Name: La radiothérapie combinée à un modèle de tumeur de cerveau de souris orthotopique (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2012-03-06T12:00:00.000+00:00
Duration: 8 min 2 s
Description: Découvrez l'implantation de cellules de glioblastome dans le cerveau de souris pour étudier les traitements par chimiothérapie et radiothérapie. Ce modèle orthotopique permet d'évaluer l'efficacité des nouvelles thérapies anticancéreuses in vivo.

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Cette recherche est soutenue par un financement du programme intra-muros des NIH.

Préparation des cellules I. <ol><li> Les cellules sont cultivées jusqu'à confluence dans du DMEM avec 10% FBS environ un 80% de confluence 225 cm 3 ballon pendant toutes les 5 souris pour être implantés. </li><li> Aspirer les médias hors des cellules, laver avec 10 ml de PBS sans calcium ni magnésium. Aspirer PBS cellules off. </li><li> Trypsiniser cellules avec 3 ml de trypsine, attendez 10-15 minutes, et de neutraliser la trypsine avec 15 ml de milieu. </li><li> Pipeter toutes les cellules et les médias dans une forme conique de 50 ml. Deux grands flacons entrer dans une forme conique de 50 ml. </li><li> Spin cellules à 1600 rpm pendant 7 min à 4 ° C. Aspirer complètement le surnageant. Remettre en suspension les cellules dans 10 ml de PBS froid, et rincez délicatement les cellules par aspiration et refoulement. Assurez-vous que le culot cellulaire est mélangé uniformément avec le PBS. La suspension doit être couvert. </li><li> A cette époque une numération cellulaire est effectuée à l'aide d'un compteur Coulter. Les cellules sont centrifugées à nouveau à 1600 rpm pendant 7 min à 4 ° C. </li><li> Après la centrifugation 2 ème des cellules, en tantpirate tout PBS et remettre en suspension dans 1 ml de PBS. </li><li> Les cellules sont filées dans la 1ml de PBS à 3000 rpm pendant 10 min à 4 ° C. Le PBS est aspiré, et le PBS est ajouté pour ajuster la concentration finale à 1x10 6 pour 5 microlitres U87 cellules, d'autres lignées cellulaires peuvent nécessiter un nombre différent de cellules et la concentration de la croissance tumorale optimale. </li><li> Après le volume final et la concentration est obtenue, les cellules sont conservés dans la glace dans un tube Eppendorf. </li></ol> II. Xénogreffes <ol class="ualpha"><li> Préparation de la souris <ol><li> Les souris sont anesthésiées en utilisant un mélange d'injection de kétamine / xylazine / Saline. Le mélange est de 120 mg / kg de kétamine, 16 mg / kg de Rompun et Saline. Les souris sont pesées individuellement et donné 0,1 ml par 10 g en fonction de leur poids. L'anesthésie est donnée avec une aiguille 26G attaché à 1 ml seringue IP. Il faudra environ 15 minutes pour les souris à atteindre une phase de sommeil sans réponse à la douleur. Vous pouvez vérifier la réponse à la douleur de l'souris en pinçant leur coussinet plantaire. </li><li> Après la souris est entièrement anesthésié, pommade ophtalmique est administré à leurs yeux pour les empêcher de se dessécher. </li><li> La souris est placée sur le lit de la stéréotaxique avec les dents supérieures de l'encoche sur la barre bouche. Le lit est ensuite placé dans l'stéréotaxique. </li><li> Le garde nez est placé sur le nez de la souris pour empêcher un mouvement de la tête, et les barres d'oreilles sont doucement placer dans les conduits auditifs de la souris. Soyez prudent de ne pas faire de placement, soit de la barre de nez ou barres d'oreilles trop serrés, que le crâne peut se fissurer et / ou empêcher la souris de la respiration. </li><li> Assurez-vous que la tête de la souris est de niveau en utilisant les graduations sur le stéréotaxique est utile au cours de ce processus. </li><li> Pour de préparation de l'iode de la souris, l'alcool et providine est appliqué généreusement sur la tête de la souris en alternance, pour un total de 3 demandes, les demandes d'alcool et 3 de l'iode. Une application finale d'un tampon imbibé d'alcool à 70% est appliqué àla tête. </li></ol></li><li> La procédure chirurgicale <ol><li> Tous les instruments de la procédure doivent être stérilisés soit par autoclavage ou tremper les instruments dans l'éthanol à 70% avant de commencer la procédure. </li><li> Une incision est faite sur le dessus du crâne derrière l'œil droit en diagonale sur la partie postérieure gauche du crâne. L'incision doit être d'environ 10 mm à 15 mm de long. </li><li> L'utilisation d'un Q-tip, lentement séparer l'incision pour exposer le crâne et essuyer la membrane qui est entre le crâne et la peau. Utilisez un coton-tige pour effacer toute trace de sang et de regarder pour un saignement excessif. </li><li> Exposer le sommet du crâne pour visualiser le bregma. En utilisant le point de seringue Hamilton, positionnez-la sur le bregma. La position correcte du trou à percer dans le crâne est de 2 mm à droite et 1 mm antérieure de bregma (figure 2). Mèche feutre de chirurgien marqueur, qui est achetée stérile, est utilisé pour marquer l'emplacement du trou à percer. S'il vous plaît noter que le trou est situé à proximité de l'uneligne