Name: Implantation intracrânienne avec 3D ultérieures In Vivo Bioluminescent imagerie des gliomes murin (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2011-11-06T14:00:00.000+00:00
Duration: 9 min 46 s
Description: Découvrez l'implantation intracrânienne stéréotaxique de cellules GL261 chez la souris C57BL/6 pour modéliser les gliomes. Cette méthode combine l'imagerie bioluminescente in vivo et la reconstruction 3D pour suivre quantitativement la progression tumorale en temps réel.

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Nous tenons à remercier le Dr Joshua B. Rubin pour le don généreux de plasmides pour le système de lentivirus ainsi que Mahil Rao pour suggestion utile à la préparation des cellules GL261-Luc. Nous remercions les étudiants Soutien recherche sur les tumeurs cérébrales (SSBTR), Barrow Neurological La Fondation et la Fondation Wallace pour leur généreux soutien. Expériences sur les animaux ont été effectuées en conformité avec les directives et les règlements énoncés par le soin des animaux et du Comité institutionnel utilisation de l&#39;Hôpital St. Joseph et Medical Center.

<ol><li>Candolfi, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Intracranial+glioblastoma+models+in+preclinical+neuro-oncology%3A+neuropathological+characterization+and+tumor+progression%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurooncol%22%5BJournal%5D)">Intracranial glioblastoma models in preclinical neuro-oncology: neuropathological characterization and tumor progression.</a> J Neurooncol. 85, 133-148 (2007).</li>
<li>Stafford, P., Abdelwahab, M. G., do, K. im, Preul, Y., Rho, M. C., M, J., Scheck, A. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+ketogenic+diet+reverses+gene+expression+patterns+and+redudes+reactive+oxygen+species+levels+when+used+as+an+adjuvant+therapy+for+glioma%5BTitle%5D)+AND+%22Nutr+Metab%22%5BJournal%5D)">The ketogenic diet reverses gene expression patterns and redudes reactive oxygen species levels when used as an adjuvant therapy for glioma.</a> Nutr Metab. 7, (2010).</li>
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</ol>

Accès gratuit à cet article est sponsorisé par Caliper Life Sciences.

L&#39;inoculum cellulaire est perfusée à une profondeur de 2,6 mm de la surface du cerveau après la création d&#39;une poche de 0,4 mm. Pour assurer un placement correct et la profondeur de l&#39;aiguille d&#39;une radiographie peut être prise à l&#39;aide d&#39;un C-Arm ou autre dispositif de l&#39;image aux rayons X s&#39;intensifie, mais ceci est optionnel. Les complications de la chirurgie peuvent survenir si l&#39;animal n&#39;est pas correctement sous sédation, à quel point l&#39;animal peut se déplacer pendant la perfusion de cellules. Cela peut provoquer une fuite de mélange de cellules ou des saignements de trajet de l&#39;aiguille. Fuite des cellules provoque une croissance ectopique de cellules tumorales. Il est également important de ne pas percer le ventricule qui peut être fait si le burrhole est fait en dedans de la 2,3 mm décrite dans le protocole 4. Placement correct de la propagation de seringues et de cellules a été testé en infusant une souris avec deux colorants méthylène ul bleu et la dissection du tissu cérébral pour vérifier l&#39;emplacement du colorant infusé. Dans ce protocole, nous avons utilisé le spectre IVIS l&#39;imagerie in vivo du système et tIl Living logiciel Image (v 4.0) conçu pour une utilisation avec cet instrument. (Caliper Life Sciences). Toute comparables dans le système d&#39;imagerie in vivo et des outils d&#39;analyse d&#39;image peut être utilisée pour obtenir des résultats similaires. Ces systèmes fournissent certains avantages sur l&#39;imagerie par résonance magnétique classique (IRM) pour suivre la croissance d&#39;une tumeur intracrânienne expérimentale. Le plus évident est le coût relatif des deux instruments - machines animales IRM sont beaucoup plus chers et nécessitent généralement des services d&#39;un technicien qualifié IRM. L&#39;imagerie in vivo, comme ce qui était décrit ici peut être fait par l&#39;utilisateur final. Les données quantitatives bioluminescence est, tandis que la quantification des données de l&#39;IRM prend beaucoup de temps et quelque peu inexacte. Par ailleurs, les images IRM montrent un œdème et l&#39;inflammation, en plus de cellules tumorales et il peut être difficile de séparer la tumeur de l&#39;effet du traitement. Pour ces raisons, l&#39;obtention de mesures précises de la tumeur en pleine croissance volumétrique peut être un défi. La bioluminescence nécessite de l&#39;ATP, Donc que les cellules tumorales de vie contribuent à la taille de la tumeur de données. Malgré cela, il ya certains avantages à l&#39;IRM si une machine est disponible. Les cellules n&#39;ont pas à être marqué avec un marqueur bioluminescent être visualisés par IRM. La capacité à visualiser péri-tumoral oedème peut être un avantage pour certains protocoles expérimentaux. A force de ces deux technologies est que l&#39;aide l&#39;un n&#39;empêche pas l&#39;utilisation de l&#39;autre, afin que les données peuvent être obtenus sur la croissance de la tumeur ainsi que la présence de zones péri-tumorale œdème et l&#39;inflammation du même animal, lorsque les deux technologies sont disponibles pour le chercheur.

