Name: Transplantation de cellules souches dans un In vitro Simulation dischémie / reperfusion modèle (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2011-11-05T14:00:00.000+00:00
Duration: 9 min 15 s
Description: Découvrez la transplantation de cellules souches mésenchymateuses dans un modèle in vitro d'ischémie/reperfusion cardiaque. Cette méthode permet d'évaluer la viabilité cellulaire et les mécanismes de récupération post-ischémique.

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Ce travail a été soutenu par OTKA (Fonds hongrois de la Recherche Scientifique) D45933, T049621, TET (Hongrie Fondation Science et Technologie) A4/04, Arg-17/2006 et le NAS, Bolyai, bourses et Öveges TÁMOP 4.2.2-08 / 1 / KMR-2008-0004 et 4.2.1 / B 09/1/KMR-2010-0001. OTKA 83803. Nous tenons à remercier William Gesztes pour fournir la voix-off.

1. Préparation H9c2 cellules cardiomyoblast H9c2 cardiomyoblasts rat ont été obtenus auprès de l&#39;ATCC (Wesel, Allemagne) et élargi en glucose (4,5 g / L) DMEM contenant 10% de sérum fœtal bovin, 4 mM de L-glutamine, 100 U / ml de pénicilline et 100 ug / ml de streptomycine. La ligne de cellules myoblastes H9c2 est dérivé de coeur de rat embryonnaire, il est utilisé comme un modèle in vitro pour les deux muscles squelettiques et cardiaques 8,9. Préparer la plaque 12 puits de cellules H9c2: <ol><li> Enlever un milieu de culture à partir de la boîte de Pétri H9c2 cellules. </li><li> Laver les cellules deux fois avec 5 ml de PBS et de digérer avec 2-3 ml de 0,05% de trypsine / EDTA. </li><li> Placez une boîte de Pétri pendant 5 minutes dans l&#39;étuve à 37 ° C. </li><li> Inhibition de la trypsine avec 10 ml de milieu de culture DMEM. </li><li> Isoler les cellules à 1200 RPM pendant 8 minutes. </li><li> Après élimination du surnageant, remettre les cellules en 1 ml de milieu de culture DMEM et les cellules compter avec l&#39;aide hémocytomètre coloration au bleu trypan.</li><li> Graine 30000 H9c2 cellules dans 2 ml de DMEM par puits dans une plaque de 12 puits. </li><li> Placer la plaque dans l&#39;incubateur à 37 ° C CO 2 pendant 24 heures. </li></ol> 2. L&#39;ischémie simulée / reperfusion Ischémie / reperfusion a été simulé in vitro, en effectuant privation de glucose d&#39;oxygène (AMG) sur H9c2 cultures cellulaires. Cette procédure a été effectuée sur la scène du microscope confocal Zeiss avec le système PeCon incubation cellulaire (Erbach, Allemagne) permettant l&#39;observation des cellules au cours des AMG. <ol><li> Retirer moyennes par aspiration à partir de 12 plaques à puits d&#39;H9c2 cellules. </li><li> Laver les cellules deux fois avec du PBS. </li><li> Ajouter 3 ml de glucose moyennes gratuitement par puits. </li><li> Placer la plaque dans le système d&#39;incubation des cellules. </li><li> Démarrer l&#39;azote gazeux à purger l&#39;oxygène du système d&#39;incubation. </li><li> Attendez que le niveau d&#39;oxygène atteint 0,5% puis démarrer le chronomètre. D&#39;oxygène de 0,5% signifie environ 3 mmHg de tension partielle. Sous réserve de cellules 150 minutes d&#39;ischémie simulée. </li><li> A la fin de l&#39;ischémie simulée, éliminer le milieu glucose libre à partir des cellules. </li><li> Pipeter 2 ml de milieu de culture normales dans les puits. </li><li> Placer la plaque de 12 puits pendant 30 minutes dans les 37 ° C de CO 2 incubateur, ce qui est de la &quot;période de reperfusion». </li></ol> 3. Préparation des cellules souches mésenchymateuses de secours La moelle osseuse d&#39;origine humaine a été prise en flacons T75 et dilué avec de milieu Dulbecco modifié Eagle (DMEM) milieu de culture contenant 10% de sérum de veau foetal (FCS), 100 U / ml de pénicilline et 100 ug / ml de streptomycine, 4 mM de L-glutamine et 1 g / l de glucose. Les fioles ont été incubées à 37 ° C dans une atmosphère totalement