Enregistrement à grande échelle ensembles neuronaux avec des sondes en silicone chez le rat anesthésié

L'objectif général de cette procédure est de décrire un enregistrement neuronal aigu à grande échelle, réalisé simultanément sur les cortex somatosensoriels des membres antérieurs gauche et droit chez un rat anesthésié à l'aide d'une sonde en silicium. Cette opération s'effectue tout d'abord en anesthésiant l'animal à l'uréthane, puis en plaçant le rat dans un cadre stéréotaxique afin de pratiquer une incision de deux à trois centimètres au-dessus du crâne. La deuxième étape consiste à positionner les vis de masse et de référence.

Ensuite, deux craniotomies sont réalisées au-dessus des cortèxes somatosensoriels et la dure-mère est retirée. La dernière étape consiste à introduire soigneusement les sondes en silicone dans le cerveau et à les abaisser lentement jusqu'à la zone souhaitée. Cette procédure permet l'enregistrement de potentiels de champ locaux et de l'activité de décharge provenant de dizaines de neurones.

L'avantage principal de cette technique est que les sondes en silicone permettent l'enregistrement à partir d'un grand nombre de sites d'enregistrement. De plus, plusieurs sites d'enregistrement peuvent être disposés sur une distance de plusieurs millimètres, ce qui permet d'enregistrer simultanément dans plusieurs colonnes corticales ou à travers plusieurs couches dans une même colonne corticale. Importamment, la répartition géométriquement précise des sites d'enregistrement permet d'étudier les relations spatiales entre les populations neuronales.

Cette méthode peut aider à répondre à des questions clés dans le domaine des neurosciences, telles que le rôle de l'activité des populations neuronales dans la plasticité de la mémoire, le codage des stimuli, la prise de décision, ainsi que la manière dont ces interactions neuronales sont affectées par différents médicaments. Pour commencer cette procédure, anesthésiez le rat avec de l'iso-flurane à une concentration de 3 à 4 %, puis maintenez-la à 2 % afin d'éviter que l'animal ne soit stressé par l'injection. Ensuite, injectez 7,5 millilitres par kilogramme d'une solution d'uréthane diluée à 20 % par voie intrapéritonéale, en divisant cette injection en quatre administrations espacées d'environ 30 minutes chacune.

Ensuite, nettoyez les sondes en silicone avec de l'eau distillée sous le microscope. Appliquez sur les sondes un marqueur fluorescent afin de repérer leurs positions lors de l'analyse histologique. Cette procédure doit toujours être effectuée sous microscope afin de s'assurer que les sondes ne sont ni endommagées ni courbées.

Ensuite, raser le pelage le long du site d'incision. Puis appliquer un onguent sur les deux yeux. Administrer cinq milligrammes par millilitre de dexaméthasone par voie sous-cutanée afin de réduire l'inflammation cérébrale.

À ce stade, fixez l'animal dans le cadre stéréotaxique. Ensuite, préparez le site chirurgical de manière antiseptique en utilisant un savon à la chlorhexidine et de l'éthanol avant de pratiquer l'incision ; administrez de la lidocaïne et de l'épinéphrine par voie sous-cutanée au niveau du site d'incision pour l'anesthésie locale et afin de réduire le risque potentiel de saignement. Puis, pratiquez une incision de deux centimètres le long de la ligne médiane du cuir chevelu et retirez la peau.

Pour exposer le crâne, décollez le cuir chevelu dorsal de la fascia par dissection émoussée et contrôlez les saignements à l’aide de cire osseuse. Ensuite, percez deux trous dans l’os occipital du crâne. Fixez de petites vis dans les trous pour les électrodes de référence et de masse.

La vis de référence doit être en contact avec la dure-mère. Ensuite, réalisez deux craniotomies d'un diamètre de un à deux millimètres aux coordonnées correspondant au membre antérieur. Cortices somesthésiques.

Utilisez de l'air comprimé pour éliminer la poussière osseuse au besoin pendant la craniotomie afin d'éviter que le crâne ne chauffe lors du perçage. Appliquez des gouttes de solution saline. Ensuite, construisez une petite barrière en résine acrylique entourant les deux craniotomies afin de maintenir le PBS au-dessus de la dure-mère exposée et d'empêcher celle-ci de sécher.

Appliquer du PBS en continu pendant toute l'expérience. Ensuite, utiliser deux aiguilles de 30 et demi gauge à extrémités courbées pour retirer la dure-mère des deux craniotomies. À ce stade, placer les extrémités des sondes en silicium juste en contact avec la pie-mère.

Ensuite, introduisez lentement les sondes en silicium en veillant à ce que leurs branches puissent être insérées dans le cerveau sans résistance ni flexion. Abaissez soigneusement les sondes jusqu'à ce qu'elles atteignent les zones d'enregistrement souhaitées. Si nécessaire, ajoutez des gouttes de PBS sur le dessus des craniotomies pour éviter que le tissu ne s'assèche.

Voici un enregistrement électrophysiologique représentatif du potentiel de champ local pendant 500 millisecondes provenant d'un tetro. Un exemple de forme d'onde d'impulsion est présenté dans l'insert. Voici des exemples de vues bidimensionnelles des groupes d'unités obtenus à partir d'un tetro.

Chaque groupe représente les pics provenant d'un seul neurone. Les formes d'onde moyennes des pics issues des unités représentatives sur chacun des quatre canaux d'un tétraélectrode unique sont présentées ici. L'énergie des formes d'onde des pics enregistrés en fonction du temps est représentée sur ce graphique.

Notez que la valeur d'énergie relativement constante pour chaque unité indique un enregistrement stable sur la période affichée. Après avoir visionné cette vidéo, vous devriez être en mesure d'effectuer des enregistrements à l'aide de sondes en silicium dans plusieurs régions cérébrales à partir de plus d'une centaine de neurones simultanément. Cela est réalisé en suivant les étapes suivantes : anesthésier l'animal, placer les vis de référence et de masse, réaliser les craniotomies, retirer la dure-mère, puis insérer finalement les sondes dans la zone d'enregistrement souhaitée.