Name: Electroporation de Mesenchyme craniofaciale (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2011-11-28T13:00:00.000+00:00
Duration: 7 min 23 s
Description: Apprenez l'électroporation du mésenchyme craniofacial chez Xenopus laevis pour étudier le développement embryonnaire. Cette technique permet d'introduire des macromolécules chargées avec contrôle spatial et temporel.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Nous sommes reconnaissants à Nancy Papalopulu et Boyan Bonev de l&#39;aide pour l&#39;électroporation Xenopus. Nous remercions également Marc Dionne pour la lecture critique, Jeremy Green et John Wallingford pour des discussions utiles et des membres du laboratoire Liu pour leur soutien. Ce travail a été financé par des subventions du BBSRC (BB/E013872/1) et le Wellcome Trust (081880/Z/06/Z) pour KJL.

Partie 1A. Équipement Microscope: debout champ stéréoscopique avec l'objectif de faible puissance <ul><li> Tension / Générateur d'impulsions: BTX ECM 830 Système Place électroporation vague </li><li> Pipeter extracteur: P-87 Micropipette Puller (Sutter Instrument Company, CA) </li><li> Manipulateur: grossier, ou combinés grossier et fin en fonction de la préparation. </li><li> Micropipette titulaire: Outils Fine Science </li><li> Électrode: maison </li><li> L'électroporation de chambre: maison </li></ul> L-électrodes en forme: <ol><li> Couper 8 cm de haute pureté 0,4 mm fil de tungstène (Goodfellow) et apposer au milieu d'une seringue de 1 ml d'utiliser du mastic (nous utilisons la Blu-Tack). Laisser 4 cm de fil de tungstène exposée de la pointe de la seringue et l'embout plier en forme de L, 1 cm de l'extrémité (fig. 1A). </li><li> Garniture pointe de sorte que la fin des mesures de 0,5 mm de longueur. Tson pourboire est le terminus de l'électrode. </li><li> Exécutez l'excès parallèles fil de tungstène à la seringue et l'utiliser pour connecter le générateur d'impulsions de l'électrode. </li><li> Répétez le processus faisant une paire d'électrodes. </li><li> Attacher les électrodes au générateur d'ondes carrées d'impulsion via des câbles à courant continu. </li></ol> L'électroporation de chambre <ol><li> Tapisser le fond plat de 90 mm avec ~ 5 mm modeler non toxique. </li><li> Remplissez plat avec les médias électroporation. </li><li> En utilisant une pince n ° 5 horloger se tailler un puits en forme de T (fig. 2). Le bien longtemps devrait mesurer environ 2 mm x 2 mm x 10 mm et le court ~ 2 mm x 2 mm x 5 mm. Le plat électroporation peuvent être lavés et réutilisés. </li></ol> Partie 1B. Réactifs ADN ou macromolécules chargées <ul><li> Micropipettes: 1 mm de large 4 "de long en verre borosilicate capillaires (WPI, TW100-F) </li><li> Milieux de culture: Normal amphibiens médias (NAM) </li><li> &gt; 10 X stock: 1100 mM NaCl, 20mM de KCl, 10 mM de Ca (NO 3) 2 • 4H 2 O, 1 mM EDTA. <ul><li> Autoclave et conserver à 4 ° C. </li><li> 1 X NAM: Diluer de stock, tampon 10x avec 0,1 mM NaHCO 3 et 0,2 mM de Na 3 PO 4. </li></ul></li><li> Têtards Xenopus laevis, le stade 28 </li></ul> Préparation de l'ADN: <ol><li> Préparer des plasmides d'expression utilisant des protocoles standard. </li><li> Resuspendre l'ADN à une concentration finale de 1 ug / ul dans nucléase libre H 2 0. </li></ol> * Nous avons eu du succès avec des vecteurs contenant