<table border="1"><tbody><tr><td> Nom du réactif ou de la fourniture </td><td> Société </td><td> Numéro de catalogue </td><td> Commentaires </td></tr><tr><td> GL261-luc2 Bioware Ultra </td><td> Caliper Life Sciences </td><td> GL261-luc2 </td><td></td></tr><tr><td> Eagle modifié par Dulbecco (DMEM) </td><td> Invitrogen </td><td> 10313039 </td><td></td></tr><tr><td> Généticine (G418) </td><td> Gibco (Invitrogen) </td><td> 11811-023 </td><td></td></tr><tr><td> Sérum de veau fœtal (SVF) </td><td> Invitrogen </td><td> 26140079 </td><td></td></tr><tr><td> Phosphate saline tamponnée (PBS) </td><td> Invitrogen </td><td> 70011044 </td><td></td></tr><tr><td> Souris C57BL/6-cBrd/cBrd/Cr </td><td> NCI-Frederick </td><td></td><td></td></tr><tr><td> AKWA larmes onguent ophtalmique Lubrifiant </td><td> Akorn Inc </td><td> 17478-062-35 </td><td></td></tr><tr><td> Ketaset (chlorhydrate de kétamine) </td><td> Wyeth </td><td> 11570775 </td><td></td></tr><tr><td> Sedazine (chlorhydrate de xylazine) </td><td> Wyeth </td><td> 10031894 </td><td></td></tr><tr><td> Petit instrument stéréotaxique animaux </td><td> Kopf Instruments </td><td> 900 </td><td></td></tr><tr><td> UltraMicroPump par SYS-Micro4 Controller </td><td> Instruments de précision du monde </td><td> UMP3-1 </td><td> S&#39;il n&#39;est pas disponible, il est possible d&#39;insuffler manuellement </td></tr><tr><td> Seringue avec 10 ul de calibre 26 biseautés aiguille </td><td> Instruments de précision du monde </td><td> SGE010RNS </td><td></td></tr><tr><td> Adison forceps </td><td> Instruments de précision du monde </td><td> 500092 </td><td></td></tr><tr><td> Penfield Dissecteur </td><td> Codman </td><td> 65-1015 </td><td></td></tr><tr><td> 16g 1 ½ Précision Glide aiguille </td><td> Beckton, Dickinson and Company (BD) </td><td> 305198 </td><td></td></tr><tr><td> Poignée lame chirurgicale </td><td> BD </td><td> 371030 </td><td></td></tr><tr><td> Taille 15 Lame </td><td> BD </td><td> 371315 </td><td></td></tr><tr><td> 4-0 suture Vicryl </td><td> Ethicon </td><td> VCP496G </td><td></td></tr><tr><td> La cire d&#39;os </td><td> Medline </td><td> DYNJBW25 </td><td></td></tr><tr><td> Bâtons Swab Povidine-iode </td><td> Medline </td><td> MD93901 </td><td></td></tr><tr><td> Sel de potassium D-luciférine </td><td> Caliper Life Sciences </td><td> 122796 </td><td></td></tr><tr><td> Forane (isoflurane) </td><td> Baxter </td><td> 1001936060 </td><td></td></tr><tr><td> OPMI Pentero Microscope </td><td> Carl Zeiss, Inc </td><td></td><td> Toute microscope chirurgical suffira </td></tr><tr><td> Xenogen IVIS spectre avec un système d&#39;anesthésie option </td><td> Caliper Life Sciences </td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

implantation intracrânienne avec 3d ultérieures in vivo bioluminescent imagerie des gliomes murin

