td><td> 1 </td></tr><tr><td> Cinématique de montage pour Ø1 &quot;Optique </td><td> Thorlabs </td><td> KM100 </td><td></td><td> 3 </td></tr><tr><td> LD / TEC de montage pour Diodes laser à fibre Thorlabs queue de cochon </td><td> Thorlabs </td><td> LM9LP </td><td></td><td> 1 </td></tr><tr><td> Monture pour Ø18 mm Optique </td><td> Thorlabs </td><td> LMR18 </td><td> Un anneau de retenue inclus </td><td> 1 </td></tr><tr><td> Montures Lens 2 &quot;Optique </td><td> Thorlabs </td><td> LMR2S </td><td> Avec filetage intérieur et extérieur; l&#39;anneau de retenue inclus </td><td> 2 </td></tr><tr><td> Mini Série Cage Assemblée Rod, 6 &quot;de long, ø4 mm, Quantité 1. </td><td> Thorlabs </td><td> SR6 </td><td></td><td> 4 </td></tr><tr><td> Ø1.0 &quot;Post pilier piédestal, 8-32 Taps, une« longue </td><td> Thorlabs </td><td> RS1P8E </td><td></td><td> 4 </td></tr><tr><td> Ø1 &quot;Post Extension pilier, Longueur = 0,5 </td><td> Thorlabs </td><td> RS05 </td><td></td><td> 4 </td></tr><tr><td> Ø1 &quot;Post Extension pilier, Longueur = 0,75&quot; </td><td> Thorlabs </td><td> RS075 </td><td></td><td> 4 </td></tr><tr><td> Ø1 &quot;protégées Silver Mirror, 3,2 mm d&#39;épaisseur </td><td> Thorlabs </td><td> ME1-P01 </td><td></td><td> 1 </td></tr><tr><td> Ø1 &quot;SM1 élément rotatif réglable focalisation, L = 1&quot; </td><td> Thorlabs </td><td> SM1V10 </td&gt; <td></td><td> 1 </td></tr><tr><td> Ø2 &quot;protégées Silver Mirror, 3,2 mm d&#39;épaisseur </td><td> Thorlabs </td><td> ME2-P01 </td><td></td><td> 2 </td></tr><tr><td> P100S - Ø100 um Gendarmerie sténopé </td><td> Thorlabs </td><td> P100S </td><td></td><td> 1 </td></tr><tr><td> Polaris faible dérive Ø1 &quot;cinématique miroir mont </td><td> Thorlabs </td><td> POLARIS-K1 </td><td> Faible dérive </td><td> 1 </td></tr><tr><td> SM1 lentille de tube, L = 1 &quot; </td><td> Thorlabs </td><td> SM1L-10 </td><td> Un anneau de retenue inclus </td><td> 4 </td></tr><tr><td> SM1 fileté 30 mm Plaque Cage, 0,35 &quot;d&#39;épaisseur </td><td> Thorlabs </td><td> CP02 </td><td></td><td> 2 </td></tr><tr><td> SM1 à M25 Adaptateur composants optiques Threading </td><td> Thorlabs </td><td> SM1A24 </td><td> Externe et interne Threads SM1 M25.5x0.5 Threads </td><td> 1 </td></tr><tr><td> Diam petit faisceauETER galvanométrique système </td><td> Thorlabs </td><td> GVSM001 </td><td></td><td> 1 </td></tr><tr><td> Petite Fourche de serrage </td><td> Thorlabs </td><td> CF125 </td><td> 1 / 25 &quot;lamés slot, universel </td><td> 15 </td></tr><tr><td> Système spatial de filtre </td><td> Thorlabs </td><td> KT310 </td><td> Sténopé vendu séparément </td><td> 1 </td></tr><tr><td> TE-refroidis de montage pour 5,6 mm et 9 Lasers </td><td> Thorlabs </td><td> TCLDM9 </td><td></td><td> 1 </td></tr><tr><td> Support vertical pour les cartes sans </td><td> Thorlabs </td><td> VB01 </td><td> Chaque </td><td> 2 </td></tr><tr><td> Plan-Apochromat </td><td> Zeiss </td><td> 1101-957 </td><td> 20x/0.75 NA </td><td> 1 </td></tr></tbody></table>

microscopie à balayage vidéo confocale et à taux microendoscopy

Video-rate Scanning Confocal Microscopy and Microendoscopy

La microscopie confocale est devenu un outil précieux dans la biologie et les sciences biomédicales, permettant rapide, haute sensibilité, haute résolution et sectionnement optique de systèmes complexes. La microscopie confocale est couramment utilisé, par exemple, pour étudier des cibles cellulaires spécifiques 1, la dynamique de moniteur dans des cellules vivantes 2-4, et de visualiser l&#39;évolution en trois dimensions de l&#39;ensemble des organismes 5,6. Extensions de systèmes d&#39;imagerie confocale, comme microendoscopes confocal, permettant l&#39;imagerie haute résolution in vivo 7 et sont actuellement appliquées à l&#39;imagerie et le diagnostic des maladies dans les milieux cliniques 8,9. La microscopie confocale permet