un promoteur fort CMV, comme pCS2 + [16]. Pour l'analyse de la lignée, nous avons généralement des ADN codant la protéine fluorescente verte (GFP + pCS2) à une concentration finale de 0,1 pg / pl. Les concentrations d'ADN [entre 0,1 à 3 pg / pl ont également été testés. Nous avons constaté que des concentrations inférieures à 0,8 pg / pl cellules inefficace étiquetés, tandis que des concentrations d'ADN de plus de 2 pg / m &amp;u; L n'a pas d'améliorer l'efficacité d'électroporation]. Morpholino oligonucléotides préparation: (Remarque:. OM doivent être fluorescéine (3'-carboxyfluorescéine modifié) ou autrement chargés) <ol><li> Resuspendre oligonucléotides morpholino (OM) (Genetools, <a href="http://www.genetools.com" target="_blank">www.genetools.com</a> ) à une concentration de 2 mM dans nucléase libre H 2 0. </li><li> Aliquote de la chaleur de la solution mère à 65 ° C pendant 5 minutes. </li><li> Diluer à la concentration finale de 0,5 mM dans l'eau sans nucléase. </li></ol> * 0.1-1mm solutions MO ont été testés. 0,5 mM solutions MO ont été suffisantes pour l'électroporation de nombreuses cellules mésenchymateuses. Micropipettes <ol><li> Préparer Micropipettes capillaires à partir de verre borosilicate (1 mm de large, 4 "de long, WPI pas. TW100-F). Utilisez extracteur d'aiguilles pour préparer micropipettes avec un cône 8-12 mm de long et à pointe fine. </li><li> Astuce Crush ~ 2 mmde la pointe avec une pince, en créant une pause déchiquetées. </li></ol> Médias <ol><li> Milieux d'incubation: Préparer une solution fraîche 3 / 4 normal amphibiens médias (MNA) de 1x stock. Ajouter 0,025 mg / ml de gentamycine. </li><li> L'électroporation des médias: comme ci-dessus, avec 0,1% de benzocaïne (Sigma, 06950). </li></ol> 2. L'électroporation Micropipette configuration <ol><li> Remplissez micropipette avec ~ 1 solution injectable ul. </li><li> Fixez micropipette au micromanipulateur et joindre à microinjecteur (Picospritzer II). </li><li> Micropipette angle à 50 ° de la table. </li><li> Régler la pression d'injection à 20 PSI. </li><li> Calibrer micropipette à injecter 30 nl par impulsion. </li></ol> Préparation Tadpole <ol><li> Anesthetize stade de 28 larves de Xenopus par l'incubation dans les médias électroporation pendant 5 minutes. </li><li> Transfert de têtard anesthésiés dans la chambre d'électroporation remplis avec les médias électroporation. Position d'embryondans le temps et afin que la tête repose dans le T-jonction avec la face dorsale vers le bas et la face ventrale exposés. La tête doit être légèrement surélevée par rapport à la queue. </li><li> En utilisant des pinces, doucement sécurisé têtard bien avec entourant la plasticine. (Note:.. Si le têtard n'est pas sécurisé, il peut se contracter et contact des électrodes au cours électroporation Dans ce cas, jetez le têtard que mouchoirs seront sévèrement endommagé) </li></ol> L'électroporation <ol><li> Insérer le bout micropipette immédiatement postérieure à la glande du ciment et dans le mésenchyme du visage. </li><li> Injecter solution à 30 nl en mésenchyme. </li><li> Rétracter micropipette. </li><li> Aligner rapidement des conseils d'électrode parallèle à la tête de l'embryon (fig. 3). </li><li> Appliquer 8 50 ms, impulsions 20mV carrés. </li><li> Rétracter électrodes. </li><li> En utilisant