Name: Construction dun hydrogel de collagène pour la prestation de souches microsphères Cell-chargé Chitosan (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2012-06-01T12:00:00.000+00:00
Duration: 9 min 39 s
Description: Découvrez une méthode de livraison de cellules souches à base de chitosan pour la médecine régénérative. Ce protocole utilise des microsphères de chitosan et un hydrogel de collagène pour maintenir la multipotence des cellules.

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1. Isoler des cellules souches dérivées du tissu adipeux (ASC) Remarque: Toutes les procédures ont été réalisées à température ambiante, sauf indication contraire. <ol><li> Isoler adipeux périrénal chez le rat et de l&#39;épididyme et laver avec une solution stérile de Hank saline tamponnée (HBSS) contenant 1% de sérum de veau fœtal (FBS), comme décrit précédemment 6. </li><li> Émincer le tissu et le transfert 1-2 g dans 25 ml de HBSS contenant 1% de FBS dans un tube de 50 ml et centrifuger à 500 g pendant 8 min à température ambiante. </li><li> Recueillir la couche flottante du tissu adipeux et le transfert de 125 ml Erlenmeyer et traiter avec 25 ml de collagénase de type II (200 U / ml) dans du HBSS pendant 45 min à 37 ° C sur un agitateur orbital (125 rpm). </li><li> Retirer soigneusement la fraction liquide (ci-dessous d&#39;huile et de la couche adipeux) et filtrer séquentiellement à travers un filtre de maille en nylon 100-um et 70-um. Centrifuger le filtrat à 500 g pendant 10 min à température ambiante, aspirer le supernatant et laver le culot deux fois avec HBSS mL ​​25. </li><li> Remettre en suspension le culot cellulaire dans 50 ml de milieu de croissance (MesenPRO RS moyen basal) supplémenté avec supplément MesenPRO croissance RS, antibiotiques antimycosiques (100 U / ml de pénicilline G, 100 ug / ml de sulfate de streptomycine, et 0,25 pg / ml d&#39;amphotéricine B) , et 2 mM de L-glutamine et les cellules de pipette en 2 flacons T75 (25 ml / flacon). </li><li> Culture de l&#39;ASC dans un 5% de CO 2 incubateur humidifié à 37 ° C (Passage 2-4 ASC sont utilisés pour toutes les expériences). </li></ol> 2. Préparation Chitosan microsphères (CSM) Remarque: Toutes les procédures ont été réalisées à température ambiante, sauf indication contraire. <ol><li> CSM sont préparés par un procédé de l&#39;eau dans l&#39;huile d&#39;émulsification avec une technique de coacervation ionique à l&#39;aide de notre précédente protocole n ° 6. Émulsionner une solution aqueuse de chitosane (6 ml de 3% p / v chitosane dans 0,5 M d&#39;acide acétique) dans une 100 mL de mélange une phase huileuse comprenant de sojal&#39;huile, le n-octanol (1:2 en volume / volume) et de 5% de sorbitan mono-oléate (travée 80) émulsifiant, en utilisant de tête (1700 tpm) et agitation magnétique (1000 tpm) simultanément, dans des directions opposées. Cette double méthode de mélange assure que les micelles formées très tôt, avant la réticulation se produit peut rester en solution et non pas se déposent au fond. En outre, l&#39;agitation magnétique bar aides en de-agrégation chitosane lors de la formation de micelles et rigidification. </li><li> Le mélange est agité en continu pendant environ 1 heure jusqu&#39;à ce qu&#39;une stable eau-dans-huile est obtenue. Réticulation ionique est initiée par l&#39;ajout de 1,5 ml à 1% p / v d&#39;hydroxyde de potassium dans du n-octanol toutes les 15 minutes pendant 4 h (24 totale ml). </li><li> Après l&#39;achèvement de la réaction de réticulation, lentement décanter la phase huileuse de la CSM mélange contenant et ajouter immédiatement les sphères à 100 ml d&#39;acétone. Laver les sphères avec de l&#39;acétone jusqu&#39;à ce que la phase huileuse est complètement enlevé. </li><li> Sécher les sphères récupérés dans un dessiccateur à vide et de l&#39;anusYZE sans autre traitement. La taille moyenne des particules de CSM, la surface par milligramme et l&#39;unité de volume cubique a été déterminée en utilisant un analyseur de taille de particules. </li><li> Pour les expériences ultérieures, se