Intracranial Implantation with Subsequent 3D In Vivo Bioluminescent Imaging of Murine Gliomas

La souris gliome 261 (GL261) est reconnu comme un système modèle in vivo qui récapitule plusieurs des caractéristiques du glioblastome humain (GBM). La lignée cellulaire a été initialement provoquée par l&#39;injection intracrânienne de 3-méthyl-cholantrene dans un C57BL / 6 souche de souris syngéniques 1; donc immunologiquement compétentes souris C57BL / 6 peut être utilisé. Bien que nous utilisions GL261, le protocole suivant peut être utilisé pour l&#39;implantation et le suivi de tous les modèles tumoraux de souris intracrânienne. GL261 cellules ont été conçues pour exprimer de façon stable la luciférase de luciole (GL261-Luc). Nous avons également créé le plus lumineux de ligne GL261-luc2 cellule par transfection stable du gène exprimé luc2 du promoteur CMV. Souris C57BL/6-cBrd/cBrd/Cr (variante albinos de C57BL / 6) de l&#39;Institut national du cancer, Frederick, MD ont été utilisés pour éliminer le atténuation de la lumière causée par la peau noire et la fourrure. Avec l&#39;utilisation de C57BL albinos / 6 souris; l&#39;imagerie in vivo en utilisant le spectre IVIS in vivo imle vieillissement du système est possible à partir du jour de l&#39;implantation (Caliper Life Sciences, Hopkinton, MA). Le GL261-Luc et GL261-luc2 lignées cellulaires ont montré le même comportement in vivo que le GL261 parentale cellules. Certaines des caractéristiques histologiques partagé présent dans GBM humain et ce modèle de souris comprennent: nécrose tumorale, pseudopalisades, néovascularisation, une invasion, une hypercellularité et l&#39;inflammation 1. Avant l&#39;implantation d&#39;animaux ont été anesthésiés par une injection intrapéritonéale de kétamine (50 mg / kg), la xylazine (5 mg / kg) et la buprénorphine (0,05 mg / kg), placé dans un appareil de stéréotaxie et une incision a été faite avec un bistouri au cours de la ligne médiane du crâne. Un burrhole postérieure a été faite à l&#39;0.1mm 2.3mm bregma et à droite de la ligne médiane. Une aiguille est insérée à une profondeur de 0,4 mm 3mm et retiré à une profondeur de 2,6 mm. Deux ul du GL261-Luc ou GL261-luc2 cellules (10 7 cellules / ml) ont été perfusés au cours de 3 minutes. Le burrhole a été ferméavec bonewax et l&#39;incision a été suturée. Après l&#39;implantation stéréotaxique les cellules bioluminescentes sont détectables à partir du jour de l&#39;implantation et la tumeur peut être analysée en utilisant la fonction image 3D de reconstruction de l&#39;instrument Spectrum IVIS. Les animaux reçoivent une injection sous-cutanée de 150μg luciférine / kg de poids corporel 20 min avant l&#39;imagerie. Charge tumorale est quantifiée en utilisant la bioluminescence tumorale moyenne au cours du temps. Souris porteuses de tumeurs ont été observés quotidiennement pour évaluer la morbidité et ont été euthanasiés lorsque un ou plusieurs des symptômes suivants sont présents: la léthargie, incapacité à déambuler, une posture voûtée, non marié, l&#39;anorexie entraîne une perte&gt; 10% du poids. Les tumeurs ont été évident dans tous les animaux présents sur l&#39;autopsie.

L&#39;implantation intracrânienne d&#39;GL261 cellules en souris C57BL / 6 produit gliomes malins qui récapitulent plusieurs des caractéristiques de glioblastome humain. Nous avons utilisé des cellules exprimant de façon stable GL261 luciférase pour nous permettre d&#39;utiliser<em&gt; In vivo</em&gt; Imagerie pour suivre la progression tumorale. La chirurgie et la 3D<em&gt; In vivo</em&gt; Imagerie sont démontrés.