humidifiée de 5% de CO 2 pendant 3 jours. Après la période d&#39;incubation de la BMSCs collé à la surface des fioles et les autres composantes de la moelle osseuse ont été éliminés par un lavage avec du PBS. Le BMSCs utilisées étaient entre 1 et 5 passages dans les expériences. L&#39;identité de cellules a été confirmé par la présence de la lignée des marqueurs spécifiques de surface cellulaire avec la cytométrie de flux. Marqueurs de surface spécifiques lignée hématopoïétiques (CD34, CD45) et des marqueurs de surface mésenchymateuses (CD73, CD90, CD105 et CD166) ont été étudiés. Durant l&#39;ischémie simulée, de préparer le sauvetage des cellules souches mésenchymateuses pour la transplantation. <ol><li> Diluer le colorant fluorescent Vybrant DID en 1:200 ratio en milieu de culture DMEM. </li><li> Aspirer moyennes à partir des cellules de sauvetage et ajouter 300 ul DMEM avec Vybrant DID. </li><li> Placez une boîte de Petri pendant 30 minutes dans les 37 ° C incubateur à CO 2. </li><li> Retirer milieu de culture de boîte de Pétri de cellules souches mésenchymateuses. </li><li> Laver les cellules deux fois avec 5 ml de PBS et de digérer avec 2-3 ml de 0,05% de trypsine / EDTA. </li><li> Placez une boîte de Pétri pendant 5 minutes dans l&#39;étuve à 37 ° C. </li><li> Inhibition de la trypsine avec 10 ml de milieu de culture DMEM. </li><li> Isoler les cellules à 1200 RPM pendant 8 minutes. </li><li> Après avoir retiré la REMPrnatant, remettre les cellules en 1 ml de milieu de culture DMEM et les cellules compter avec l&#39;aide hémocytomètre coloration au bleu trypan. </li><li> Après 30 minutes à la fin de la reperfusion ajouter 20 000 cellules souches mésenchymateuses par puits à l&#39;H9c2 postischémique myoblastes cardiaques. </li><li> Placez la co-culture de cellules dans les 37 ° C incubateur à CO 2 pendant 24 heures. </li></ol> 4. Analyse par microscopie confocale Après la simulation de l&#39;ischémie / reperfusion, les cellules sont incubées dans un milieu de culture normal pour 24 heures. <ol><li> Après 24 heures laver les cellules deux fois avec du PBS. </li><li> Colorer les cellules dans 500 ul vivants / morts solution de colorant pendant 30 minutes (5 nM et 400 nM calcéine éthidium homodimère-2-en PBS) (5x10 4 cellules / ml). </li></ol> L&#39;évaluation des images confocal pour les cellules vivantes et mortes sélectionné par la morphologie et la fluorescence peut être effectuée avec le logiciel ImageJ (National Institutes of Health, Etats-Unis). En cas de co-cultures, les CSM peuvent être distinguées des cellules H9c2 en raison de leur marquage cellulaire Vybrant DID. Le ratio de cellules mortes peuvent être évalués dans 4 champs de vue indépendant (objectif 10x) pour chaque culture d&#39;une manière aveugle, 10. H9c2 cardiomyoblasts cultivés sur des lamelles en verre 42 mm peuvent également être étudiés par microscopie vidéo laps de temps pendant et après l&#39;ischémie / reperfusion en utilisant le système d&#39;incubation des cellules du microscope confocal. De cellule à cellule des interactions telles que la fusion cellulaire et la formation des nanotubes intercellulaires peuvent être étudiés au cours du temps. 5. Analyse avec la cytométrie en flux Après la simulation de l&#39;ischémie / reperfusion, les cellules sont incubées dans un milieu de culture normal pour 24 heures. <ol><li> Après 24 heures, la récolte des milieux de culture. Il est très important de recueillir le milieu de culture aussi parce que certaines cellules mortes pourraient avoir détaché de la surface boîte de culture au cours des 24 heures d&#39;incubationtion. </li><li> Laver les cellules deux fois avec du PBS et digérer avec 0,05% de trypsine-EDTA. </li><li> Inhibition de la trypsine avec milieu de culture DMEM. </li><li> Isoler les cellules et le milieu de culture récoltée