des pinces attentivement communiqué de têtard à partir ainsi et le transfert à 3 / 4 NAM, 0,025 mg / ml de gentamycine. </li><li> Les têtards peuvent être incubés dans 3 / 4 NAM, 0,025 mg / ml overnight, ou plus. </li><li> Embryons d'écran pour l'électroporation efficace par microscopie à fluorescence après 24 heures. </li></ol> 3. Les résultats représentatifs: L'utilisation de molécules fluorescentes permet un dépistage facile d'embryons électroporé. La figure 4 montre un lot typique de MO électroporées têtards ~ 12, 48 et 96 heures après l'électroporation, incubés à 14,5 ° C. En utilisant la microscopie à fluorescence, les OM peuvent être visualisées immédiatement après l'électroporation et persister pendant plusieurs jours après l'électroporation. Dans notre expérience, la fluorescence est faiblement évidente au stade 46 (~ 5 jours plus tard). Dans les cartilages, la fluorescence diminue considérablement après l'apparition de la différenciation (~ st 42); cependant, la fluorescence persiste MO plus fortement dans d'autres types cellulaires tels que l'endoderme du pharynx. La microscopie à fluorescence montre que les oligonucléotides sont incorporées dans plusieurs tissus dont le cartilage craniofaciales. Oligonucléotidiques par fluorescence cune souvent être visualisées dans le tissu de chaque côté de la tête. Cela est probablement dû à la diffusion rapide de la solution injectable dans le mésenchyme lâche craniofaciales avant l'électroporation. <img alt="Figure 1" src="/files/ftp_upload/3381/3381fig1.jpg"> Figure 1 électrodes maison. Fil de tungstène en forme de L est attachée à une seringue de 1 ml à l'aide non-toxique d'argile ou de mastic. (A) Le terminus d'électrode mesures 5 mm. (B) Joindre une paire d'électrodes, de sorte que les terminus sont parallèles. Des électrodes sont fixées à générateur d'impulsions par des câbles à courant continu. <img alt="Figure 2" src="/files/ftp_upload/3381/3381fig2.jpg"> Figure 2 chambre d'électroporation. (A) 90 mm plat bordé avec de la plasticine est rempli avec les médias et une chambre en forme de T sculptés avec une pince Aucun horloger de 5. (B) Le côté le plus long mesure 2 mm x 2 mm X10 mmtandis que les mesures à court de 2 mm x 2 mm x 5 mm. Le chef de l'embryon repose dans la jonction en T, la face ventrale en place. <img alt="Figure 3" src="/files/ftp_upload/3381/3381fig3.jpg"> Figure 3 Procédure électroporation schématique illustrant. St. 28 têtard est placé dans la chambre d'électroporation, la face ventrale en place. Micropipette est inséré dans la glande de ciment mésenchyme facial sous-jacent. Injecter. Micropipette est enlevé et la L-électrodes en forme sont alignés parallèlement flanquant la tête. Appliquer huit de 50 ms, 20 mV impulsions carrées. Rétracter électrodes. Cultivez têtards au stade désiré. Visualisez MOS ou expression de la GFP en utilisant la microscopie à fluorescence. <img alt="Figure 4" src="/files/ftp_upload/3381/3381fig4.jpg"> Figure 4 têtards représentant 12 (A), 48 (B) et 96 (C) heures après l'électroporation (stades 30, 34 et 44 respectivement). (A "B") Fluorescent MO peuvent être visualisés au sein de mésenchyme cranio au cerfes 30 et 34. Fluorescence peut être détectée dans les cartilages au stade 44 (pointe de flèche, C'-C "). L'intestin est très autofluorescente.