de suture Intérieur. </li><li> Ensuite, percez un petit trou dans le crâne à la position marquée en utilisant la pointe d'une aiguille 22G dans un vase broches ou alimenté par une aiguille 18G. </li><li> Chargez le 10 ul de verre Hamilton seringue avec 5 pi de cellules. La seringue Hamilton est de 10 pi avec un bout arrondi pour 30G 33G aiguille fixe qui s'y rattachent. Assurez-vous de mélanger les cellules avant de les charger, soit en les pipette ou en utilisant une seringue de 1 ml avec une aiguille 25G attaché. Après la seringue Hamilton est chargé, le replacer dans le bras pour l'aligner avec le trou dans le crâne. </li><li> Abaisser l'extrémité de l'aiguille carie à la surface du crâne, une fois l'aiguille est à niveau avec le crâne; abaisser l'aiguille jusqu'à ce qu'il soit à la profondeur de 3 mm au-dessous de la surface du crâne. </li><li> Après l'aiguille est abaissée, elle doit y rester pendant 2 minutes pour éviter tout traumatisme majeur de l'aiguille qui touche le cerveau. L'implantation des cellules est à un taux de 1 pl par minute pour un total de 6-8 minutes, faire attention à toute backflow. Après la dernière des cellules ont été implantées, laisser l'aiguille en place pendant encore 2 minutes, pour permettre à toutes les cellules de régler po </li><li> Retirez l'aiguille du cerveau, et nettoyer le trou avec un Q-tip. Procéder au nettoyage de l'aiguille et une seringue à 50% Actone, EtOH 100%, et le PBS, 3x dans chaque solution et dans cet ordre. </li><li> La peau sur le crâne est prêt à être suturée à ce point. Utilisation de 5-0 PBS refermer l'incision avec environ 3 points de suture. </li><li> Laissez la souris de se réveiller sur un coussin chauffant, et réappliquer la pommade oculaire en cas de besoin. La souris peut être retourné à la cage après montre le mouvement de sa propre initiative (c.-à-levage jusqu'à la tête ou déplacer les épaules). </li></ol></li></ol> III. Traitement de l'implant IC par rayonnement et des drogues <ol class="ualpha"><li> La radiothérapie <ol><li> Selon la lignée cellulaire, le traitement des souris peut avoir lieu 5 à 7 jours post-implantation. Notre département utilise une unité de radiothérapie pour traiter orthovoltage rayonnementment. </li><li> D'imagerie comme BLI (imagerie par bioluminescence), l'IRM ou la TDM peuvent être utilisés pour visualiser la tumeur avant la randomisation (figure 3A). </li><li> Les souris sont anesthésiées avec le cocktail kétamine / xylazine / solution saline comme avant, et une pommade ophtalmique est appliqué à leurs yeux. </li><li> Les souris sont placées dans un gabarit de rayonnement fait sur mesure qui est configuré comme une roue à tarte, dans laquelle les chefs des souris pointer vers le centre. Les corps des souris sont protégées contre le rayonnement par le plomb. </li><li> Le traitement médicamenteux ne peut être donnée soit avant, soit un rayonnement à travers les itinéraires de livraison différents, à savoir la SQ, IP et IV. </li></ol></li></ol> IV. Résultats La souris doit se réveiller de la procédure au sein de 45-60 minutes après l'injection d'anesthésie. Si la souris a difficilement se réveiller après la procédure et le temps a dépassé 1 ½ h après l'intervention, la souris peut ne pas récupérer et l'euthanasie peut être une alternative efficace. Si eoici un saignement excessif ou le crâne devient fissurée à n'importe quel moment au cours de la procédure de l'euthanasie est conseillé. Si tout va bien et en fonction de la lignée cellulaire, une tumeur doit commencer à se former dans les 2-4 semaines après l'intervention a lieu. Lors de l'utilisation des modèles de xénogreffes intracrâniennes, l'efficacité thérapeutique est habituellement mesurée par la survie post-implantation 5. Toutefois, puisqu'il s'agit d'un des signes et symptômes de modèle IC aura lieu avant le décès. Certains des signes physiques de la souris peuvent présenter sont une posture voûtée, la perte de poids corporel, et l'inactivité. Certains des signes neurologiques peuvent être saisies, tête inclinée, et la perte d'équilibre. La figure 3B montre une tache de SE d'une tumeur sur la mortalité. Une courbe de Kaplan-Meier est utilisé pour évaluer les données (figure 4). Le nombre de jours de survie à 50% sont calculés et comparés à la commande. Si le groupe combinaison vécu plus longtemps que l'addition du rayonnement individuel et les bras de médicaments, la combinaison est était réussie. <img alt='"Figure' src="/files/ftp_upload/3397/3397fig1.jpg" files> Figure 1. L'équipement Stoelting stéréotaxique. <img alt="Figure 2" src="/files/ftp_upload/3397/3397fig2.jpg"> Figure 2. Un diagramme de l'emplacement du trou de forage dans le crâne de la souris. <img alt="Figure 3A" src="/files/ftp_upload/3397/3397fig3A.jpg"> La figure 3A. BLI imagerie après l'implantation GBM. <img alt="Figure 3B" src="/files/ftp_upload/3397/3397fig3B.jpg"> La figure 3B. H et E de la tumeur GBM à la mortalité. <img alt="Figure 4" src="/files/ftp_upload/3397/3397fig4.jpg"> Figure 4. Résultats des implants IC U87 injectés avec l'inhibiteur PARP 7 après la chirurgie jours.

