Name: Enregistrement à grande échelle ensembles neuronaux avec des sondes en silicone chez le rat anesthésié (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2011-10-19T13:00:00.000+00:00
Duration: 5 min 45 s
Description: Apprenez l'enregistrement neuronal à grande échelle chez le rat anesthésié à l'aide de sondes en silicone. Cette méthode permet d'analyser simultanément l'activité de plus de cent neurones dans le cortex somatosensoriel.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

playerTrialDesktop

Ce travail a été appuyé par le CRSNG et l&#39;AHFMR. Les auteurs remercient Mariam Alaverdashvili et Amanda Mauthe-Kaddoura pour les commentaires sur le manuscrit et Hiroe Yamazaki de l&#39;aide sur la préparation chirurgie.

1. Préparation Chirurgie <ol><li> Anesthésier le rat avec le type et la dose d'anesthésiques. Ici, nous utilisons l'uréthane (1,5 g / kg, Sigma-Aldrich, St Louis, MO) - préparé comme solution à 20% en diluant 20 g d'uréthane dans 100 ml de tampon phosphate salin (PBS) à savoir les animaux recevront 7,5 ml / kg par voie intrapéritonéale solution d'uréthane (IP). En raison de sa courbe dose-réponse, la dose totale d'uréthane est divisé en quatre applications, chacune séparée par environ 30 minutes. Avant les deux premières demandes d'uréthane, un animal est anesthésié avec l'isoflurane administré à une concentration de 3-4% (oxygène à 2 litres par minute) et maintenu à 2% (oxygène jusqu'à 2 litres par minute) pour empêcher un animal de stressée par injection. Pendant la chirurgie, une administration supplémentaire de isofluorane (concentration de 2% pendant 2 minutes) peuvent être utilisés si nécessaire. </li><li> Rasez les poils le long du site d'incision (face dorsale de la tête) afin de s'assurer quela fourrure ne sera pas contaminer la plaie et qu'une superficie suffisante peut être désinfectée à travers le site de l'incision. </li><li> Préparer site chirurgical antiseptique à l'aide d'iode organique ou du savon de chlorhexidine et antiseptiques (éthanol). </li><li> Préparer les sondes de silicium (Technologies NeuroNexus, Ann Arbor, MI). Les sondes peuvent être désinfectés à l'aide d'éthanol à 70%, suivi par un rinçage à l'eau distillée. Si nécessaire, les sondes peuvent être peintes avec un marqueur fluorescent préparé antiseptique (teinture par exemple moi, Invitrogen Co.), au plus tard, révèlent la position de la sonde dans l'analyse histologique. Pour ce faire nous utilisons un petit pinceau et très douce et délicatement toucher l'arrière de la sonde de silicium avec le colorant. Cette procédure devrait toujours être faite sur un microscope pour s'assurer que la sonde n'est pas d'être endommagé ou plié. Toujours vérifier pour s'assurer que le colorant n'est pas bloquant l'un des canaux. Tout colorant résiduel laissé sur la sonde peut être enlevée plus tard avec de l'alcool, suivi d'un rinçage avec de l'eau. </li><li> Silicon Electrodees de soins: en raison de leur petite taille, les sondes de silicium sont délicats et extrêmement sensibles à la rupture, même lorsque vous l'utilisez avec un soin considérable. Ainsi, nous recommandons de surveiller les dangers potentiels, à tout moment, tels que: (i) Gardez les sondes dans une boîte appropriée désignée, (ii) Empêcher s'écraser ou de laisser tomber les sondes lors de leur manipulation, (iii) S'assurer que les manipulateurs stéréotaxique sont bien fixés pour prévenir tout accident, (iv) Lors de l'enregistrement, les tissus environnants et / ou de sang peut se rattacher à des sondes. Par conséquent, il est important d'être aussi prudent lorsque vous retirez les sondes après l'enregistrement. Utiliser un flux constant de solution de PBS ou de solution saline est fortement recommandé, (v) Il faut toujours nettoyer les sondes après l'enregistrement. Pour nettoyer les sondes, il est fortement recommandé de les submerger dans un détergent liquide enzymatique (Boston, Bausch &amp; Lomb) pendant quelques minutes. Toujours rincer les sondes avec de l'eau distillée et les retourner à leur boîte dédiée. Dans notre expérience, des soins adéquats des sondes de silicium assureenregistrements de bonne qualité depuis plus de 10 expériences. Si un canal »devient bruyant" lors de l'utilisation, il devrait être exclu des analyses ultérieures. Nous avons constaté que la diaphonie entre canaux est minime; donc un canal bruyant a généralement très peu d'effet sur un signal dans les autres canaux. </li></ol> 2. Chirurgie <ol><li> Appliquer une pommade sur les yeux surface de l'œil avant toute manipulation chirurgicale. </li><li> Administrer dexaméthasone 5 mg / ml par voie sous cutanée pour réduire l'inflammation cérébrale. </li><li> Fixer l'animal dans toute la chirurgie cadre stéréotaxique. </li><li> Administrer chlorhydrate de lidocaïne 2% avec épinéphrine (2-4 mg / kg dilué à une solution à 0,5%) sous-cutanée à l'endroit de l'incision, avant l'incision est faite pour réduire le risque potentiel de l'hémorragie de la plaie et pour l'anesthésie locale. </li><li> Faire une incision de 2 cm grâce à la ligne médiane du cuir chevelu et de déplacer la peau en dehors pour exposer la surface du crâne. </li><li> Effacer le cuir chevelu dorsale du fascia par dissection et le contrôlel'hémorragie en