Implantation intracrânienne avec 3D ultérieures In Vivo Bioluminescent imagerie des gliomes murin

Le gliome de souris 261 (GL261) est reconnu comme un système modèle in vivo qui récapitule nombre de caractéristiques du glioblastome multiforme (GBM) humain. Le ...

L'objectif général de cette procédure est de créer un modèle intracrânien de gliomes pouvant être suivi quantitativement dans le temps par imagerie in vivo. Cela est réalisé en premier lieu par la récolte et la culture de cellules de gliome luminescentes, puis par la préparation d'une suspension cellulaire contenant de un à deux fois 10⁷ cellules par millilitre. La deuxième étape de la procédure consiste en l'implantation stéréotaxique des cellules récoltées dans le lobe frontal droit du cerveau de la souris.Cela est suivi par une injection sous-cutanée de Luciferine dans l'animal et la génération d'une courbe cinétique d'expression de la Luciferine. À l'aide du système d'imagerie in vivo IVUS Spectrum, la dernière étape de la procédure consiste à imager de façon sériée les animaux et à suivre la croissance tumorale. En définitive, on peut obtenir des résultats montrant la croissance des cellules tumorales et la localisation tridimensionnelle de la tumeur grâce à un signal bioluminescent détectable à l'aide du système d'imagerie in vivo IVUS Spectrum.Le principal avantage de cette technique par rapport aux méthodes existantes, comme l'IRM, est que l'imagerie par bioluminescence détecte uniquement les cellules tumorales vivantes et ne nécessite pas de technicien IRM spécialement formé. Elle permet également d'imagér simultanément plusieurs animaux en un temps plus court. Cette méthode peut aider à répondre à des questions clés dans le domaine de la neuro-oncologie, comme quelle est l'efficacité de thérapies innovantes contre les tumeurs cérébrales.En condition in vivo, bien que cette méthode puisse fournir des informations sur les tumeurs cérébrales, elle peut également être appliquée à d'autres systèmes organiques tels que les cancers du poumon, de la prostate et du foie. Pour préparer cette procédure, chargez au moins trois microlitres de l'inoculum de cellules de gliome dans une seringue de 10 microlitres, 50 millimètres, munie d'une aiguille biseautée de calibre 26.Veillez à ce que les cellules ne soient pas agglomérées, sinon il peut être nécessaire de recharger la seringue. La souris anesthésiée est placée dans le cadre stéréotaxique et la tête de la souris est fixée à l’aide du clamp buccal, comme illustré sur cette image. Insérez la seringue chargée dans l’injecteur micro.Pour commencer la procédure chirurgicale, pratiquer une incision cutanée à l’aide d’un scalpel de taille 15 et d’une pince à dents. Réaliser une incision de 10 à 15 millimètres entre les yeux de l’animal, en direction des oreilles, afin d’exposer le bgma. Veiller à identifier correctement le bgma pour.Il peut être facilement confondu avec la zone sinusienne située en position distale par rapport au bma. À l’aide d’une aiguille de 16 gauge et d’une longueur d’un pouce et demi, réalisez un trou de trépan à 0,1 millimètre en arrière de la suture coronale et à 2,3 millimètres à droite de la ligne médiane, en exerçant une légère pression sur l’aiguille tout en la tournant jusqu’à percer le crâne et exposer le cerveau. Déplacez ensuite l’aiguille d’injection à l’aide du micro-injecteur jusqu’à ce qu’elle effleure juste la surface du cerveau. De cette position, avancez l’aiguille sur une profondeur de trois millimètres.Gardez l'aiguille en place pendant trois minutes. Ensuite, retirez l'aiguille de 0,4 millimètre pour atteindre une profondeur totale de 2,6 millimètres sous la surface du cerveau. Cela crée une petite poche où les cellules seront infusées afin d'assurer un positionnement et une profondeur adéquats.Des images