<ol><li>Bleau, A. M., Holland, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Trapping+the+mouse+genome+to+hunt+human+alternations%5BTitle%5D)+AND+%22Proc.+Nat.+Acad.+Sci.+U.S.A%22%5BJournal%5D)">Trapping the mouse genome to hunt human alternations.</a> Proc. Nat. Acad. Sci. U.S.A. 104, 7737-7738 (2007).</li>
<li>McGrady, B. J., McCormick, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+murine+model+of+intracranial+invasion%3A+morphological+observations+on+central+nervous+system+invasion+by+melanoma+cells%5BTitle%5D)+AND+%22Clin.+Exp.+Metastasis%22%5BJournal%5D)">A murine model of intracranial invasion: morphological observations on central nervous system invasion by melanoma cells.</a> Clin. Exp. Metastasis. 10, 387-393 (1992).</li>
<li>Fei, X., Zhang, Q., Dong, J., Diao, y, Wang, Z., Li, R., Wu, Z., Wang, A., Lan, Q., Zhang, S., Huang, Q. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Development+of+clinically+relevant+orthotopic+xenograft+mouse+model+of+metastatic+lung+cancer+and+glioblastoma+through+surgical+tumor+tissues+injection+with+trocar%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Experimental+%26+Clinical+Cancer+Research%22%5BJournal%5D)">Development of clinically relevant orthotopic xenograft mouse model of metastatic lung cancer and glioblastoma through surgical tumor tissues injection with trocar.</a> Journal of Experimental & Clinical Cancer Research. 29, 84-84 (2010).</li>
<li>Fujita, M., Zhu, X., Sasaki, K., Ueda, R., Low, K., Pollack, I., Okada, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Inhibition+of+STAT3+Promotes+the+Efficacy+of+Adoptive+Transfer+Therapy+Using+Type-1+CTLs+by+Modulation+of+the+Immunological+Microenvironment+in+a+Murine+Intracranial+Glioma%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Immunol%22%5BJournal%5D)">Inhibition of STAT3 Promotes the Efficacy of Adoptive Transfer Therapy Using Type-1 CTLs by Modulation of the Immunological Microenvironment in a Murine Intracranial Glioma.</a> J. Immunol. 180, 2089-2098 (2008).</li>
<li>Candolfi, M., Curtin, J. F., Nichols, W. S., Muhammad, A. K. M. . G., King, G., Pluhar, G. D., McNiel, G. E., Ohlfest, E. A., Freese, J. R., Moore, P. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Intracranial+glioblastoma+models+in+preclinical+neuro-oncology%3A+neuropathlogical+characterization+and+tumor+progression%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Neurooncol%22%5BJournal%5D)">Intracranial glioblastoma models in preclinical neuro-oncology: neuropathlogical characterization and tumor progression.</a> J. Neurooncol. 85, 133-148 (2007).</li>
<li>Kaye, A., Morstyn, G., Gardner, I., Pyke, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Development+of+a+xenograft+glioma+model+in+mouse+brain%5BTitle%5D)+AND+%22Cancer+Research%22%5BJournal%5D)">Development of a xenograft glioma model in mouse brain.</a> Cancer Research. 46, 1367-1373 (1986).</li>
<li>Zhao, Y., Xiao, A., diPierro, C., Carpenter, J., Abdel-Fattah, R., Redpath, G., Lopez, M., Hussaini, I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((An+Extensive+Invasive+Intracranial+Human+Glioblastoma+Xenograft+Model%5BTitle%5D)+AND+%22American+Journal+of+Pathology%22%5BJournal%5D)">An Extensive Invasive Intracranial Human Glioblastoma Xenograft Model.</a> American Journal of Pathology. 176, 3032-3049 (2010).</li>
<li>Learn, C., Grossi, P., Schmittling, R., Xie, W., Mitchell, D., Karikari, I., Wei, Z., Dressman, H., Sampson, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Genetic+Analysis+of+Intracranial+Tumors+in+a+Murine+Model+of+Glioma+Demonstrate+a+Shift+in+Gene+Expression+in+Response+to+Host+Immunity%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Neuroimmunol%22%5BJournal%5D)">Genetic Analysis of Intracranial Tumors in a Murine Model of Glioma Demonstrate a Shift in Gene Expression in Response to Host Immunity.</a> J. Neuroimmunol. 182, 63-72 (2007).</li>
<li>Martens, T., Laabs, Y., Günther, H., Kemming, D., Zhu, Z., Witte, L., Hagel, C., Westphal, M., Lamszus, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Inhibition+of+Glioblastoma+Growth+in+a+Highly+Invasive+Nude+Mouse+Model+Can+Be+Achieved+by+Targeting+Epidermal+Growth+Factor+Receptor+but+not+Vascular+Endothelial+Growth+Factor+Receptor-2%5BTitle%5D)+AND+%22Clin.+Cancer+Res%22%5BJournal%5D)">Inhibition of Glioblastoma Growth in a Highly Invasive Nude Mouse Model Can Be Achieved by Targeting Epidermal Growth Factor Receptor but not Vascular Endothelial Growth Factor Receptor-2.</a> Clin. Cancer Res. 14, 5447-5458 (2008).</li>
<li>Purow, B., Schiff, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Advances+in+the+genetics+of+glioblastoma%3A+are+we+reaching+critical+mass%5BTitle%5D)+AND+%22Nat.+Rev.+Neurol%22%5BJournal%5D)">Advances in the genetics of glioblastoma: are we reaching critical mass.</a> Nat. Rev. Neurol. 5, 419-426 (2009).</li>
</ol>