microcautery ou en utilisant de la cire d'os. </li><li> Faites deux trous de forage à attacher de petites vis dans l'os occipital du crâne pour les animaux et la terre de référence. La vis de référence doit être en contact avec mère. Afin de réduire le bruit électrique pendant les enregistrements, il est recommandé de garder les vis humide en tout temps. Pour ce faire, une petite barrière qui entoure la vis en acrylique peuvent être construits ou les vis peuvent être couverts avec de l'agar. </li><li> Faire une craniotomie 1-2 mm de diamètre dans les coordonnées correspondant à la zone corticale et / ou sous-corticales (s) d'intérêt 5. Utiliser l'air comprimé pour enlever la poussière d'os au besoin pendant une craniotomie (trou de forage). Empêcher le crâne échauffement du forage en appliquant des gouttes de PBS. Faire une craniotomie secondes si nécessaire pour insérer la deuxième sonde. Dans cette vidéo, nous vous présentons un enregistrement à partir de deux aires corticales simultanément, donc deux craniotomies sont faites. </li><li> Construire une petite barrière de résine acrylique (par exemple: Lang dentaireFabrication, Co., Inc, Wheeting, IL) qui entoure les deux craniotomies afin de garder PBS sur le dessus de dure-mère exposée, l'empêchant de se dessécher. Appliquer PBS constante pendant toute l'expérience. </li><li> Ouvrez la dure-mère des deux craniotomies. Deux aiguilles (30 ½ gauge) plié sur la pointe (formant un crochet), peuvent être utilisés pour cette manipulation. </li><li> Fixez le connecteur de la sonde de silicium pour l'manipulatiors stéréotaxique. Les connecteurs sont attachés à un poteau afin d'avoir les jarrets des sondes parfaitement parallèle au manipulateur stéréotaxique. Ceci est crucial pour maintenir les enregistrements stable et éviter d'endommager la sonde. </li><li> Connectez-vis de référence à la broche de silicium sonde de référence. Pour réduire le bruit électrique de la vis de terre doivent être connectés à: i) la terre de la prise de sonde; ii) la masse du châssis de l'appareil d'enregistrement, et iii) le cadre stéréotaxique. </li><li> Placez l'extrémité des sondes de silicium juste en contact avec la pie-mère. </li><li> Introduire lentement èmesondes de silicium électronique et s'assurer que les tiges des sondes de silicium (fig. 1 et 2) peuvent être insérés dans le cerveau sans résistance ou de flexion. </li><li> Abaisser avec précaution les sondes jusqu'à atteindre la zone d'enregistrement désiré. Si nécessaire, ajouter quelques gouttes de PBS sur le haut de craniotomies pour éviter le dessèchement des tissus. </li><li> Parce anesthésie à l'uréthane ne doit être utilisé pour des procédures terminales, l'animal est euthanasié par une injection IP d'au moins 200mg/kg de pentobarbital de sodium dilué à une concentration qui ne dépasse pas 60 mg / ml. Elle est suivie par la décapitation de l'animal. </li></ol> 3. Les résultats représentatifs: Enregistrements représentant des potentiels de champ local et des activités de dopage sont illustrés dans la Figure 3A. Après avoir effectué le tri pointe (pointes discrimination provenant de différents neurones; fig 3B, C, 6, 7, 8) de silicium enregistrements de sonde offrent la possibilité d'étudier l'activité de la population neuronaux impliqués dans, hd'autres ong, les processus suivants: la mémoire et la prise de décision 9, plasticité 10, relance de codage 11, 12 et l'activité spontanée des effets de divers médicaments 13. <img alt="Figure 1" src="/files/ftp_upload/3282/3282fig1.jpg" data-altupdatedat="1787634011000" data-alt="Figure 1"> Figure 1. A. Exemple d'une sonde de silicium avec une tige unique est superposé à un montage de neurones reconstruits (courtoisie de S. Sakata 14). B. Exemple d'une sonde avec une configuration tétrode à chacun des huit pattes. C. Schéma d'un le crâne de rat. Les cases vertes représentent l'étendue de la craniotomie sur le cortex somatosensoriel droit et gauche. <img alt="Figure 2" src="/files/ftp_upload/3282/3282fig2.jpg" data-altupdatedat="1787634011000" data-alt="Figure 2"> Figure 2. Exemple d'expérience avec des sondes de silicium insérés dans le cortex préfrontal et l'hippocampe. Les gouttes de PBS couvrir la craniotomie pour protéger les personnes exposées brain de sécher. Deux vis situées sur le cervelet sera relié à la terre et de référence, respectivement. <img alt="Figure 3" src="/files/ftp_upload/3282/3282fig3.jpg" data-altupdatedat="1787634011000" data-alt="Figure 3"> Figure 3. A. Image montre 500ms d'un enregistrement électrophysiologiques représentative du potentiel de champ local (LFP) d'une tétrode (note: tension négative est tracée sur l'axe des ordonnées). Insérer montre - une forme d'onde d'un pic B. vues en deux dimensions des grappes unité dans l'espace caractéristique de 1 tétrode.. Chaque cluster représente les pointes d'une seule unité (neurone). C. Moyenne des formes d'onde pic d'unités représentatives (code couleur) à chacun des quatre sites d'enregistrement d'une tétrode unique. D. Waveform énergie (liée à l'amplitude) des pointes enregistrées au cours du temps . Notez les valeurs de l'énergie relativement constante pour chaque unité, ce qui indique un enregistrement stable sur la durée de la période affichée.