la résolution en trois dimensions en créant soi-disant «sections optiques» en utilisant l&#39;optique géométrique simple. Dans un standard à grand champ de microscope, fluorescence générée à partir d&#39;un échantillon est prélevé par une lentille de l&#39;objectif et relayés directement à un détecteur. Alors que d&#39;acceptermesure pour des échantillons d&#39;imagerie fine, des échantillons d&#39;épaisseur deviennent floues générées par fluorescence au-dessus et ci-dessous le plan objectif focale. En revanche, la microscopie confocale permet virtuel, sectionnement optique des échantillons, en rejetant hors de focaliser la lumière pour construire une haute résolution en trois dimensions des représentations d&#39;échantillons. Microscopes confocaux réaliser cet exploit en utilisant une ouverture confocale dans le faisceau de détection. La fluorescence recueillies auprès d&#39;un échantillon par l&#39;objectif est relayée à travers les miroirs de balayage et à travers le miroir primaire dichroïque, un miroir soigneusement choisis pour refléter les courtes longueurs d&#39;onde tels que le faisceau d&#39;excitation laser en passant plus la, Stokes décalée d&#39;émission de fluorescence. Ce signal longueur d&#39;onde de fluorescence est ensuite transmis à une paire de lentilles de chaque côté d&#39;un trou d&#39;épingle qui est positionnée à un plan exactement conjugué avec le plan focal de l&#39;objectif. Photons collectés à partir du volume focal de l&#39;objet sont collimatéspar l&#39;objectif et sont focalisés par des lentilles confocale à travers le sténopé. Fluorescence généré au-dessus ou en dessous du plan focal ne seront donc pas collimaté correctement, et ne passera pas à travers le sténopé confocal à 1, la création d&#39;une section optique dans laquelle seule la lumière de l&#39;accent microscope est visible. (Fig 1). Ainsi, le sténopé agit efficacement comme une ouverture virtuelle dans le plan focal, confinant l&#39;émission détectée à une seule localisation spatiale limitée. Commerciale moderne microscopes confocaux offrir aux utilisateurs un fonctionnement entièrement automatisé, ce qui rend les procédures d&#39;imagerie anciennement complexes relativement simple et accessible. Malgré la souplesse et la puissance de ces systèmes, commerciaux microscopes confocaux sont pas bien adaptés pour toutes les tâches d&#39;imagerie confocale, comme de nombreuses applications d&#39;imagerie in vivo. Sans la possibilité de créer des systèmes d&#39;imagerie personnalisé pour répondre à leurs besoins, des expériences importantes peuvent rester hors de réactionsh pour de nombreux scientifiques. Dans cet article, nous proposons une méthode étape par étape pour la construction complète d&#39;une coutume, la vidéo à taux système d&#39;imagerie confocale à partir de composants de base. Le microscope droit sera construit en utilisant un miroir galvanométrique de résonance pour fournir l&#39;axe de balayage rapide, tandis qu&#39;une vitesse standard de résonance miroir galvanométrique va scanner l&#39;axe lent. Pour créer un faisceau bien précis numérisés dans la mise au point objectif, ces miroirs sera positionné à l&#39;avion que l&#39;on appelle l&#39;aide de quatre lentilles télécentriques relais. La détection confocale sera accompli en utilisant un standard, tube photomultiplicateur off-the-shelf (PMT), et les images seront capturées et affichées en utilisant une carte Matrox framegrabber et le logiciel inclus.

La construction complète d&#39;une coutume, en temps réel du système d&#39;imagerie confocale à balayage est décrite. Ce système, qui peut être facilement utilisé pour la vidéo-microscopie et taux de microendoscopy, permet une gamme de géométries d&#39;imagerie et les applications ne sont pas accessibles à l&#39;aide de systèmes commerciaux standard confocale, à une fraction du coût.