Nous n&#39;avons rien à communiquer.

Les gliomes malins, tels que le glioblastome multiforme, représentent les tumeurs les plus fréquentes du cerveau primaire et ont un pronostic sombre 4. La survie des patients touchés par GBM est resté pratiquement inchangé au cours de la dernière décennie (c.-à-9-12 mois après le diagnostic), malgré les progrès de la chirurgie, la radiothérapie et la chimiothérapie 5. Les caractéristiques d&#39;un modèle approprié pour l&#39;étude du traitement gliome devrait inclure une localisation de la tumeur r...

<table border="1"><tbody><tr><td> Lab standard stéréotaxique Instrutment </td><td> Stoelting souris et l&#39;adaptateur Rat </td></tr><tr><td> Betadine </td><td> EtOH à 100% </td></tr><tr><td> 70% EtOH </td><td> Acétone 50% </td></tr><tr><td> 6 &quot;Q-tips </td><td> Tampons imbibés d&#39;alcool </td></tr><tr><td> Hamilton seringue 80008 </td><td> Ethicon 5-0 PD </td></tr><tr><td> 1701 SN 31-33G / 1 &quot;/ PT3 aiguille </td><td> Des seringues de 1 ml </td></tr><tr><td> Aiguilles 25G </td><td> Coussin chauffant </td></tr><tr><td> Pommade artificielle larmes </td><td> Très belle pointe de marqueur permanent </td></tr></tbody></table>

la radiothérapie combinée à un modèle de tumeur de cerveau de souris orthotopique

Combination Radiotherapy in an Orthotopic Mouse Brain Tumor Model

Le glioblastome multiforme (GBM) sont les plus communs et agressifs adultes tumeurs cérébrales primaires 1. Ces dernières années il ya eu des progrès substantiels dans la compréhension des mécanismes de l&#39;invasion tumorale, et l&#39;inoculation intracérébrale directe de la tumeur fournit l&#39;occasion d&#39;observer le processus invasif dans un environnement physiologique appropriée 2. En ce qui concerne les tumeurs cérébrales de l&#39;homme sont concernés, les modèles actuellement disponibles orthotopiques sont établies soit par injection stéréotaxique de suspensions cellulaires ou d&#39;implantation d&#39;un morceau de la tumeur par le biais d&#39;une procédure compliquée craniotomie 3. Dans notre technique, nous prélever des cellules de culture de tissus pour créer une suspension de cellules utilisée pour implanter directement dans le cerveau. La durée de la chirurgie est d&#39;environ 30 minutes, et que la souris doit être dans un plan constant chirurgicale, un anesthésique injectable est utilisé. La souris est placée dans un gabarit stéréotaxique par Stoetling (figure 1). À l&#39;arrièreer la zone chirurgicale est nettoyé et préparé, une incision est faite, et la bregma est situé pour déterminer l&#39;emplacement de la craniotomie. L&#39;emplacement de la craniotomie est de 2 mm vers la droite et 1 mm rostrale au bregma. La profondeur est de 3 mm de la surface du crâne, et les cellules sont injectés à un débit de 2 pi toutes les 2 minutes. La peau est suturée avec 5-0 PDS, et la souris est autorisée à se réveiller sur un coussin chauffant. D&#39;après notre expérience, en fonction de la lignée cellulaire, le traitement peut avoir lieu à partir de 7-10 jours après la chirurgie. De délivrance de médicament est dépendante de la composition de médicament. Pour des traitements de radiothérapie les souris sont anesthésiées, et mis dans un gabarit fait sur mesure. Le plomb couvre le corps de la souris et expose que le cerveau de la souris. L&#39;étude de la tumorigenèse et l&#39;évaluation de nouvelles thérapies pour GBM besoin précis et reproductibles modèles de tumeur de cerveau des animaux. Ainsi, nous utilisons ce modèle orthotopique du cerveau pour étudier l&#39;interaction du microenvironnement du cerveau et de la tumeur, afin de tester l&#39;EFFICACITÉcessus de différents agents thérapeutiques avec et sans rayonnement.

Le but de cet article est de décrire l&#39;utilisation d&#39;un modèle de glioblastome orthotopique pour les études de chimioradiothérapie. Cet article va passer si le traitement des cellules, l&#39;implantation, et de la radiothérapie de la souris en utilisant un modèle intracrânienne.

La radiothérapie combinée à un modèle de tumeur de cerveau de souris orthotopique

Le glioblastome multiforme (GBM) représente la tumeur cérébrale primaire de l'adulte la plus fréquente et la plus agressive1. Ces dernières années, des progrès substantiels ont été réalisés dans le...