<ol><li>Bonev, B., Pisco, A., Papalopulu, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((MicroRNA-9+reveals+regional+diversity+of+neural+progenitors+along+the+anterior-posterior+axis%5BTitle%5D)+AND+%22Dev.+Cell%22%5BJournal%5D)">MicroRNA-9 reveals regional diversity of neural progenitors along the anterior-posterior axis.</a> Dev. Cell. 20, 19-32 (2011).</li>
<li>Haas, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Single-cell+electroporation+for+gene+transfer+in+vivo%5BTitle%5D)+AND+%22Neuron%22%5BJournal%5D)">Single-cell electroporation for gene transfer in vivo.</a> Neuron. 29, 583-591 (2001).</li>
<li>Calegari, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Tissue-specific+RNA+interference+in+post-implantation+mouse+embryos+using+directional+electroporation+and+whole+embryo+culture%5BTitle%5D)+AND+%22Differentiation%22%5BJournal%5D)">Tissue-specific RNA interference in post-implantation mouse embryos using directional electroporation and whole embryo culture.</a> Differentiation. 72, 92-102 (2004).</li>
<li>Drinjakovic, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((E3+ligase+Nedd4+promotes+axon+branching+by+downregulating+PTEN%5BTitle%5D)+AND+%22Neuron%22%5BJournal%5D)">E3 ligase Nedd4 promotes axon branching by downregulating PTEN.</a> Neuron. 65, 341-357 (2010).</li>
<li>Falk, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Electroporation+of+cDNA%2FMorpholinos+to+targeted+areas+of+embryonic+CNS+in+Xenopus%5BTitle%5D)+AND+%22BMC.+Dev.+Biol%22%5BJournal%5D)">Electroporation of cDNA/Morpholinos to targeted areas of embryonic CNS in Xenopus.</a> BMC. Dev. Biol. 7, 107-107 (2007).</li>
<li>Hewapathirane, D. S., Haas, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Single+Cell+Electroporation+in+vivo+within+the+Intact+Developing+Brain%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Vis.+Exp%22%5BJournal%5D)">Single Cell Electroporation in vivo within the Intact Developing Brain.</a> J. Vis. Exp. (17), e705-e705 (2008).</li>
<li>Kuriyama, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Tsukushi+controls+ectodermal+patterning+and+neural+crest+specification+in+Xenopus+by+direct+regulation%5BTitle%5D)+AND+%22of+BMP4+and+X-delta-1+activity.+Development%22%5BJournal%5D)">Tsukushi controls ectodermal patterning and neural crest specification in Xenopus by direct regulation.</a> of BMP4 and X-delta-1 activity. Development. 133, 75-88 (2006).</li>
<li>Mende, M., Christophorou, N. A., Streit, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Specific+and+effective+gene+knock-down+in+early+chick+embryos+using+morpholinos+but+not+pRFPRNAi+vectors%5BTitle%5D)+AND+%22Mech.+Dev%22%5BJournal%5D)">Specific and effective gene knock-down in early chick embryos using morpholinos but not pRFPRNAi vectors.</a> Mech. Dev. 125, 947-962 (2008).</li>
<li>Neumann, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Gene+transfer+into+mouse+lyoma+cells+by+electroporation+in+high+electric+fields%5BTitle%5D)+AND+%22Embo.+J%22%5BJournal%5D)">Gene transfer into mouse lyoma cells by electroporation in high electric fields.</a> Embo. J. 1, 841-845 (1982).</li>
<li>Price, S. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Regulation+of+motor+neuron+pool+sorting+by+differential+expression+of+type+II+cadherins%5BTitle%5D)+AND+%22Cell%22%5BJournal%5D)">Regulation of motor neuron pool sorting by differential expression of type II cadherins.</a> Cell. 109, 205-216 (2002).</li>
<li>Grossin, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Direct+gene+transfer+into+rat+articular+cartilage+by+in+vivo+electroporation%5BTitle%5D)+AND+%22Faseb.+J%22%5BJournal%5D)">Direct gene transfer into rat articular cartilage by in vivo electroporation.</a> Faseb. J. 17, 829-835 (2003).</li>
<li>Khoury, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+comparative+study+on+intra-articular+versus+systemic+gene+electrotransfer+in+experimental+arthritis%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Gene.+Med%22%5BJournal%5D)">A comparative study on intra-articular versus systemic gene electrotransfer in experimental arthritis.</a> J. Gene. Med. 8, 1027-1036 (2006).</li>
<li>Takahashi, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Down-regulation+of+cathepsin+K+in+synovium+leads+to+progression+of+osteoarthritis+in+rabbits%5BTitle%5D)+AND+%22Arthritis.+Rheum%22%5BJournal%5D)">Down-regulation of cathepsin K in synovium leads to progression of osteoarthritis in rabbits.</a> Arthritis. Rheum. 60, 2372-2380 (2009).</li>
<li>Sive, H. L., Grainger, R. M., Harland, R. M. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aSive%2C+HL+%22Early+Development+of+Xenopus+laevis%3A+A+Laboratory+Manual%22">Early Development of Xenopus laevis: A Laboratory Manual</a>. , Cold Spring Harbour Laboratories Press. (2000).</li>
<li>Wheeler, G. N., Brandli, A. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Simple+vertebrate+models+for+chemical+genetics+and+drug+discovery+screens%3A+lessons+from+zebrafish+and+Xenopus%5BTitle%5D)+AND+%22Dev.+Dyn%22%5BJournal%5D)">Simple vertebrate models for chemical genetics and drug discovery screens: lessons from zebrafish and Xenopus.</a> Dev. Dyn. 238, 1287-1308 (2009).</li>
<li>Turner, D. L., Weintraub, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Expression+of+achaete-scute+homolog+3+in+Xenopus+embryos+converts+ectodermal+cells+to+a+neural+fate%5BTitle%5D)+AND+%22Genes.+Dev%22%5BJournal%5D)">Expression of achaete-scute homolog 3 in Xenopus embryos converts ectodermal cells to a neural fate.</a> Genes. Dev. 8, 1434-1447 (1994).</li>
</ol>