<ol><li>Buzsaki, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Large-scale+recording+of+neuronal+ensembles%5BTitle%5D)+AND+%22Nat.+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Large-scale recording of neuronal ensembles.</a> Nat. Neurosci. 7, 446-451 (2004).</li>
<li>Kipke, D. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Advanced+neurotechnologies+for+chronic+neural+interfaces%3A+new+horizons+and+clinical+opportunities%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Advanced neurotechnologies for chronic neural interfaces: new horizons and clinical opportunities.</a> J. Neurosci. 28, 11830-11838 (2008).</li>
<li>Csicsvari, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Massively+parallel+recording+of+unit+and+local+field+potentials+with+silicon-based+electrodes%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Neurophysiol%22%5BJournal%5D)">Massively parallel recording of unit and local field potentials with silicon-based electrodes.</a> J. Neurophysiol. 90, 1314-1323 (2003).</li>
<li>Bartho, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Characterization+of+neocortical+principal+cells+and+interneurons+by+network+interactions+and+extracellular+features%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Neurophysiol%22%5BJournal%5D)">Characterization of neocortical principal cells and interneurons by network interactions and extracellular features.</a> J. Neurophysiol. 92, 600-608 (2004).</li>
<li>Paxinos, G., Watson, C. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aPaxinos%2C+G+%22The+rat+brain%3A+in+stereotaxic+coordinates%22">The rat brain: in stereotaxic coordinates</a>. , 4th Edition, Academic Press. San Diego. (1998).</li>
<li>Lewicki, M. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+review+of+methods+for+spike+sorting%3A+the+detection+and+classification+of+neural+action+potentials%5BTitle%5D)+AND+%22Network%22%5BJournal%5D)">A review of methods for spike sorting: the detection and classification of neural action potentials.</a> Network. 9, R53-R78 (1998).</li>
<li>Harris, K. D., Henze, D. A., Csicsvari, J., Hirase, H., Buzsaki, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Accuracy+of+tetrode+spike+separation+as+determined+by+simultaneous+intracellular+and+extracellular+measurements%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Neurophysiol%22%5BJournal%5D)">Accuracy of tetrode spike separation as determined by simultaneous intracellular and extracellular measurements.</a> J. Neurophysiol. 84, 401-414 (2000).</li>
<li>Luczak, A., Narayanan, N. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Spectral+representation--analyzing+single-unit+activity+in+extracellularly+recorded+neuronal+data+without+spike+sorting%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Neurosci.+Methods%22%5BJournal%5D)">Spectral representation--analyzing single-unit activity in extracellularly recorded neuronal data without spike sorting.</a> J. Neurosci. Methods. 144, 53-61 (2005).</li>
<li>Pastalkova, E., Itskov, V., Amarasingham, A., Buzsaki, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Internally+generated+cell+assembly+sequences+in+the+rat+hippocampus%5BTitle%5D)+AND+%22Science%22%5BJournal%5D)">Internally generated cell assembly sequences in the rat hippocampus.</a> Science. 321, 1322-1327 (2008).</li>
<li>Fujisawa, S., Amarasingham, A., Harrison, M. T., Buzsaki, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Behavior-dependent+short-term+assembly+dynamics+in+the+medial+prefrontal+cortex%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Behavior-dependent short-term assembly dynamics in the medial prefrontal cortex.</a> Nat Neurosci. 11, 823-833 (2008).</li>
<li>Harris, K. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((How+do+neurons+work+together%3F+Lessons+from+auditory+cortex%5BTitle%5D)+AND+%22Hear.+Res%22%5BJournal%5D)">How do neurons work together? Lessons from auditory cortex.</a> Hear. Res. 271, 37-53 (2011).</li>
<li>Luczak, A., Bartho, P., Marguet, S. L., Buzsaki, G., Harris, K. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Sequential+structure+of+neocortical+spontaneous+activity+in+vivo%5BTitle%5D)+AND+%22Proc.+Natl.+Acad.+Sci.+U.S.A%22%5BJournal%5D)">Sequential structure of neocortical spontaneous activity in vivo.</a> Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 104, 347-352 (2007).</li>
<li>Robbe, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cannabinoids+reveal+importance+of+spike+timing+coordination+in+hippocampal+function%5BTitle%5D)+AND+%22Nat.+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Cannabinoids reveal importance of spike timing coordination in hippocampal function.</a> Nat. Neurosci. 9, 1526-1533 (2006).</li>
<li>Sakata, S., Harris, K. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Laminar+structure+of+spontaneous+and+sensory-evoked+population+activity+in+auditory+cortex%5BTitle%5D)+AND+%22Neuron%22%5BJournal%5D)">Laminar structure of spontaneous and sensory-evoked population activity in auditory cortex.</a> Neuron. 64, 404-418 (2009).</li>
</ol>