L'objectif général de cette procédure est de décrire, visualiser et traiter des cellules de glioblastome implantées de manière intracrânienne dans le cerveau d'une souris. Cela est réalisé en préparant d'abord les cellules, puis en les implantant dans le cerveau d'une souris. Après l'intervention chirurgicale, une tumeur se développe dans le cerveau et peut être soumise à divers traitements expérimentaux.En fin de compte, une courbe de survie peut indiquer si le traitement a été efficace ou non. Les implications de cette technique s'étendent à la thérapie du glioblastome, car elle pourrait constituer un moyen plus efficace d'évaluer de nouveaux traitements, tels que les médicaments ou la radiothérapie, par rapport aux cultures tissulaires. Commencez par cultiver les cellules d'intérêt, comme les cellules U 87, jusqu'à une confluence de 80 %. Dans du DMEM contenant 10 % de FBS, un flacon de 225 centimètres cubes fournira suffisamment de cellules pour implanter cinq souris ; aspirez le milieu des cellules, puis rincez brièvement les cellules avec 10 millilitres de PBS sans calcium ni magnésium, en agitant manuellement.Après avoir aspiré la solution de lavage, laisser la trypsine agir sur les cellules pendant 10 à 15 minutes, puis neutraliser la trypsine avec 15 millilitres de milieu. Transférer ensuite toutes les cellules et le milieu dans un tube conique de 50 millilitres. Deux flacons de cellules peuvent tenir dans un seul tube.Faire centrifuger les cellules à 1600 tr/min pendant sept minutes et éliminer complètement le surnageant par aspiration. Resuspendre le culot dans 10 millilitres de PBS froid, et rincer les cellules en les pipetant doucement plusieurs fois vers le haut et vers le bas dans la solution jusqu'à l'obtention d'une suspension uniforme et trouble. Après avoir mesuré la concentration cellulaire à l'aide d'un compteur de culture, répéter le lavage au PBS pour une croissance tumorale optimale.Ajustez la concentration finale des cellules U 87 à 200 000 cellules par microlitre. D'autres lignées cellulaires peuvent nécessiter une concentration différente pour une croissance tumorale optimale. Une fois les cellules préparées pour l'injection, conservez-les sur glace et passez à la préparation de l'animal.Commencez par préparer les souris en administrant un anesthésique aux souris hôtes. Après environ 15 minutes, vérifiez que les souris sont insensibles à la douleur en pinçant un orteil. Une fois anesthésiées, appliquez un onguent sur les yeux pour éviter qu'ils ne s'assèchent.Ensuite, placer la souris sur le plateau du cadre stéréotaxique. Accrocher les dents dans l'encoche de la barre buccale. Puis positionner le plateau dans le cadre.Maintenant, pour stabiliser la tête, placez un garde-nez sur la souris, puis insérez délicatement les tiges auriculaires dans les conduits auditifs. N'ajustez pas trop fortement l'une ou l'autre de ces tiges, car cela pourrait fracturer le crâne ou entraîner une asphyxie de la souris. À ce stade, vérifiez que la tête est bien horizontale.La préparation finale consiste à passer alternativement de l'alcool et de l'iode sur la tête trois fois chacun, puis à terminer par une quatrième application d'alcool. Commencez la chirurgie d'implantation par une incision partant derrière l'œil droit et allant en diagonale vers la partie postérieure