Les auteurs n&#39;ont aucun conflit d&#39;intérêts.

Dans cette vidéo, nous avons démontré la faisabilité de la livraison de gènes médiée par électroporation dans le mésenchyme du visage de têtards de Xenopus. En utilisant cette approche, nous pouvons contourner les premiers effets du développement de la manipulation de la fonction des gènes qui nous permet de cibler des tissus spécifiques à des points plus tard. Nos études montrent que les populations hétérogènes de cellules mésenchymateuses craniofaciales peuvent être touchés, ce qui nous permet d&#39;examiner la lignée de cellules par électroporation des cellules ainsi que des exigences autonomes pour des protéines d&#39;intérêt. Combiné avec l&#39;imagerie en direct, nous pouvons utiliser cette approche pour étudier la fonction des gènes, au fil du temps, au cours du développement cranio-facial. Cette nouvelle méthode met en évidence la traçabilité de Xenopus pour l&#39;étude de l&#39;organogenèse. Nous prévoyons que cette méthode peut être largement adapté à l&#39;étude la morphogenèse et la différenciation des tissus d&#39;autres aussi.

A correction was made to <a href="http://http://www.jove.com/video/3381">Electroporation of Craniofacial Mesenchyme</a>. There was an incorrect unit used for the voltage.

Erratum: Electroporation of Craniofacial Mesenchyme

electroporation de mesenchyme craniofaciale

Electroporation of Craniofacial Mesenchyme

L&#39;électroporation est une méthode efficace de délivrer de l&#39;ADN et d&#39;autres macromolécules chargées dans les tissus à des moments précis et dans des endroits précis. Par exemple, l&#39;électroporation a été utilisée avec succès pour étudier le développement neural et rétiniennes chez Xenopus, le poulet et la souris 1-10. Toutefois, il est important de noter que dans toutes ces études, les enquêteurs ne visaient pas les tissus mous. Parce que nous sommes intéressés au développement cranio-faciales, nous avons adapté une méthode pour cibler mésenchyme facial. Lorsque nous avons cherché la littérature, nous avons trouvé, à notre grande surprise, très peu de rapports de transfert de gènes réussie dans le tissu cartilagineux. La majorité de ces études étaient des études de thérapie génique, comme la livraison de siRNA ou de protéines dans des lignées cellulaires chondrogénique, ou des modèles animaux d&#39;arthrite 11-13. Dans d&#39;autres systèmes, comme le poulet ou la souris, l&#39;électroporation de mésenchyme facial a été difficile (COMMUNICAT personnellesions, Département du développement cranio-facial, KCL). Nous avons supposé que l&#39;électroporation dans les tissus cartilagineux et procartilaginous chez Xenopus pourrait mieux fonctionner. Dans nos études, nous montrons que le transfert de gène dans les cartilages faciaux se produit de manière efficace à un stade précoce (28), lorsque l&#39;ébauche du visage est toujours composé de tissus mous avant de différenciation du cartilage. Xenopus est un système très accessible pour l&#39;analyse des vertébrés développement cranio-facial. Structures cranio-faciale sont plus facilement visibles chez Xenopus que dans n&#39;importe quel modèle d&#39;autres vertébrés, principalement parce que les embryons de xénope sont fécondés à l&#39;extérieur, permettant l&#39;analyse des premières étapes, et en facilitant l&#39;imagerie en direct à la résolution seule cellule, ainsi que la réutilisation des 14 mères. Parmi les modèles de développement des vertébrés à l&#39;extérieur, Xenopus est plus utile pour l&#39;analyse craniofaciale que le poisson-zèbre, comme les larves de Xenopus sont plus grandes et plus faciles à dissect, et la région en développement du visage est plus accessible à l&#39;imagerie de la région équivalente dans le poisson. En outre, les Xenopus sont évolutivement plus proche de l&#39;homme que le poisson-zèbre (environ 100 millions ans plus près) 15. Enfin, à ces stades, les têtards de Xenopus sont transparentes, et l&#39;expression simultanée des protéines fluorescentes ou des molécules permettant une visualisation facile des cartilages en développement. Nous prévoyons que cette approche nous permettra de tester rapidement et efficacement des molécules candidates dans un système modèle in vivo.