Pas de conflits d&#39;intérêt déclarés.

Ce document montre comment utiliser les réseaux d&#39;électrodes de silicium pour enregistrer à partir grande population de neurones (&gt; 100) dans de multiples aires corticales simultanément. Afin de réussir dans la chirurgie et l&#39;enregistrement, les questions suivantes devraient être envisagées: <ol><li> Introduction de la sonde à un endroit désiré: Lors de l&#39;insertion des sondes dans le tissu cérébral, il est possible de causer des dommages considérables. Cela peut entraîner une mauvaise qualité d&#39;unités enregistrées. Pour éviter ce problème, nous recommandons ce qui suit: (i) Introduire les sondes à un angle de certaine (recommandé d&#39;utiliser un angle de 10 degrés). En faisant cela, les dommages dendritiques des neurones enregistrés peuvent être réduites, (ii) Après les sondes sont insérées dans le tissu cérébral, ils sont d&#39;abord abaissé à un rythme plus rapide (environ 50 à 100 microns par 10-30 sec) jusqu&#39;à ce qu&#39;ils obtiennent proche de la zone souhaitée de l&#39;enregistrement. Lorsque les sondes sont environ 200 microns de la zone cible, la position est ajustée plus lentement (environron 10 microns tous les 2 ou 3 minutes). </li><li> La stabilisation des enregistrements: Lorsque les sondes sont dans la zone désignée et de l&#39;activité considérable est détectée (pointes distinctif dans la majorité des canaux), il est recommandé d&#39;attendre environ 30 minutes avant de commencer un enregistrement. Cela permettra aux tissus cérébraux pour stabiliser mécaniquement après l&#39;insertion de sondes et d&#39;assurer un enregistrement plus stable. </li><li> Pulsations du cerveau: Occasionnellement, il est possible de voir la pulsation du cerveau qui peut réduire considérablement la qualité d&#39;un enregistrement. Une petite craniotomie (juste assez d&#39;espace pour répondre de la sonde) peut réduire la pulsation du cerveau dans une zone d&#39;enregistrement. Si nécessaire, la grande citerne peut être perforé. Ceci réduit la pression du fluide cérébro-spinal et diminue les gonflements et la pulsation. </li><li> Silicon sonde de configuration: sondes silicium peut avoir une variété de formes et de configurations de sites d&#39;enregistrement. Par exemple, elles peuvent varier dans le nombre de tiges, la longueur et l&#39;épaisseur des pattes, et dansl&#39;agencement des sites d&#39;enregistrement (par exemple tétrode vs configuration linéaire, voir: www.neuronexustech.com). Le choix de la sonde utilisée avec une configuration spécifique dépend de la question scientifique devant être répondu. Par exemple, si l&#39;objectif est d&#39;enregistrer des populations de neurones dans des endroits multiples en une seule couche spécifique (tel que présenté dans ces enregistrements), le meilleur choix est d&#39;utiliser une sonde avec huit pattes et une configuration tétrode. Cela permet des enregistrements de plusieurs unités uniques à chaque tétrode et d&#39;échantillonnage de huit emplacements dans un laps de 1.4mm. Dans un autre exemple, si quelqu&#39;un souhaite étudier propagations d&#39;activité à travers les couches corticales, le meilleur choix serait d&#39;utiliser une sonde avec une tige avec des sites d&#39;enregistrement régulièrement réparties le long de cette tige qui permet d&#39;enregistrer en plusieurs couches corticales simultanément 14. </li></ol>