gauche du crâne. L'incision doit mesurer environ 10 à 15 millimètres de long. Utilisez un applicateur en coton pour séparer lentement l'incision, exposant ainsi le crâne, essuyez la membrane située entre le crâne et la peau, et absorbez tout sang ou saignement excessif. Visualisez maintenant le bgma et positionnez une seringue en verre Hamilton de 10 microlitres au-dessus à l’aide d’un marqueur à pointe feutre. Placez une marque à deux millimètres à droite et un millimètre en avant du bgma, près de la suture antérieure.Retirez maintenant la seringue et percez un petit trou dans le crâne à la position marquée. La mèche de perçage a la taille d'une aiguille de calibre 22. Laissez la mèche effectuer le perçage du crâne.Aucune pression supplémentaire n'est nécessaire. À l'aide d'une seringue munie d'une aiguille de 30 à 33 gauge, charger la seringue avec cinq microlitres de cellules bien mélangées, puis la réattacher au cadre. Aligner l'aiguille avec le trou dans le crâne et l'abaisser jusqu'à la surface du crâne à partir de la surface du crâne.Abaissez l'aiguille de trois millimètres et attendez deux minutes. Cette pause réduit le risque de traumatisme. Appuyez lentement sur le piston pour implanter les cellules à un débit d'environ un microlitre par minute.Évitez soigneusement tout reflux après l'implantation de la dernière cellule. Laissez l'aiguille en place pendant deux minutes supplémentaires afin de permettre à toutes les cellules de se déposer. Après ce temps, retirez délicatement l'aiguille du cerveau et nettoyez soigneusement le trou avec un applicateur en coton.Utilisez maintenant un fil de suture PBS 5/0 pour fermer l'incision avec environ trois points. Placez la souris sur un coussin chauffant et, si nécessaire, réappliquez de la pommade ophtalmique.Dès que la souris lève la tête ou bouge ses épaules, remettez-la dans sa cage d'origine. À partir du moment de l'injection d'anesthésie, cette procédure dure entre 30 et 60 minutes. Si la souris n'a pas bougé après 90 minutes, elle risque de ne pas se réveiller et l'euthanasie pourrait constituer une alternative appropriée.En outre, s'il y a un saignement excessif ou si le crâne se fêle à un moment quelconque de la procédure, l'euthanasie est recommandée. Selon la lignée cellulaire, le traitement par rayonnement des souris peut être effectué entre cinq et sept jours après l'implantation. Par exemple, une unité de radiothérapie orthovoltique peut être utilisée pour le traitement par rayonnement.Utilisez des techniques d'imagerie telles que l'IRM-B-L-I-M ou le scanner pour visualiser la tumeur avant de répartir au hasard les souris en groupes expérimentaux. Après l'implantation des cellules, des tumeurs se formaient généralement en deux à quatre semaines, selon la lignée cellulaire. À la mort de l'animal, une coloration a été effectuée sur les tissus cérébraux afin d'examiner la tumeur.Une évaluation importante de l'efficacité du traitement consiste à tracer une courbe de survie de Kaplan-Meier. Celle-ci compare la durée de vie moyenne après injection des animaux ayant reçu un traitement médicamenteux, un traitement par rayonnement ou une thérapie combinée. Depuis son développement, cette technique a ouvert la voie à la recherche en oncologie pour explorer les thérapies contre les tumeurs cérébrales chez la souris.