Cartilages craniofaciale développent en contact étroit avec d&#39;autres tissus et sont difficiles à manipuler des animaux vivants. Nous utilisons l&#39;électroporation pour offrir des outils moléculaires lors de la croissance du squelette cranio-facial tout en contournant les premiers effets embryonnaire. Cette approche nous permettra de tester efficacement des molécules candidates<em&gt; In vivo.</em

Electroporation de Mesenchyme craniofaciale

L'électroporation est une méthode efficace pour l'administration d'ADN et d'autres macromolécules chargées dans des tissus à des moments et en des lieux précis.

L'objectif général de cette procédure est d'électroporer des macromolécules chargées dans le mésenchyme crâniofacial. Cette étape est réalisée en positionnant d'abord un embryon anesthésié au stade 28 dans la chambre d'électroporation. L'étape suivante consiste à micro-injecter la solution contenant les macromolécules chargées dans le mésenchyme crâniofacial.Cela est rapidement suivi par l'application d'un courant électrique, introduisant ainsi les nucléotides chargés dans les cellules. La dernière étape de la procédure consiste à visualiser le tissu électroporé par microscopie de fluorescence. En fin de compte, des résultats peuvent être obtenus, montrant des modifications des tissus crâniens et faciaux.Ces résultats peuvent être analysés in vivo ou sur tissu fixé à l’aide de la fluorescence, de la microscopie ou de l’immunohistochimie. Le principal avantage de l’électroporation par rapport aux méthodes existantes telles que la microinjection et la mutagenèse réside dans le contrôle spatial et temporel de nos outils moléculaires. La personne qui démontrera notre protocole aujourd’hui sera Jackie Tabler, postdoctorante dans mon laboratoire. La paire d’électrodes en forme de L nécessaire pour cette procédure est fabriquée à partir de fil de tungstène de haute pureté de 0,4 millimètre ; chaque électrode nécessite d’abord de couper huit centimètres de fil.Ensuite, à l’aide d’une pâte adhésive comme la Blue Tack, fixer une seringue d’un millilitre au milieu du fil de tungstène, en laissant quatre centimètres de fil exposé à partir de l’extrémité de la seringue. Courber l’extrémité en forme de L à un centimètre de l’extrémité. Tailler l’extrémité de manière à ce que celle-ci mesure 0,5 centimètre de longueur.Cette extrémité constitue le terminus de l'électrode ; faites courir le surplus de fil de tungstène parallèlement à la seringue. Il servira à relier le générateur d'impulsions de l'électrode une fois la deuxième électrode réalisée. Fixez la paire d'électrodes l'une à l'autre à l'aide de ruban adhésif, de manière à ce que les terminaux des électrodes soient parallèles et espacés d'un centimètre.Enfin, fixez les électrodes à un générateur d'impulsions en forme d'onde carrée à l'aide de câbles DC. Pour préparer la chambre d'électroporation sur mesure, recouvrez le fond d'une boîte de 90 millimètres d'une couche d'environ cinq millimètres d'argile à modeler non toxique. Remplissez la boîte avec le milieu d'électroporation en immergeant complètement l'argile à modeler.Ensuite, utilisez une pince de bijoutier numéro cinq pour sculpter une cavité en forme de T dans la scène en plâtre afin de former la chambre d'électroporation. La cavité doit avoir un côté long d'environ deux millimètres sur deux millimètres sur 10 millimètres, et un côté court de deux millimètres sur deux millimètres sur cinq millimètres. Les micropipettes utilisées pour cette procédure