<table border="1"><tbody><tr><td> Nom </td><td> Société </td><td> Numéro de catalogue </td></tr><tr><td> Uréthane </td><td> Sigma-Aldrich </td><td></td></tr><tr><td> Tampon phosphate salin (PBS) </td><td></td><td></td></tr><tr><td> L&#39;isoflurane </td><td> Benson </td><td> 02241315 </td></tr><tr><td> Sondes en silicone </td><td> Technologies NeuroNexus </td><td> Un X 4 2 - Têt - 5mm - 150 - 200 à 312 </td></tr><tr><td> Dye I (DIIC 18 (3)) </td><td> Invitrogen Co. </td><td> 617830 </td></tr><tr><td> La dexaméthasone 5 </td><td> Vetoquinol </td><td> 0A0640B </td></tr><tr><td> Pommade oculaire </td><td> Vetoquinol </td><td> 005165414 </td></tr><tr><td> Chlorhydrate de lidocaïne 2% avec épinéphrine </td><td> Bimeda-MTC </td><td> 00141984 </td></tr><tr><td> Cadre stéréotaxique </td><td> KOPF Instruments </td><td> 1430-B </td></tr><tr><td> Manipulateur de l&#39;électrode et le support </td><td> KOPF Instruments </td><td> 960 </td></tr><tr><td> Oreille de rat-barres </td><td> KOPF Instruments </td><td> 1955 </td></tr><tr><td> Adaptateur Rat </td><td> KOPF Instruments </td><td> 920 </td></tr><tr><td> Anesthésie masque </td><td> KOPF Instruments </td><td> 906 </td></tr><tr><td> Scalpel </td><td> Instruments chirurgicaux Roboz </td><td> RS-9843 </td></tr><tr><td> Les lames de bistouri </td><td> Parangon </td><td> 0086 </td></tr><tr><td> Micro Ciseaux de dissection </td><td> Instruments chirurgicaux Roboz </td><td> RS-5910 </td></tr><tr><td> Vis </td><td> Pasteners Gould Limited </td><td> 14084701 </td></tr><tr><td> Pince hémostatique </td><td> RobInstruments chirurgicaux oz </td><td> RS-7130 RS-7211 </td></tr><tr><td> 30 ½ aiguilles de calibre </td><td> Becton-Dickinson </td><td> 305115 </td></tr><tr><td> Micromoteur de contrôle </td><td> Foredom </td><td> HP4-917 </td></tr><tr><td> Pince à dissection </td><td> Instruments chirurgicaux Roboz </td><td> RS-5237 </td></tr><tr><td> La cire d&#39;os </td><td> Lukens </td><td> M263500 </td></tr><tr><td> Bouteille d&#39;air comprimé </td><td> Falcon Safety Products, Inc </td><td> 50-10521C </td></tr><tr><td> Nettoyant enzymatique </td><td> Boston, Bausch &amp; Lomb </td><td> BAUSCH497628 </td></tr><tr><td> L&#39;eau distillée </td><td></td><td></td></tr><tr><td> Dentaire poudre acrylique </td><td> Lang dentaire </td><td> 1220 </td></tr><tr><td> Dentaire liquide acrylique </td><td> Lang dentaire </td><td> 1404 </td> &lt;/ Tr&gt; <tr><td> Numérique Lynx SX Système </td><td> Neuralynx Inc </td><td> 4SX-Z400 </td></tr><tr><td> Cheeta Softwere </td><td> Neuralynx Inc </td><td></td></tr><tr><td> Câbles Alligator </td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

enregistrement à grande échelle ensembles neuronaux avec des sondes en silicone chez le rat anesthésié

Recording Large-scale Neuronal Ensembles with Silicon Probes in the Anesthetized Rat