à 1200 RPM (environ 150-200g) pendant 8 minutes. </li><li> Jeter le surnageant. </li><li> Suspendre les cellules dans 500 ul vivants / morts solution de colorant pendant 30 minutes (5 nM et 400 nM calcéine éthidium homodimère-2-en PBS) (5x10 4 cellules / ml). </li><li> Transfert aux cellules de flux de tubes de cytométrie. </li><li> Démarrez le logiciel Pro CellQuest. </li><li> Pour configurer le cytomètre en flux pour la mesure, de contrôle de préparer des échantillons de cellules vivantes et mortes. <ol class="lalpha"><li> Plaque H9c2 cellules à une densité de 3x10 4 en plaques de 12 puits comme décrit au point 1. </li><li> Préparer contrôle direct cellule avec trypsinisation unique comme décrit au point 1. </li><li> Préparer les contrôles de cellules mortes par un traitement avec 10 uM H 2 O 2 pendant 1 heure. </li><li> Après trypsinisation, resuspend vivre et de contrôle de cellules mortes dans 500 ul solution de colorant vivants / morts (5 nM calcéine-AM et 400 nM éthidium homodimère-2-en PBS). </li></ol></li><li> Les réglages de l&#39;instrument doit être réglé afin que les cellules vivantes sont calcéine positive et éthidium homodimère négative, tandis que les cellules mortes sont calcéine négatifs et positifs éthidium homodimère. </li><li> Le pourcentage de ces populations peut être exprimé comme barres sur un graphique et l&#39;analyse statistique peuvent être effectuées sur ces valeurs. </li><li> Mesurer les différents groupes expérimentaux. </li></ol> 6. Les résultats représentatifs: Nos résultats ont montré que les cellules souches mésenchymateuses ajoutée pourrait améliorer la survie des cellules cardiaques post-ischémique. Images de microscopie confocale a révélé direct de cellule à cellule des interactions, comme la connexion à membrane partielle ou nanotubes intercellulaires, qui jouent probablement un rôle important dans la protection observée 10. Ces nanotubes s&#39;étendent sur des distances de plusieurs cellules diameters, et leurs diamètres sont compris entre 200 et 500 nm (flèches blanches). <img src="/files/ftp_upload/3575/3575fig1.jpg" alt="Figure 1" /> Figure 1. Formation de nanotubes entre les cellules. Formation de nanotubes (flèche blanche) a été observée entre cardiomyoblasts DiO Vybrant étiquetés et Vybrant DiD étiquetés cellules souches mésenchymateuses. L&#39;analyse par cytométrie en flux a montré les populations de survivre et de cardiomyoblasts nécrotiques et les cellules souches mésenchymateuses. Fait intéressant, nous avons également observé une troisième population, «blessés» cardiomyoblast cellule qui contenait calcéine mais contenait aussi l&#39;indicateur des cellules mortes, d&#39;éthidium homodimère (figure 2). <img src="/files/ftp_upload/3575/3575fig2.jpg" alt="Figure 2" /> Figure 2. Représentant dot-plot des populations cellulaires différentes après ischémie simulée. L&#39;évaluation de plusieurs expériences shoMer que l&#39;ajout de cellules souches mésenchymateuses à H9c2 cardiomyoblast postischémique augmenté de manière significative le pourcentage de cellules vivantes par rapport à des myoblastes cardiaques cultivées seules après ischémie (figure 3). <img src="/files/ftp_upload/3575/3575fig3.jpg" alt="Figure 3" /> Figure 3. . Effet du traitement sur ​​les cellules souches cardiomyoblasts postischémique pourcentage de cellules vivantes a été significativement réduite après une ischémie simulée par rapport au contrôle (contrôle vs IR modèle: 90,36 ± 2,60 vs 10,52 ± 0,48, *** p&gt; 0,001), qui a augmenté après l&#39;addition des cellules souches mésenchymateuses (IR modèle vs IR + BMSC: 10,52 ± 0,48 vs 25,21 ± 2,13, *** p&gt; 0,001). Les données représentent la moyenne ± SEM. L&#39;analyse statistique des données a été réalisée en utilisant une analyse de variance avec post comparaison multiple de Tukey hoc test.