sont fabriquées à partir de capillaires en verre de silicate.Utilisez un tireur d'aiguille pour préparer des micropipettes avec une conicité de huit à douze millimètres de longueur et une extrémité fine, puis broyez l'extrémité à environ deux millimètres du bout à l'aide de pinces, créant ainsi une cassure irrégulière afin de préparer la micropipette. Remplissez-la d'abord avec environ un microlitre de solution d'injection, qui, dans cette démonstration, contient des oligonucléotides marqués par fluorescence. Ensuite, fixez la micropipette dans un micromanipulateur et inclinez-la à 50 degrés par rapport au plan de la table.Régler la pression d'injection à 20 psi et étalonner la micropipette pour injecter 30 litres par impulsion. En prévision de l'électroporation, anesthésier une larve de xénope au stade 28 en l'incubant pendant cinq minutes. Dans le milieu d'électroporation, constitué d'un milieu amphibien normal contenant 0,1 % de benzocaïne, transférer la têtard anesthésié dans la chambre d'électroporation.Rempli de milieu d'électroporation. La partie la plus délicate de la procédure consiste à insérer la micropipette dans la têtard. Ainsi, pour assurer le succès, vous devez fixer l'embryon très fermement, puis appliquer rapidement le courant après l'injection microscopique.Positionner l'embryon dans la longue cavité de telle sorte que la tête repose dans le jonction en T. Avec son côté dorsal vers le bas et le côté ventral exposé, la tête doit être légèrement surélevée par rapport à la queue à l’aide de pinces ; fixer délicatement le têtard dans la cavité à l’aide du plâtre environnant. Il est important de bien fixer le têtard afin d'empêcher tout tressaillement pendant l'électroporation, ce qui pourrait entraîner des lésions graves des tissus faciaux.Pour commencer cette procédure, insérez la pointe de micropipette immédiatement en arrière de la glande cémentaire et dans le mésenchyme facial. Injectez 30 nanolitres de solution dans le mésenchyme, puis retirez la micropipette. Alignez rapidement les extrémités des électrodes parallèlement à la tête de l'embryon, puis appliquez huit impulsions carrées de 50 millisecondes à 20 millivolts.Ensuite, retirez les électrodes à l'aide de pinces. Libérez délicatement le têtard du puits. Puis utilisez une pipette pour transférer le têtard dans du nom trois-quarts contenant 0,025 milligrammes par millilitre.Les têtards traités à la gentamicine peuvent être incubés dans ce milieu pendant la nuit ou plus, après 24 heures. Analyser les têtards par microscopie fluorescente afin de détecter une électroporation efficace. L'utilisation de molécules fluorescentes permet un criblage aisé des embryons électroporés.Cette figure montre un lot typique de têtards ayant reçu des oligonucléotides morpholinos par électroporation, observés environ 12, 48 et 96 heures après l'électroporation, respectivement aux stades 30, 34 et 44. Les oligonucléotides morpholinos fluorescents peuvent être visualisés au niveau du mésenchyme facial crânien aux stades 30 et 34.À l'étape 44, la fluorescence peut être détectée dans les cartilages, indiqués par les têtes de flèches blanches. La région fortement autofluorescente est l'intestin. Suite à cette procédure, nous pouvons suivre la lignée des cellules électro ainsi que les exigences moléculaires pour les protéines d'intérêt.Cette approche peut être combinée à des techniques d'imagerie en temps réel pour étudier la fonction des gènes au fil du temps pendant le développement craniofacial.