Microscopie à balayage vidéo confocale et à taux Microendoscopy

La microscopie confocale est devenue un outil inestimable en biologie et dans les sciences biomédicales, permettant une imagerie optique rapide, à haute sensibilité et à haute résolution...

Ce vidéo montre comment construire un microscope confocal à balayage fonctionnant à la fréquence vidéo en utilisant des composants standard disponibles dans le commerce. Un microscope confocal à balayage repose sur le mouvement coordonné de deux miroirs de balayage pour déplacer le faisceau à travers le plan raster. La lumière provenant du premier miroir est balayée horizontalement à travers le premier ensemble de lentilles de relais, qui la focalise à nouveau vers un point fixe sur le second miroir de balayage. Le même mouvement de balayage est ensuite transmis à travers les lentilles de balayage et les lentilles tubulaires, plaçant ainsi le faisceau lumineux désormais élargi sur l'ouverture arrière de l'objectif.Le second miroir, dont le mouvement est lent par rapport au premier miroir, balaye simultanément l'axe Y, permettant un balayage au-dessus et au-dessous du plan illustré, et crée ainsi un balayage rectangulaire à la surface de l'échantillon. Le principal avantage de ce protocole par rapport à l'achat d'un microscope disponible commercialement réside dans son faible coût et dans la possibilité de personnaliser l'appareil selon les besoins spécifiques d'un projet d'imagerie. Lorsqu'on travaille avec un laser, il est essentiel de prendre les mesures de sécurité appropriées afin d'éviter toute lésion oculaire.Veillez porter des lunettes de protection laser appropriées chaque fois que possible. Les spectateurs ou chercheurs qui n'alignent pas activement le faisceau ou n'y travaillent pas doivent toujours porter des lunettes. Retirez toutes les montres ou bijoux brillants et réfléchissants.Plus important encore, veillez toujours à suivre et contrôler le faisceau en arrêtant son trajet à l’aide d’un bloqueur de faisceau ou d’une carte professionnelle montée. Cela est particulièrement important lors de l’alignement des miroirs, car le trajet du faisceau peut être difficile à prédire. En outre, n’alignez jamais vos yeux au niveau du trajet du faisceau.Éteignez le laser si vous devez traverser le plan du faisceau avant d'assembler le microscope. Assurez-vous que tout l'équipement nécessaire à la construction est disponible, notamment la platine optique et les supports à 90 degrés, tous les miroirs, lentilles et le miroir dichroïque, ainsi que les pinces et supports de fixation appropriés, les deux miroirs de balayage et le détecteur photoélectrique. Il est également utile de disposer d'un générateur de fonctions pour tester le mouvement de balayage et ajuster les miroirs pendant l'alignement.Il est également fortement recommandé de fixer la platine optique avec des boulons pour assurer sa stabilité. Commencez la construction du microscope en plaçant la fibre à emboîtement dans le support optique, puis placez cet ensemble au centre de la platine optique. Cela correspond à l'origine du faisceau bleu tel qu'illustré ici.Activez la source lumineuse. Utilisez les vis de réglage pour ajuster grossièrement le faisceau afin qu'il se propage en ligne droite à la fois horizontalement et verticalement. Placez un diaphragme iris devant le colimateur de fibre.Ensuite, ajustez la hauteur de l'iris afin que le faisceau traverse le centre. Puis déplacez l'iris loin de l'ator le long du trajet du faisceau. Vérifiez l'alignement du faisceau.Utilisez les deux vis de réglage pour repositionner le faisceau sur l'iris si nécessaire. Placez le miroir diic monté dans le trajet du faisceau, le faisceau laser étant positionné au centre du miroir. Faites pivoter le support du miroir afin de réfléchir le faisceau à environ 90 degrés, en veillant à ce que la hauteur du faisceau ne change pas.Fixez le miroir à la table en serrant les vis du support. Ensuite, placez le miroir galvanométrique monté sur le trajet du faisceau laser. Veillez à ce que le faisceau laser soit positionné exactement au centre horizontal de la surface du miroir.Effectuez une rotation du support du miroir afin de réfléchir le faisceau laser à un angle de 90 degrés. Ensuite, ajustez approximativement la réflexion sur le miroir pour conserver la même hauteur verticale du faisceau laser. Puis, prenez deux diaphragmes et placez-les directement devant le galvanomètre résonant.Ensuite, en