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Stéréotaxique transfert adoptif de cellules immunitaires cytotoxiques dans des modèles murins de xénogreffes de glioblastome Multiforme Orthotopic homme

Recherche sur les stratégies de traitement pour les tératomes de dérivés de cellules souches pluripotentes est importante pour la traduction clinique de la thérapie de cellules souches. Nous décrivons ici un protocole visant, en premier lieu, générer des cellules souches dérivées de tératomes chez la souris et, ensuite, à cible sélectivement et traiter ces tumeurs in vivo à l’aide d’un irradiateur de petits animaux.

Traitement ciblé et sélectif des tératomes de dérivé de cellules souches pluripotentes à l’aide de radiothérapie externe dans un modèle de petits animaux

La modélisation intracrânienne de métastase de cerveau est compliquée par une incapacité de surveiller la taille et la réponse de tumeur au traitement avec des méthodes précises et opportunes. La méthodologie présentée couple l’injection intracrânienne de tumeur avec l’analyse de formation image de résonance magnétique, qui une fois combinée, cultive des injections précises et cohérentes, la surveillance accrue d’animal, et les mesures précises de volume de tumeur.

Modélisation des métastases cérébrales par injection intracrânienne et imagerie par résonance magnétique

Nous présentons ici un protocole pour effectuer une radiothérapie préclinique basée sur la tomographie par émission de positons dans un modèle de glioblastome de rat à l’aide d’algorithmes développés en interne pour optimiser la précision et l’efficacité.

Radiothérapie par peinture de dose basée sur la tomographie par émission de positons dans un modèle de rat de glioblastome à l’aide de la plate-forme de recherche sur les rayonnements de petits animaux

Ici, nous décrivons un modèle murin orthotopique préclinique pour le GBM, établi par injection intracrânienne de cellules dérivées de tumeurs modèles de souris génétiquement modifiées. Ce modèle présente les caractéristiques de la maladie du GBM humain. Pour les études translationnelles, la tumeur cérébrale de souris est suivie par IRM in vivo et histopathologie.

Modèles orthotopiques translationnels de glioblastome multiforme

Le développement de modèles orthotopiques de tumeurs cérébrales pédiatriques nécessite une précision méticuleuse, en utilisant un dispositif stéréotaxique pour implanter les cellules cancéreuses avec précision. La méthodologie présentée ici décrit les étapes de la préparation des cellules tumorales cérébrales, de la réalisation d’injections intracrâniennes et de la mise en œuvre d’un système de surveillance postopératoire pour évaluer la greffe de tumeur cérébrale.

Etablissement de modèles de xénogreffes orthotopiques dérivées de patients pour des tumeurs cérébrales à l’aide d’un dispositif stéréotaxique

Découvrez l'implantation de cellules de glioblastome dans le cerveau de souris pour étudier les traitements par chimiothérapie et radiothérapie. Ce modèle orthotopique permet d'évaluer l'efficacité des nouvelles thérapies anticancéreuses in vivo.

La radiothérapie combinée à un modèle de tumeur de cerveau de souris orthotopique

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