radiographiques des profondeurs d'aiguille peuvent être réalisées à l'aide d'un bras en C ; injectez la suspension cellulaire sur une durée de trois minutes à l'aide du micro-injecteur réglé sur un volume de 2000 nanolitres avec un débit d'infusion de 667 NANOLITERS par minute. Après l'infusion, laissez l'aiguille en place pendant deux minutes afin de prévenir toute fuite au site d'infusion. Ensuite, retirez lentement l'aiguille complètement.Une fois que l'aiguille a été retirée, recouvrez le trou de trépanation avec de la cire osseuse à l'aide d'un dissecteur de Penfield. Enfin, sutures l'incision à l'aide d'un fil de suture Vicryl 4-0, en veillant à ne laisser aucun espace important dans la peau. In vivo.L'imagerie par bioluminescence est réalisée à l'aide du système d'imagerie IVIS Spectrum. Démarrez le logiciel Living Image et initialisez le système d'imagerie IVIS Spectrum en cliquant sur le bouton d'initialisation du système IVIS situé en bas à droite du panneau de contrôle. Sélectionnez le mode d'imagerie luminescent en haut à gauche du panneau de contrôle afin de déterminer le moment optimal pour l'imagerie par bioluminescence.Après l'injection de Lucifer chez l'animal, il est nécessaire de réaliser d'abord une étude cinétique avec l'animal sédaté dans la chambre d'imagerie. Prenez la première image environ cinq minutes après l'injection de Lucifer afin de générer une courbe cinétique d'expression de la luciférase. Créez une séquence permettant de prendre des images toutes les trois minutes pendant une heure.Cliquez sur le bouton de configuration de la séquence dans le panneau de contrôle. Dans le panneau de contrôle, spécifiez les paramètres pour la première image bioluminescente de la séquence, en commençant par le réglage médium et l'exposition automatique.Pour déterminer le temps d'exposition optimal, il est recommandé de sélectionner le bouton de délai dans l'éditeur de séquence et de spécifier un délai de trois minutes entre chaque acquisition. Cliquez sur Ajouter ; les paramètres d'acquisition sont alors ajoutés au tableau.Répétez cette étape pour chaque image de la séquence une fois la courbe établie. Le temps d'imagerie optimal peut être déterminé en traçant l'intensité du signal en fonction du temps afin d'obtenir le signal le plus fort et le plus précis. Les animaux doivent être imagés au moment du nombre maximal de photons in vivo, soit environ 25 minutes après l'injection de luciférine, comme le montre cette courbe.Pour acquérir l'image d'un animal expérimental, utilisez l'option automatique sous la durée d'acquisition. Cela permet au logiciel de déterminer le bin et la durée optimale pour l'acquisition de l'image. Enregistrez les fichiers de programme et les commentaires d'image ultérieurs dans le répertoire de l'ordinateur de l'utilisateur.Pour commencer l'imagerie 3D, utilisez l'assistant d'imagerie pour sélectionner la sonde rapporteur de luciole. Dans la fenêtre de délimitation de la bioluminescence, sélectionnez suivant et six sélections spectrales à acquérir apparaîtront à l'écran ; sélectionnez acquérir la séquence et les images seront prises en utilisant les paramètres respectifs sous l'onglet topographie de surface. Dans la palette d'outils, masquez la photographie pour qu'elle épouse le contour de l'animal.Pour créer un maillage reconstruit de la topographie de surface de l'animal, accédez à l'onglet de reconstruction 3D DLI dans la palette d'outils et sélectionnez les acquisitions d'images appropriées pour la reconstruction du signal. Assurez-vous que « muscle » est indiqué dans les propriétés du tissu et « firefly » dans le spectre de la source. Cliquez sur « reconstruire » dans l'onglet analyser, et la reconstruction 3D de la surface de l'animal ainsi que la reconstruction correspondante de la source du signal devraient