utilisant le faisceau laser réfléchi par le miroir galvanométrique résonant comme référence, réglez leur hauteur verticale comme précédemment. Maintenant, à l’aide des trous filetés de la platine optique comme guide visuel, serrez les deux diaphragmes en ligne droite. Réglez le premier miroir du trajet, c’est-à-dire le dichroïque, afin de centrer le faisceau sur le premier diaphragme.Ensuite, ajustez le second miroir sur le trajet. Régler le galvanomètre résonant de manière à centrer le faisceau sur la deuxième diaphragme. Ajustez itérativement ces deux miroirs jusqu'à ce que le faisceau soit aligné à travers les deux diaphragmes.S'assurer que le faisceau laser réfléchi par le miroir galvanométrique résonant est toujours réfléchi à partir du centre approximatif du miroir. Si le faisceau est dévié, ajuster le support du colimateur de fibre et répéter les réglages en centrant le faisceau sur les deux diaphragmes ouverts. L'étape suivante consiste à placer les deux lentilles de relais qui permettront d'imaginer le premier plan télécentrique fixe sur le second plan télécentrique fixe.Pour ce microscope particulier, les lentilles sélectionnées dans le premier relais ont la même longueur focale F, donc la distance entre les deux miroirs ici est simplement de quatre F. Pour ce montage, F est égal à 90 millimètres, donc la position quatre F se trouvera à 360 millimètres du miroir de balayage. Pour s'assurer que les lentilles sont parfaitement centrées dans le trajet du faisceau, placez la première lentille dans le trajet du faisceau et observez la tache du faisceau laser sur l'iris suivant dans le trajet du faisceau. Après la lentille, ajustez la hauteur de la lentille de sorte que le centre vertical du faisceau coïncide avec le centre de l'iris.Ensuite, ajustez la position horizontale du faisceau pour centrer celui-ci sur l'iris. Répétez ce processus avec la seconde lentille. Ensuite, configurez le miroir balayeur et faites pivoter le microscope afin de faciliter le positionnement et l'alignement des pièces, qui sinon devraient être ajustés verticalement.Pour déterminer la position exacte du second plan télécentrique, branchez le galvanomètre résonant sur son unité de balayage et mettez-le en marche. Utilisez une carte de visite pour suivre le trajet du faisceau de balayage à travers les deux lentilles. Le second plan télécentrique se situe à environ quatre F du galvanomètre installé et peut être identifié comme l'endroit où le faisceau de balayage apparaît immobile.Marquez du crayon l’emplacement sur la platine correspondant à cet endroit. Une fois le plan télécentrique identifié, réglez l’entrée du miroir de balayage à zéro volt et mettez sous tension le matériel de commande du miroir afin que celui-ci s’immobilise en position neutre. Placez ensuite le miroir galvanométrique de balayage standard exactement à l’emplacement du plan télé.Réglez la position du miroir de sorte que le faisceau au plan télé frappe exactement le centre du miroir de balayage, puis serrez le support du miroir. Desserrez maintenant la vis de blocage maintenant le miroir galvanométrique et faites-le pivoter en veillant à ce que le faisceau se propage verticalement. Éteignez ensuite le laser et l'électronique de balayage.Déconnectez la fibre et déconnectez les miroirs de balayage. Ensuite, à l'aide de supports de fixation angulaires à 90 degrés, fixez la deuxième platine sur la première.Enfin, faites pivoter soigneusement l'ensemble du microscope afin que la nouvelle platine soit à plat, puis utilisez la pince pour fixer le microscope en position. Rebranchez ici le galvo et le laser, et n'oubliez pas de ramener le galvo à zéro volt. Le reste du dispositif, autrefois vertical, peut être facilement mis en place sur la platine horizontale.Ensuite, nous allons installer le deuxième ensemble de lentilles de relais, appelées formellement lentille de balayage et lentille tube. Veuillez consulter le protocole écrit accompagnant pour des informations très importantes sur le choix de la combinaison appropriée de lentilles. Commencez par installer les lentilles.Tout d'abord, disposez les miroirs nécessaires pour diriger le faisceau vers l'objectif. Placez le premier grand miroir de deux pouces près du bord de la platine et faites pivoter le support du miroir afin de réfléchir le faisceau laser d'environ 90 degrés, de manière approximative. Ajustez la réflexion sur le miroir pour maintenir la hauteur verticale du faisceau