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<li>Lim, Y. J., Zheng, S., Zuo, Z. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Morphine+Preconditions+Purkinje+Cells+against+Cell+Death+under+In+Vitro+Simulated+Ischemia%2FReperfusion+Conditions%5BTitle%5D)+AND+%22Anesthesiology%22%5BJournal%5D)">Morphine Preconditions Purkinje Cells against Cell Death under In Vitro Simulated Ischemia/Reperfusion Conditions.</a> Anesthesiology. 100, 562-562 (2004).</li>
<li>Guo, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Estrogen-receptor-mediated+protection+of+cerebral+endothelial+cell+viability+and+mitochondrial+function+after+ischemic+insult+in+vitro%5BTitle%5D)+AND+%22J+Cereb+Blood+Flow+Metab%22%5BJournal%5D)">Estrogen-receptor-mediated protection of cerebral endothelial cell viability and mitochondrial function after ischemic insult in vitro.</a> J Cereb Blood Flow Metab. 30, 545-545 (2010).</li>
</ol>

Pas de conflits d&#39;intérêt déclarés.

Le protocole a démontré une approche in vitro à la question beaucoup plus complexe de la thérapie de cellules souches dans l&#39;infarctus du myocarde, avec tous les avantages et les inconvénients d&#39;un tel modèle. Évidemment, il ne peut pas refléter la complexité (immunologiques, par exemple) des événements qui ont lieu pendant et après l&#39;infarctus du myocarde, mais peuvent se concentrer sur les effets directs des cellules ajoutés sur les cellules post-ischémique. Les effets de l&#39;ischémie simulée sur H9c2 ca...

<table border="1"><tbody><tr><td> Nom du réactif </td><td> Société </td><td> Numéro de catalogue </td><td> Commentaires </td></tr><tr><td> calcéine-AM </td><td> Molecular Probes </td><td> L3224, C3099 </td><td> <a href="http://www.invitrogen.com">http://www.invitrogen.com</a> </td></tr><tr><td> éthidium homodimère-2 </td><td> Molecular Probes </td><td> L3224, E3599 </td><td> <a href="http://www.invitrogen.com">http://www.invitrogen.com</a> </td></tr><tr><td> Vybrant DiD </td><td> Molecular Probes </td><td> V22887 </td><td> <a href="http://www.invitrogen.com">http://www.invitrogen.com</a> </td></tr></tbody></table> Tableau 1. Réactifs. <table border="1"><tbody><tr><td> Nom de l&#39;équipement </td><td> Société </td><td> Commentaires (optionnel) </td></tr><tr><td> Système de PeCon incubation des cellules pour les microscopes Zeiss </td><td> PeCon GmbH </td><td> <a href="http://www.pecon.biz/">www.pecon.biz/</a> </td></tr></tbody></table> Tableau 2. Équipement.

transplantation de cellules souches dans un in vitro simulation d&#39;ischémie / reperfusion modèle

Stem Cell Transplantation in an in vitro Simulated Ischemia/Reperfusion Model

Protocoles greffe de cellules souches trouvent leur chemin dans la pratique clinique 1,2,3. Obtenir de meilleurs résultats, ce qui rend les protocoles plus robustes, et de trouver de nouvelles sources de cellules implantables font l&#39;objet de recherches récentes 4,5. Étude de l&#39;efficacité des thérapies cellulaires n&#39;est pas une tâche facile et de nouveaux outils sont nécessaires pour étudier les mécanismes impliqués dans le processus de traitement 6. Nous avons conçu un protocole expérimental d&#39;ischémie / reperfusion en vue de permettre l&#39;observation des connexions cellulaires et des mécanismes subcellulaires même durant l&#39;ischémie / reperfusion et après la transplantation de cellules souches et d&#39;évaluer l&#39;efficacité de la thérapie cellulaire. H9c2 cellules cardiomyoblast ont été placés sur des plaques de culture cellulaire 7,8. L&#39;ischémie a été simulé avec 150 minutes dans un milieu glucose libre avec le niveau d&#39;oxygène inférieur à 0,5%. Ensuite, les médias normaux et les niveaux d&#39;oxygène ont été réintroduits afin de simuler la reperfusion. Après privation de glucose d&#39;oxygène,les cellules endommagées ont été traités avec la transplantation de moelle osseuse humaine marquée dérivées des cellules souches mésenchymateuses en les ajoutant à la culture. Les cellules souches mésenchymateuses sont préférés dans les essais cliniques, car ils sont facilement accessibles grâce à la chirurgie invasive minimale, facilement extensible et autologues. Après 24 heures de co-culture, les cellules ont été colorées avec calcéine et éthidium homodimère-à différencier entre les cellules vivantes et mortes. Cette configuration nous a permis d&#39;étudier les connexions intercellulaires utilisant microscopie confocale à fluorescence et de quantifier le taux de survie des cellules post-ischémique par cytométrie en flux. La microscopie confocale a montré les interactions entre les deux populations cellulaires telles que la fusion cellulaire et la formation des nanotubes intercellulaires. L&#39;analyse par cytométrie en flux a révélé trois groupes de cellules endommagées qui peuvent être reportés sur un graphique et analysées statistiquement. Ces populations peuvent être étudiés séparément et conclusions peuvent être tirées de ces données sur l&#39;efficacité de la simulationapproche thérapeutique.