electroporation-of-craniofacial-mesenchyme

Research

Recherche

JoVE Journal

Biology

Biologie

Une seule cellule d'électroporation (SCE) est une technique spécialisée qui permet la livraison d'ADN ou d'autres macromolécules dans les cellules individuelles au sein des tissus intacts, y compris dans les préparations in vivo. Ici, nous détaillons la procédure de SCE d'un colorant fluorescent ou de l'ADN plasmidique dans les neurones dans le cerveau intact du têtard de Xenopus laevis.

L&#39;électroporation cellule unique in vivo dans le cerveau intact développement

Cette procédure décrit une méthode pour l'isolement et la culture de l'organe de Corti murin avec ou sans le limbe en spirale et les neurones du ganglion spiral. Nous démontrons également une méthode pour l'expression d'un gène rapporteur exogènes dans l'organe de Corti explant par électroporation.

Culture primaire et l&#39;électroporation plasmidique de l&#39;Organe de Corti murin.

Électroporation in utero permet la livraison rapide dans un gène spatialement et temporellement contrôlée manière le développement du système nerveux central (SNC). Nous décrivons ici un très adaptables dans le protocole d'électroporation in utero qui peut être utilisé pour livrer des constructions d'expression dans de multiples domaines du SNC embryonnaire, y compris le télencéphale, diencéphale et la rétine.

Livraison efficace de gènes dans les Territoires du SNC multiples à l&#39;aide In Utero L&#39;électroporation

Une méthode de transfert de gènes dans le cerveau de souris en développement est décrit en utilisant une méthode unique de chirurgie et la forme particulière des électrodes. Cette technique unique permet la transfection d'ADN plasmidique temporellement et spatialement, ce qui aidera de nombreux neuroscientifiques à étudier le développement du cerveau.

Souris dans Utero électroporation: contrôlé Transefection Gene spatio-temporelle

Pour procéder à une évaluation rapide de la fonction des gènes dans le développement du cortex cérébral, nous décrivons des procédés impliquant...

Méthodes pour l&#39;étude de la morphogenèse neuronale:<em&gt; Ex vivo</em&gt; Électroporation ARNi dans embryonnaire cortex cérébral murin

Comment les réseaux neuronaux sont établis dans le cerveau embryonnaire est une question fondamentale en neurobiologie développementale. Ici, nous avons combiné une technique d'électroporation avec des outils génétiques nouvelles, comme Cre / Lox-plasmides et le système de transposition ADN PiggyBac médiation dans le cerveau postérieur aviaire à étiqueter interneurones dorsale et suivre leurs projections axonales et des cibles synaptiques à différents stades de développement.

Électroporation de la Rhombencéphale tracer des trajectoires axonales et cibles synaptiques dans l&#39;embryon de poulet

La surface piale est une zone de progéniteur unique dans le système nerveux central qui reçoit une attention croissante. Ici, nous détaillons une méthode de manipulation génétique rapide de cette zone souches en utilisant une méthode d'électroporation modifié. Cette procédure peut être utilisée pour les enquêtes cellulaires et moléculaires de lignées cellulaires et les voies de signalisation impliquées dans la différenciation cellulaire et d'élucider le sort et les propriétés des cellules...

Néonatale Pial électroporation de surface

Nous présentons une méthode qui décrit l’isolement et la culture d’explants cochléaires à partir d’oreilles internes embryonnaires de souris.  Nous démontrons également une méthode de transfert de gènes dans des explants cochléaires par électroporation à ondes carrées. La culture d’explants in vitro couplée à la technique de transfert de gènes permet aux chercheurs d’étudier les effets de la modification de l’expression des gènes au cours du développement.

Culture de souris embryonnaires cochléaires explants et Gene Transfer par électroporation

L’électroporation double in utero permet de cibler les populations cellulaires qui sont séparées spatialement et temporellement. Cette technique est utile pour visualiser les interactions entre ces populations cellulaires à l’aide de protéines fluorescentes dans des conditions normales, mais aussi après des expériences fonctionnelles pour perturber les gènes d’intérêt.

Double électroporation in utero pour cibler les populations cellulaires séparées temporellement et spatialement

Ici, nous présentons un protocole qui combine l’électroporation in vivo et la dénervation du muscle releveur crânien du long auris (LAL). Cette procédure permet d’étudier le rôle potentiel des protéines dérivées du muscle dans la régénération de la synapse neuromusculaire.

Combinaison d’électroporation in vivo et de réinnervation à court terme du muscle squelettique du muscle squelettique du muscle squelettique du releveur crânien de l’auris long

Ici, nous présentons la manipulation génétique aiguë d’organoïdes corticaux humains tranchés par électroporation. Ces modèles d’organoïdes corticaux sont particulièrement susceptibles d’être injectés car les structures semblables aux ventricules peuvent être facilement identifiées après le tranchage, ce qui permet l’étude fonctionnelle du développement cortical humain, des troubles neurodéveloppementaux et de l’évolution corticale.

Électroporation d’organoïdes corticaux humains tranchés pour l’étude de la fonction des gènes

Apprenez l'électroporation du mésenchyme craniofacial chez Xenopus laevis pour étudier le développement embryonnaire. Cette technique permet d'introduire des macromolécules chargées avec contrôle spatial et temporel.

Electroporation de Mesenchyme craniofaciale

Explorer plus de vidéos