constante.Ensuite, placer le deuxième miroir de deux pouces sur le bord opposé de la platine afin de dévier le faisceau à un angle de 90 degrés, et utiliser les vis de réglage pour le fixer en place. Puis, installer deux diaphragmes et ajuster les deux miroirs comme précédemment pour centrer le faisceau. Ensuite, placer la lentille de balayage à une distance égale à sa longueur focale par rapport au galvanomètre sur le trajet du faisceau, et ajuster sa position horizontale et verticale.Pour centrer le point laser sur le premier diaphragme situé entre les deux miroirs. Placer soigneusement la grande lentille tube de deux pouces à la distance appropriée par rapport à la lentille de balayage et ajuster sa position horizontale et verticale afin de centrer le faisceau sur le premier diaphragme. Dans ce montage, la lentille tube est placée à une distance de 75 millimètres plus 300 millimètres lorsque tous les composants sont en place.Reliez le galvo à la sortie d'un générateur de fonctions électriques standard ou d'un circuit de commande, puis réglez les tensions crête à crête entre un et trois volts. Commencez ensuite à balayer les deux miroirs à l’aide d’une carte de visite. Localisez le faisceau laser sur le plan fixe, à 300 millimètres après la lentille tubulaire.Placer l'objectif dans le trajet du faisceau, en veillant à positionner l'ouverture arrière de l'objectif aussi près que possible du plan fixe. Mettre en place la platine d'échantillon, en s'assurant que le support mobile selon l'axe Z n'entre pas en contact avec le support de l'objectif lorsqu'il se déplace sur toute sa course. Pour configurer le dispositif confocal, commencer par déconnecter toutes les alimentations électriques et les fibres optiques, puis installer le diaphragme et le détecteur.Positionnez l'ensemble du microscope de manière qu'il repose à nouveau sur la platine, en maintenant le miroir de balayage résonnant. Après avoir reconnecté la fibre au collimateur, au miroir de balayage standard, ainsi qu'aux câbles d'alimentation et de commande, appliquez zéro volt sur la tension de commande du galvanomètre de balayage standard, comme précédemment sur la platine. Placez un échantillon composé d'un colorant fluorescent en sandwich entre deux lamelles. Ensuite, allumez la source laser et mettez le colorant au point.Réglez la puissance du laser afin de rendre la fluorescence aussi brillante que possible à l’aide d’une carte de visite. Suivez l’émission fluorescente provenant de l’échantillon à travers l’objectif, puis le système de balayage, jusqu’au miroir dichroïque, qui reflète le faisceau laser tout en transmettant l’émission fluorescente. Repérez ce signal fluorescent de l’autre côté du miroir dichroïque.Obscurcissez maintenant la pièce. Placez un miroir derrière le miroir dichroïque afin de réfléchir l'émission à un angle de 90 degrés. Ensuite, à l’aide d’un diaphragme muni d’un miroir, dirigez le faisceau de fluorescence aussi droit et parallèle que possible par rapport à la platine optique.Ensuite, l'unité de trou d'ouverture du microscope confocal sera installée à l'aide de l'ensemble de montage en cage avec filtre spatial de Thor Labs. Ce schéma décrit le montage. Les miroirs de balayage se trouvent sur des plans fixes qui sont en conjugaison télécentrique avec un objectif fixe.Des paires de lentilles situées dans le plan de l'ouverture arrière entre les plans fixes servent à transmettre les faisceaux balayés. La première paire de lentilles possède des distances focales égales, formant une lunette un-à-un. La seconde paire de lentilles, appelée formellement lentille de balayage et lentille tube, n’a pas besoin d’avoir des distances focales identiques et sert souvent de lunette agrandisseuse afin de garantir un remplissage excessif de l’ouverture arrière de l’objectif.La lumière émise par l'échantillon repasse par le système de balayage et traverse le miroir dichroïque. Une lentille de courte focale ou une lentille d'objectif focalise la lumière d'émission à travers le diaphragme confocal, puis une lentille la concentre. Une dernière lentille focalise l'émission filtrée en mode confocal sur un photomultiplicateur.Placer l'unité de filtrage spatial sur le trajet du faisceau émis en veillant à centrer le support du premier objectif de focalisation sur le faisceau émis. Dans ce cas précis, une unité de filtrage spatial dotée d'un orifice de 100 microns a été choisie. Ensuite, monter un objectif de courte distance