À grande échelle à partir des enregistrements électrophysiologiques ensembles neuronaux offrent l&#39;occasion d&#39;étudier comment le cerveau orchestre de la grande variété des comportements de l&#39;activité de dopage de ses neurones. Une des méthodes les plus efficaces pour surveiller l&#39;activité de dopage à partir d&#39;un grand nombre de neurones dans plusieurs circuits neuronaux locaux est à la fois en utilisant des tableaux électrode de silicium 1-3. Les potentiels d&#39;action de produire de grandes variations de tension transmembranaire dans le voisinage de corps cellulaires. Ces signaux de sortie peut être mesurée en plaçant un conducteur à proximité d&#39;un neurone. Si il ya beaucoup d&#39;actifs (fortification) neurones dans le voisinage de la pointe, l&#39;électrode de signal combiné dossiers de chacun d&#39;eux, où la contribution d&#39;un seul neurone est pondéré par sa &quot;distance électrique&quot;. Sondes de silicium sont électrodes d&#39;enregistrement idéal pour surveiller les neurones multiples en raison d&#39;un grand nombre de sites d&#39;enregistrement (64) et un petit volume. Furthermore, plusieurs sites peuvent être organisées sur une distance de quelques millimètres, permettant ainsi l&#39;enregistrement simultané de l&#39;activité neuronale dans les différentes couches corticales ou plusieurs colonnes corticales (fig. 1). Surtout, la distribution géométrique précise des sites d&#39;enregistrement permet également pour la détermination de la relation spatiale des 4 isolés neurones individuels. Ici, nous décrivons une affection aiguë, à grande échelle d&#39;enregistrement des neurones du cortex gauche et à droite forelimb somatosensoriel simultanément dans un rat anesthésié avec des sondes de silicium (Fig. 2).

Enregistrements extracellulaires de l&#39;activité neuronale en utilisant des sondes de silicium chez le rat anesthésié seront décrites. Cette technique permet d&#39;obtenir des informations à travers de multiples zones du cerveau de plus de 100 neurones simultanément. Il fournit des informations avec une résolution cellule unique sur la dynamique des ensembles neuronaux dans de multiples circuits locaux.

Enregistrement à grande échelle ensembles neuronaux avec des sondes en silicone chez le rat anesthésié

Les enregistrements électrophysiologiques à grande échelle d'ensembles neuronaux offrent la possibilité d'étudier comment le cerveau orchestre la grande variété de...