apparaître.L'analyse des données peut commencer une fois l'image acquise et enregistrée. Accédez au fichier du programme en cliquant sur le bouton parcourir et en sélectionnant le fichier. Les informations sur l'image sont disponibles sous Afficher les informations de l'image. Quantifiez l'intensité du signal en sélectionnant le bouton des outils de la région d'intérêt ou ROI.Vérifiez que l'image est analysée en mode photon en sélectionnant l'option photon. Dans la liste déroulante située en haut à gauche du panneau de contrôle de l'image, sélectionnez le bouton ROI de mesure dans la liste déroulante type, puis choisissez la forme de ROI souhaitée. Les options disponibles sont le cercle, le carré et la grille.Définissez la position de la région d’intérêt (ROI) en faisant glisser la sélection de forme vers la zone contenant le signal de bioluminescence. Veillez à couvrir toutes les zones d’intensité sur l’image acquise. Enfin, cliquez sur le bouton mesurer pour calculer l’intensité du signal de la ROI.L'étiquette de la région d'intérêt s'affiche. L'intensité indiquant une implantation cellulaire réussie est évidente lorsque les cellules implantées sont détectables par imagerie de bioluminescence le jour de la chirurgie, indépendamment du fait que les cellules aient été transfectées avec le gène *luc* ou *luc2*. Ce graphique suit la croissance des cellules tumorales GL261-luc chez une souris albinos C57BL/6 ; la bioluminescence a été mesurée tous les trois jours et tracée sous forme de comptage in vivo de photons en fonction des jours suivant l'implantation.Les photographies montrent la bioluminescence à différents moments. La coloration indique la bioluminescence, qui est relative au nombre de cellules tumorales. Les animaux sont euthanasiés en cas de maladie ou de détérioration du bien-être.Bien qu'il ne s'agisse pas d'une étape standard de ces analyses, le cerveau peut être disséqué et la luciférine peut être appliquée localement pour obtenir une image ex vivo. Cette manipulation doit être effectuée immédiatement après l'euthanasie de l'animal, car la réaction de bioluminescence nécessite de l'ATP. Ce graphique compare les comptages de photons obtenus à partir de tumeurs provenant de cellules GL 2 6 1 lux et de cellules GL 2 6 1 L deux. Les résultats, issus de la moyenne de cinq animaux, montrent que le gène L deux confère un niveau plus élevé de bioluminescence.La figure suivante montre plusieurs vues d'une reconstruction tridimensionnelle de l'implantation intracrânienne de cellules GL 2 6 1 L deux, superposée au squelette et au cerveau de la souris. Une comparaison cinétique des injections sous-cutanées et intrapéritonéales a également été réalisée : trois minutes après l'injection de Lucifer, la souris a été sédatée et imagée toutes les trois minutes pendant une heure, puis toutes les six minutes par la suite, afin de générer une courbe cinétique de bioluminescence. Comme indiqué ici, une voie d'administration de Lucifer par voie sous-cutanée, représentée en rouge, est supérieure à une injection intrapéritonéale, représentée en noir, et le moment optimal pour imager les animaux se situe environ 25 minutes après l'injection de Lucifer.Une fois maîtrisée, la technique chirurgicale peut être réalisée en une heure si elle est effectuée correctement. Après cette procédure, d'autres méthodes telles que l'IRM ou l'imagerie fluorescente peuvent être utilisées afin de répondre à des questions supplémentaires. Par exemple, s'il existe un œdème autour de la tumeur ou quels autres changements moléculaires ou biochimiques se produisent dans la tumeur et autour de celle-ci.Après avoir visionné cette vidéo, vous devriez avoir une bonne compréhension de la manière d'effectuer une implantation intracrânienne et une imagerie in vivo en 3D de cellules de gliome murin.