Nous démontrons comment mettre en place une<em&gt; In vitro</em&gt; Ischémie / reperfusion modèle et la façon d&#39;évaluer l&#39;effet du traitement sur les cellules souches des cellules cardiaques post-ischémique.

Transplantation de cellules souches dans un In vitro Simulation d&#39;ischémie / reperfusion modèle

Les protocoles de transplantation de cellules souches s'intègrent progressivement dans la pratique clinique1,2,3. Pour obtenir de meilleurs résultats et rendre les protocoles plus robustes, et...

Les cellules cardiaques sont placées dans des plaques de culture cellulaire pour une ischémie simulée. Le modèle de reperfusion est obtenu par 150 minutes en milieu sans glucose, tandis que le taux d'oxygène est inférieur à 0,5 %. Cette période ischémique entraîne le rétrécissement et le bourgeonnement de la majorité des cellules. Ensuite, des milieux normaux et des niveaux d'oxygène sont réintroduits pour simuler la reperfusion.Des cellules souches mésenchymateuses sont ajoutées et cultivées conjointement avec les cellules endommagées. Après 24 heures de co-culture, les cellules sont marquées au calcium et à l'éthidium homodimère afin de distinguer les cellules vivantes des cellules mortes. La microscopie confocale montre clairement les deux populations cellulaires et leurs interactions. L'analyse par cytométrie en flux révèle trois groupes de cellules endommagées, qui peuvent être représentés sur un graphique et analysés statistiquement. La transplantation de cellules souches fait l'objet de protocoles qui s'intègrent progressivement à la pratique clinique. L'amélioration des résultats, le renforcement de la robustesse des protocoles et la recherche de nouvelles sources de cellules implantables constituent les axes principaux des travaux récents.Étudier l'efficacité des thérapies cellulaires n'est pas une tâche facile et de nouveaux outils sont nécessaires pour examiner les mécanismes impliqués dans le processus thérapeutique. Nous avons conçu un protocole expérimental permettant d'observer les connexions cellulaires et même les mécanismes subcellulaires durant l'ischémie, la lésion de perfusion et après la transplantation de cellules souches. Selon nos critères de conception, notre système entièrement in vitro ne contient que les cellules hôtes et les cellules donneuses.Il est donc isolé du tissu environnant. Mesure continue de la viabilité cellulaire avant, pendant et après la lésion, pendant jusqu'à 24 heures. Et identification claire des deux populations cellulaires afin de pouvoir suivre le devenir des cellules greffées.Afin d'atteindre cet objectif, nous avons mis en place un protocole de privation d'oxygène et de glucose, couramment abrégé en OGD, suivi d'une période de réoxygénation. Notre choix de cellules hôtes s'est porté sur des cellules C2C12, une lignée cellulaire connue de myoblastes cardiaques rouges. Après l'OGD, les cellules endommagées ont été soutenues par la transplantation de cellules souches mésenchymateuses dérivées de la moelle osseuse, ajoutées à la culture.Ce dispositif nous a permis d'étudier les connexions intercellulaires à l'aide de la forêt confocale et de la microscopie, et de quantifier le taux de survie des cellules endommagées par cytométrie en flux. Mettons-nous au travail et voyons comment nous procédons. Retirez le milieu de culture des cellules H nine C two.Laver les cellules deux fois avec du PBS et les digérer avec de la trypsine-EDTA à 0,05 % en plaçant les boîtes de Pétri pendant cinq minutes. Dans un incubateur à 37 degrés, inhiber la trypsine avec du milieu de culture DMEM. Centrifuger les cellules à 1200 tr/min pendant huit minutes.Après avoir retiré le surnageant, resuspendre les cellules dans un millimètre de milieu de culture DMEM, compter les cellules à l’aide d’un cytomètre en utilisant la coloration au bleu de trypan : 30 000 cellules H9c2 par puits. Dans une plaque de 12 puits, placer la plaque dans l’incubateur à 37 degrés Celsius et à base de dioxyde de carbone pendant 24 heures. Retirer le milieu par aspiration, laver les cellules deux fois avec du PBS.Ajouter trois millimètres de milieu sans glucose. Placer la plaque dans le système d'incubation des cellules. Commencer l'apport de gaz azote pour chasser l'oxygène du système d'incubation.Attendre que le taux d'oxygène atteigne 0,5 %. Ensuite, démarrer le chronomètre. Un taux d'oxygène de 0,5 % correspond à une pression partielle d'environ trois millimètres