L'objectif général de cette procédure est de décrire un enregistrement neuronal aigu à grande échelle, réalisé simultanément sur les cortex somatosensoriels des membres antérieurs gauche et droit chez un rat anesthésié à l'aide d'une sonde en silicium. Cette opération s'effectue tout d'abord en anesthésiant l'animal à l'uréthane, puis en plaçant le rat dans un cadre stéréotaxique afin de pratiquer une incision de deux à trois centimètres au-dessus du crâne. La deuxième étape consiste à positionner les vis de masse et de référence.Ensuite, deux craniotomies sont réalisées au-dessus des cortèxes somatosensoriels et la dure-mère est retirée. La dernière étape consiste à introduire soigneusement les sondes en silicone dans le cerveau et à les abaisser lentement jusqu'à la zone souhaitée. Cette procédure permet l'enregistrement de potentiels de champ locaux et de l'activité de décharge provenant de dizaines de neurones.L'avantage principal de cette technique est que les sondes en silicone permettent l'enregistrement à partir d'un grand nombre de sites d'enregistrement. De plus, plusieurs sites d'enregistrement peuvent être disposés sur une distance de plusieurs millimètres, ce qui permet d'enregistrer simultanément dans plusieurs colonnes corticales ou à travers plusieurs couches dans une même colonne corticale. Importamment, la répartition géométriquement précise des sites d'enregistrement permet d'étudier les relations spatiales entre les populations neuronales.Cette méthode peut aider à répondre à des questions clés dans le domaine des neurosciences, telles que le rôle de l'activité des populations neuronales dans la plasticité de la mémoire, le codage des stimuli, la prise de décision, ainsi que la manière dont ces interactions neuronales sont affectées par différents médicaments. Pour commencer cette procédure, anesthésiez le rat avec de l'iso-flurane à une concentration de 3 à 4 %, puis maintenez-la à 2 % afin d'éviter que l'animal ne soit stressé par l'injection. Ensuite, injectez 7,5 millilitres par kilogramme d'une solution d'uréthane diluée à 20 % par voie intrapéritonéale, en divisant cette injection en quatre administrations espacées d'environ 30 minutes chacune.Ensuite, nettoyez les sondes en silicone avec de l'eau distillée sous le microscope. Appliquez sur les sondes un marqueur fluorescent afin de repérer leurs positions lors de l'analyse histologique. Cette procédure doit toujours être effectuée sous microscope afin de s'assurer que les sondes ne sont ni endommagées ni courbées.Ensuite, raser le pelage le long du site d'incision. Puis appliquer un onguent sur les deux yeux. Administrer cinq milligrammes par millilitre de dexaméthasone par voie sous-cutanée afin de réduire l'inflammation cérébrale.À ce stade, fixez l'animal dans le cadre stéréotaxique. Ensuite, préparez le site chirurgical de manière antiseptique en utilisant un savon à la chlorhexidine et de l'éthanol avant de pratiquer l'incision ; administrez de la lidocaïne et de l'épinéphrine par voie sous-cutanée au niveau du site d'incision pour l'anesthésie locale et afin de réduire le risque potentiel de saignement. Puis, pratiquez une incision de deux centimètres le long de la ligne médiane du cuir chevelu et retirez la peau.Pour exposer le crâne, décollez le cuir chevelu dorsal de la fascia par dissection émoussée et contrôlez les saignements à l’aide de cire osseuse. Ensuite, percez deux trous dans l’os occipital du crâne. Fixez de petites vis dans les trous pour les électrodes de référence et de masse.La vis de référence doit être en contact avec la dure-mère. Ensuite, réalisez deux craniotomies d'un diamètre de un à deux millimètres aux coordonnées correspondant au membre antérieur. Cortices somesthésiques.Utilisez de l'air comprimé pour éliminer la poussière osseuse au besoin pendant la craniotomie afin d'éviter que le crâne ne chauffe lors du perçage. Appliquez des gouttes de solution saline. Ensuite, construisez une petite barrière en résine acrylique entourant les deux craniotomies afin de maintenir le PBS au-dessus de la dure-mère exposée et d'empêcher celle-ci de sécher.Appliquer du PBS en continu pendant toute l'expérience. Ensuite, utiliser deux aiguilles de 30 et demi gauge à extrémités courbées pour retirer la dure-mère des deux craniotomies. À ce stade, placer les extrémités des sondes en silicium juste en contact avec la pie-mère.Ensuite, introduisez lentement les sondes en silicium en veillant à ce que leurs branches puissent être insérées dans le cerveau sans résistance ni flexion. Abaissez soigneusement les sondes jusqu'à ce qu'elles atteignent les zones d'enregistrement souhaitées. Si nécessaire, ajoutez des gouttes de PBS sur le dessus des craniotomies pour éviter que le tissu ne s'assèche.Voici un enregistrement électrophysiologique représentatif du potentiel de champ local pendant 500 millisecondes provenant d'un tetro. Un exemple de forme d'onde d'impulsion est présenté dans l'insert. Voici des exemples de vues bidimensionnelles des groupes d'unités obtenus à partir d'un tetro.Chaque groupe représente les pics provenant d'un seul neurone. Les formes d'onde moyennes des pics issues des unités représentatives sur chacun des quatre canaux d'un tétraélectrode unique sont présentées ici. L'énergie des formes d'onde des pics enregistrés en fonction du temps est représentée sur ce graphique.Notez que la valeur d'énergie relativement constante pour chaque unité indique un enregistrement stable sur la période affichée. Après avoir visionné cette vidéo, vous devriez être en mesure d'effectuer des enregistrements à l'aide de sondes en silicium dans plusieurs régions cérébrales à partir de plus d'une centaine de neurones simultanément. Cela est réalisé en suivant les étapes suivantes : anesthésier l'animal, placer les vis de référence et de masse, réaliser les craniotomies, retirer la dure-mère, puis insérer finalement les sondes dans la zone d'enregistrement souhaitée.

recording-large-scale-neuronal-ensembles-with-silicon-probes

Research

Recherche

JoVE Journal

Neuroscience

Neurosciences

Nous décrivons les méthodes à grande échelle d'enregistrement de plusieurs unités simples et le potentiel de champ local à se comporter les rongeurs avec des sondes de silicium. Disque de fabrication, de fixation de sonde sur le disque et les processus d'implantation de la sonde sont illustrés dans des détails suffisants pour faciliter la reproduction.

À grande échelle d&#39;enregistrement des neurones par des sondes de silicium mobiles à se comporter Rongeurs

Cette vidéo montre la procédure détaillée de préparation d’un rat anesthésié pour les enregistrements électrophysiologiques de l’activité cérébrale à partir de plusieurs sites. Le cuir chevelu est disséqué pour accéder au crâne, et des trous sont percés à des endroits précis pour installer et fixer les électrodes. Des électrodes à microfils de tungstène sont ensuite insérées à l’endroit ciblé pour enregistrer les données.