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Luciférase modifiée xénogreffes de tumeurs humaines du cerveau peut être établie par voie intracrânienne chez des souris athymiques, avec un suivi ultérieur de la croissance tumorale et la réponse au traitement en utilisant l'imagerie par bioluminescence. En combinaison avec une analyse de survie, de surveillance bioluminescence est un outil de recherche indispensable pour les essais pré-cliniques de thérapies envisagées pour le traitement des tumeurs cérébrales.

Établir intracrânienne xénogreffes tumorales du cerveau avec analyse ultérieure de la croissance tumorale et la réponse à la thérapie à l&#39;aide d&#39;imagerie par bioluminescence

L'imagerie par bioluminescence des inducible factor-1α activité hypoxie est appliqué pour surveiller le développement intracrânienne hypoxie tumorale dans un modèle de cancer du sein métastatique cerveau de souris.

Dans l&#39;imagerie de bioluminescence in vivo de la tumeur Dynamics hypoxie des métastases cérébrales du cancer du sein dans un modèle murin

Nous décrivons une méthode intégrée pour la précision, l'implantation stéréotaxique de cellules humaines de glioblastome multiforme dans le cerveau des souris nude et de série...

Implantation stéréotaxique intracrânienne et<em&gt; In vivo</em&gt; Imagerie bioluminescente de xénogreffes tumorales dans un système de modèle de souris de glioblastome multiforme

Source : Clark, A.J., et al. Imagerie par bioluminescence d’un modèle animal immunocompétent pour le glioblastome. J. Vis. Exp. (2016)Cette vidéo fait la démonstration de l’imagerie par bioluminescence pour suivre la progression du glioblastome dans un modèle murin immunocompétent, en utilisant des cellules tumorales exprimant la luciférase et la luciférine pour quantifier la croissance tumorale de manière non invasive.

Imagerie par bioluminescence d’un modèle murin immunocompétent pour le glioblastome

Nous avons établi un modèle de glioblastome orthotopique corticale chez la souris pour intravitale microscopie à deux photons qui récapitule les contraintes biophysiques normalement en jeu au cours de la croissance de la tumeur. Une fenêtre en verre chronique remplaçant le crâne au-dessus de la tumeur permet le suivi de la progression de la tumeur au cours du temps par microscopie à deux photons.

Un modèle de souris orthotopique glioblastome maintien contraintes physiques et parenchyme cérébral Convient pour intravitale deux microscopie biphotonique

Les cellules de gliome GL261 fournissent un modèle animal immunocompétent utile du glioblastome. Les objectifs de ce protocole sont de démontrer des techniques appropriées pour surveiller la croissance tumorale intracrânienne à l’aide de l’imagerie de bioluminescence in vivo, et de vérifier l’utilité des cellules GL261 modifiées par la luciférase pour l’étude de l’immunologie tumorale et des approches immunothérapeutiques pour le traitement du glioblastome.

Bioluminescence imagerie d&#39;un modèle animal pour immunocompétentes glioblastome

Orthotopique injection intracrânienne des cellules tumorales a été utilisée dans la recherche sur le cancer pour étudier la biologie de tumeur de cerveau, progression, évolution et réponse thérapeutique. Nous présentons ici la tomographie moléculaire de xénogreffes tumorales, à fluorescence qui fournit une imagerie intravitale en temps réel et la quantification d’une tumeur de masse dans des modèles précliniques de glioblastome.

Fluorescence moléculaire tomographie pour l’imagerie In Vivo des xénogreffes de glioblastome

La microdissection laser (LMD) est une technique sensible et hautement reproductible qui peut être utilisée pour découvrir des voies qui médité glioma hétérogénéité et invasion. Ici, nous décrivons un protocole optimisé pour isoler les zones discrètes du tissu de gliome utilisant le LMD laser suivi de l’analyse transcriptomique.

Microdissection laser de sous-régions de Glioma pour la caractérisation spatiale et moléculaire de l’hétérogénéité intratumorale, des oncostreams et de l’invasion

Nous décrivons la transplantation intraparenchymateuse de cellules progénitrices neurales humaines transduites avec un double vecteur rapporteur exprimant la protéine fluorescente vert luciférase (GFP) dans le cerveau de la souris. Après la transplantation, le signal de la luciférase est mesuré à plusieurs reprises à l’aide de la bioluminescence in vivo et de cellules greffées exprimant la GFP identifiées dans des sections du cerveau à l’aide de la microscopie à fluorescence.

Transplantation intracérébrale et suivi in vivo de la bioluminescence des cellules progénitrices neurales humaines dans le cerveau de la souris

Nous présentons une nouvelle approche pour la microscopie à deux photons de l’administration tumorale de nanoparticules d’oxyde de fer marquées par fluorescence au glioblastome dans un modèle murin.

Microscopie intravitale à deux photons du glioblastome dans un modèle murin

L’objectif de ce protocole est de fournir aux chercheurs une technique hautement reproductible pour les implantations intracrâniennes.

Implantation intracrânienne stéréotactique de lignées cellulaires de xénogreffes dérivées d’un patient chez des souris

Découvrez l'implantation intracrânienne stéréotaxique de cellules GL261 chez la souris C57BL/6 pour modéliser les gliomes. Cette méthode combine l'imagerie bioluminescente in vivo et la reconstruction 3D pour suivre quantitativement la progression tumorale en temps réel.

Implantation intracrânienne avec 3D ultérieures In Vivo Bioluminescent imagerie des gliomes murin

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