focale dans l'unité et faire coulisser le support de translation en Z jusqu'à ce qu'un point focal net soit observable sur la surface de l'orifice. Veillez à ce que l'ensemble de l'appareil soit aligné le long de la ligne droite définie par le faisceau fluorescent. Fixez l'appareil sur la platine. À l'aide des boutons de réglage du dispositif de translation, ajustez les deux axes afin d'effectuer une recherche en 2D sur la surface du support du diaphragme pour trouver le point où le signal fluorescent traversant le diaphragme est maximal.Ensuite, placez l'objectif de recouvrement sur le support de cage. Après le diaphragme, utilisez une carte de visite pour repérer l'ion fluorescent qui traverse l'unité confocale, puis faites glisser l'objectif de recouvrement le long des montants jusqu'à ce que la fluorescence émise soit aussi collimatée que possible. Installez l'ensemble du tube photomultiplicateur. Placez une lentille de distance focale de 50 millimètres sur le trajet du faisceau de fluorescence émise et déterminez son point focal.Marquez cette position sur la platine d'essai. Éteignez maintenant complètement le laser et positionnez le tube photomultiplicateur de sorte que sa fenêtre se trouve aussi près que possible du point focal marqué. Ensuite, à l'aide de tubes de lentilles réglables, reliez l'ensemble à la lentille de focalisation.Enroulez du ruban adhésif noir autour de tous les trajets de faisceau exposés après le diaphragme, allumez le laser en maintenant sa puissance extrêmement faible. Allumez soigneusement le tube photomultiplicateur en lisant sa tension sur l'oscilloscope. Au fur et à mesure que l'intensité du laser augmente, augmentez la tension jusqu'à ce qu'un signal en pic ou un décalage continu (DC offset) soit visible sur l'écran de l'oscilloscope.Confirmez que ce signal provient bien de la fluorescence en éteignant la puissance du laser ou en bloquant le trajet du faisceau afin d'observer une perte du signal. Enfin, alignez de manière itérative le diaphragme pour obtenir un signal maximal sur l'oscilloscope. En ajustant d'abord la position Z de la lentille de focalisation, puis en réglant le plateau de translation YZ, le montage du microscope fonctionnant à la fréquence vidéo est terminé.Tout d'abord, éteignez le tube photomultiplicateur. Connectez ensuite les cartes de commande personnalisées des miroirs et de l'ordinateur comme indiqué dans le protocole écrit joint. Ce système peut être adapté pour réaliser de la micro-endoscopie à balayage confocal.En remplaçant la platine par une platine de maintien de fibre, veuillez consulter le texte ou les détails accompagnants. Le microscope confocal à balayage droit et le micro-endoscope terminés doivent apparaître tels qu'illustrés ici. Les faisceaux laser et d'émission ont été représentés à titre indicatif.Lors du fonctionnement de l'endoscope miniature, un support de fibre maintient la fibre d'image en place pendant les expériences. Ce support de fibre peut facilement être remplacé par une platine XY selon les besoins. La plateforme de microscope droit illustrée ici présente une image de test représentative, obtenue à partir d'un M minuscule imprimé sur une carte blanche, à l'aide d'une carte de capture vidéo à débit d'images élevé permettant de générer des images à partir du signal entrant. Décoloré.Le papier blanc contient des fluorophores facilement excités par la lumière UV et bleue, ce qui produit un fond lumineux derrière les zones sombres. La lettre M et un filtre d'émission centré à 515 nanomètres ont été choisis pour recueillir cette émission fluorescente. Une légère distorsion de l'image peut être observée, en particulier près des bords latéraux du cadre de l'image.Cette distorsion résulte du motif de balayage sinusoïdal du miroir gvo de huit kilohertz et est décrite en détail dans le document accompagnant. Ce film montre des données à fréquence vidéo obtenues en balayant une carte de visite. Après avoir visionné cette vidéo, vous devriez maintenant bien comprendre comment construire et aligner un microscope à balayage confocal à fréquence vidéo.N'oubliez pas que travailler avec un faisceau laser peut être extrêmement dangereux, et que des précautions telles que l'ablation de tout bijou réfléchissant ainsi que l'évitement de travailler avec les yeux au niveau du trajet du faisceau doivent toujours être prises lors de l'exécution de cette procédure.

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