Enregistrements électrophysiologiques in vivo d’activités cérébrales provenant de plusieurs sites chez le rat

Cette vidéo décrit un protocole d’implantation d’une sonde linéaire en silicium à plusieurs tiges dans le cerveau de la souris pour mesurer les potentiels de champ local. La procédure consiste à fixer la sonde à une unité stéréotaxique, à la positionner avec précision sur la région cérébrale cible, à l’insérer dans le cerveau et à la fixer avec du ciment dentaire. Après l’implantation, l’ensemble est protégé par un boîtier. Après la récupération, la configuration permet d’enregistrer les...

Enregistrement de l’activité électrique cérébrale chez des souris se comportant à l’aide de sondes linéaires en silicium à plusieurs dents

Source : Moore, J. D., et al. Surveillance juxtacellulaire et localisation de neurones uniques au sein des structures cérébrales sous-corticales de rats alertes et retenus par la tête. J. Vis. Exp. (2015)Cette vidéo montre la méthode d’enregistrement et de coloration juxtacellulaire chez un rat atténué et éveillé. La procédure consiste à enregistrer les signaux des neurones et à injecter un colorant pour localiser précisément le site d’enregistrement. Cette technique permet une cartographie...

Enregistrement et coloration juxtacellulaires pour une cartographie précise de l’activité neuronale chez un rat éveillé 

L'implantation des réseaux organisés de microfils pour une utilisation dans une seule unité enregistrements électrophysiologiques présente un certain nombre de défis techniques. Méthodes pour effectuer cette technique et l'équipement nécessaire sont décrits. En outre, l'usage bénéfique des baies de microfilaires organisés pour enregistrer des sous-régions distinctes de neurones avec une grande sélectivité spatiale est discutée.

Une procédure d&#39;implantation de tableaux organisés de microfils pour enregistrements unitaires dans Awake, se comportant Animaux

Ce protocole décrit la conception et l’implantation chirurgicale d’un mécanisme de retenue de la tête pour surveiller l’activité neuronale dans les structures cérébrales sous-corticales chez des rats alertes.  Il décrit des procédures permettant d’isoler des neurones uniques dans la configuration juxtacellulaire et d’identifier efficacement leurs emplacements anatomiques.

Suivi juxtacellulaire et localisation des neurones unique au sein de structures cérébrales sous-corticales d&#39;alerte, Head-Rats retenu

Un réseau sans fil, système bidirectionnel pour les neurones enregistrements multicanaux et la stimulation en comportement librement des rats est introduit. Le système est léger et compact, ayant ainsi un impact minimal sur le répertoire comportemental du animal´s. En outre, ce système bidirectionnel fournit un outil sophistiqué afin d’évaluer les relations causales entre les modèles d’activation de cerveau et le comportement.

Un réseau sans fil, Interface bidirectionnelle pour In Vivo d’enregistrement et la Stimulation de l’activité neuronale en comportement librement des Rats

Les auteurs décrivent les diverses étapes d’implant chronique silicium sondes et d’enregistrer des cellules de lieu chez les souris qui sont la tête de la course-fixé sur un appareil de cue-enrichi le tapis de course.

Implantation des sondes de silicium chronique et enregistrement des cellules hippocampiques Place dans un appareil de tapis roulant enrichi

Nous décrivons ici une méthode pour fabriquer des tableaux de microélectrode Ti3C2 MXene et les utiliser pour l’enregistrement neuronal in vivo.

Fabrication de Ti3C2 MXene Microelectrode Arrays pour In Vivo Neural Recording

Ici, nous utilisons la HD-MEA pour approfondir la dynamique computationnelle des ensembles neuronaux à grande échelle, en particulier dans l’hippocampe, les circuits de bulbes olfactifs et les réseaux neuronaux humains. La capture de l’activité spatio-temporelle, combinée à des outils informatiques, fournit des informations sur la complexité des ensembles neuronaux. La méthode améliore la compréhension des fonctions cérébrales, identifiant potentiellement des biomarqueurs et des traitements...

Enregistrement et analyse de la dynamique d’ensemble neuronal multimodal à grande échelle sur un réseau de microélectrodes haute densité intégré au CMOS

Ici, nous présentons un système d’implant de sonde léger et rentable pour l’électrophysiologie chronique chez les rongeurs, optimisé pour la facilité d’utilisation, la récupération de la sonde, la polyvalence expérimentale et la compatibilité avec le comportement.

L’implant DREAM : un système d’implant léger, modulaire et économique pour l’électrophysiologie chronique chez les souris fixées à la tête et au comportement libre

Apprenez l'enregistrement neuronal à grande échelle chez le rat anesthésié à l'aide de sondes en silicone. Cette méthode permet d'analyser simultanément l'activité de plus de cent neurones dans le cortex somatosensoriel.

Enregistrement à grande échelle ensembles neuronaux avec des sondes en silicone chez le rat anesthésié

Explorer plus de vidéos