de mercure ; soumettre les cellules à 150 minutes d'ischémie simulée. Pendant l'ischémie, les cellules se détachent de la surface et leur membrane commence à présenter des bulles. Nous avons constaté que chaque population nécessite des durées légèrement différentes pour atteindre un taux de détachement cellulaire de 60 à 80 %.C'est pourquoi nous recommandons de commencer par l'incubation deux R. Et si cela ne suffit pas, d'augmenter la durée de la DGO. Dans notre cas, les cellules âgées de neuf C deux nécessitent généralement de 150 à 70 minutes de DGO à la fin de l'ischémie simulée.Retirer le milieu sans glucose des cellules et ajouter au pipetage le milieu de culture normal dans les puits. Placer une plaque de 12 puits pendant 30 minutes dans l'incubateur à 37 degrés avec du dioxyde de carbone. Cette étape correspond à la période de reperfusion.Pendant l'ischémie simulée, préparez les cellules de sauvetage pour la transplantation. Diluez le milieu fluorescent, le DID vibrant, au ratio de un à 200 dans le milieu de culture DMEM. Aspirez le milieu des cellules de sauvetage et ajoutez 300 microlitres de DMEM provenant des boîtes de Petri vibrant Brent Place pendant 30 minutes dans l'incubateur à 37 degrés avec du dioxyde de carbone.Après 30 minutes à la fin de la reperfusion, ajouter mille cellules souches mésenchymateuses par puits aux myoblastes cardiaques post-ischémiques H nine C two. Les étapes initiales sont identiques à celles de la mise en culture des H nine C two : lavage deux fois avec du PBS, trypsination et comptage. Placer la co-culture de cellules dans l'incubateur à 37 degrés Celsius et à atmosphère de dioxyde de carbone pendant 24 heures.Après 24 heures, récoltez le milieu de culture ainsi que les cellules adhérentes des puits avec ization. Il est très important de recueillir également le milieu de culture, car certaines cellules mortes peuvent s'être détachées de la surface de la boîte de culture pendant l'incubation de 24 heures.Suspendre les cellules dans 500 microlitres de solution vivant-mort-mourant, cinq NMO de calcium et 400 NMO d'homodimère d'Ethereum dans du PBS à cinq fois 10 à la puissance quatre cellules par millilitre. En cas de cocultures, les cellules souches mésenchymateuses sont distinguées des cellules H nine C two par marquage fluorescent spécifique des cellules. Ainsi, il est possible de détecter la fusion cellulaire et les sites de contact entre cellules.Le ratio de cellules mortes peut être évalué dans quatre champs indépendants, en utilisant un objectif de 10 fois pour chaque culture de manière aveugle, ce qui fournit un résultat reproductible du nombre de cellules. Transférez les cellules dans des tubes pour cytométrie en flux. Lancez le logiciel Cell Quest Pro pour configurer le cytomètre en flux en vue de la mesure.Préparez des échantillons témoins de cellules vivantes et mortes. Les cellules vivantes sont cultivées à la même densité dans des conditions normales et marquées au calcium. Les cellules mortes sont préparées par un traitement d'une heure avec du peroxyde d'hydrogène à 10 micromole, marquées à l'Éthidium homodimère, puis récoltées de la même manière ; les réglages de l'appareil doivent être ajustés de sorte que les cellules vivantes soient positives au calcium et négatives pour l'Éthidium homodimère.Alors que les cellules mortes sont négatives pour le calcium et positives pour l'homodimère d'éthidium, le pourcentage de ces populations peut être exprimé sous forme de barres sur un graphique et une analyse statistique peut être effectuée sur ces valeurs. Nous avons constaté que l'ajout de cellules souches saines augmente le ratio de cellules survivantes dans la population. Fait intéressant, nous avons également observé que les cellules qui ont été sauvées après la lésion peuvent être sélectionnées par tri, à la fois par rapport à celles qui étaient mortes et à celles qui sont restées vivantes.Nous pensons que cette population justifie des investigations supplémentaires. Après avoir visionné cette vidéo, vous devriez avoir une bonne compréhension de la manière de réaliser des expériences d'ischémie simulée avec une transplantation de cellules souches in vitro de façon standardisée. Voilà donc tout.Merci d'avoir regardé et bonne chance dans vos expériences. Si vous avez des questions techniques, n'hésitez pas à nous contacter. Nous serons là pour vous aider.

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