laver trois fois avec du CSM de l&#39;eau stérile pour éliminer les sels résiduels et stériliser à l&#39;alcool absolu. </li></ol> 3. Détermination du nombre de groupes amino libres dans CSM Remarque: Toutes les procédures ont été réalisées à température ambiante, sauf indication contraire. <ol><li> Déterminer le nombre de groupes amino libres présents dans CSM après réticulation ionique en utilisant le test trinitro benzènesulfonique (TNBS) de Bubins et Ofner 7. Incuber 5 mg de microsphères avec 1 ml de solution TNBS 0,5% dans un tube de 50 ml en verre pendant 4 h à 40 ° C et hydrolyser avec l&#39;ajout de 3 ml de HCl 6N à 60 ° C pendant 2h. </li><li> Refroidir les échantillons à température ambiante, et d&#39;extraire les TNBS libres en ajoutant 5 ml d&#39;eau déminéralisée et 10 ml d&#39;éthyléther. </li><li> Chauffer une partie aliquote de 5 ml de la phase aqueuse à 40 ° C dans un bain-marie pendant 15 min à s&#39;évaporer toute l&#39;éther résiduel, refroidir à température ambiante, et diluer avec 15 ml d&#39;eau. </li><li> Mesurer l&#39;absorbance à 345 nm avec un spectrophotomètre utilisant une solution de chitosane TNBS sans que l&#39;ébauche et le chitosane utilisé pour la préparation CSM pour déterminer le nombre total de groupes amino. Estimer le nombre de groupes amino libres du CSM par rapport au chitosane. </li></ol> 4. Chargement en ASC CSM Remarque: Toutes les procédures ont été réalisées à température ambiante, sauf indication contraire. <ol><li> Equilibrer 5 mg de CSM stérilisés de l&#39;article 2.5 dans HBSS stériles nuit et ajouter à un 8-um taille des pores membranaires insert plaque de culture (24-puits). </li><li> Après le CSM se sont installés sur la membrane, aspirer délicatement les HBSS et ajouter 300 ul de milieu de croissance à l&#39;intérieur de l&#39;insert et 700 ul de milieu de croissance pour ee extérieur de l&#39;insert. </li><li> Resuspendre ASC à la concentration appropriée (1 x 10 4 à 4 x 10 4) dans 200 pi de milieu de croissance et de semences au cours de la CSM intérieur de l&#39;insert plaque de culture. Le volume final du milieu au sein de l&#39;insert de culture, après le semis, est de 500 pi. </li><li> Incuber la tête de série ASC sur CSM pendant 24 h dans un 5% de CO 2 incubateur humidifié à 37 ° C. </li></ol> 5. Déterminer le pourcentage de chargement ASC et la viabilité cellulaire en CSM Remarque: Toutes les procédures ont été réalisées à température ambiante, sauf indication contraire. <ol><li> Après incubation, la collecte du CSM ASC-chargée dans un microtube de 1,5 ml stérile sans perturber les cellules qui ont migré dans la membrane d&#39;insertion. </li><li> Retirez le milieu résiduel et ajouter 250 ul de milieu de croissance frais dans le tube. </li><li> Pour chaque tube ajouter 25 ul MTT [3 - (4,5-dimethylthiozole-2-yl) -2,5-diphényltétrazolium]solution (5 mg / ml) et incuber pendant 4 h dans un 5% de CO 2 incubateur humidifié à 37 ° C. </li><li> Après incubation, éliminer le milieu, ajouter 250 ul de diméthylsulfoxyde, et le vortex le mélange pendant 2-5 min pour solubiliser le complexe de formazan. </li><li> Centrifuger le CSM à 2700 x g pendant 5 min, et de déterminer l&#39;absorbance surnageant mesurée à 570 nm en utilisant 630 nm comme référence. </li><li> Déterminer le nombre de cellules associée avec le CSM par rapport à la valeur d&#39;absorbance obtenue à partir des numéros connus de l&#39;ASC viable. </li></ol> 6. Caractériser ASC-CSM-Embedded gel de collagène Remarque: Toutes les procédures ont été réalisées à température ambiante, sauf indication contraire. <ol><li> Mélange ASC-chargé CSM (5 mg contenant ≈ 2 x 10 4 cellules) avec collagène de type 1 (7,5 mg / ml) extrait à partir du tendon de queue de rat selon la méthode de Bornstein 8 et la fibrillation, après ajustement du pH à 6,8 à l&#39;aide de NaOH 2 N. </li&gt; <li> Ajouter la fibrille collagène-ASC-CSM mélange sur une plaque de 12 puits et incuber pendant 30 min à une 5% de CO 2 incubateur humidifié à 37 ° C. </li><li> Après la fibrillation complète, incuber les gels de collagène-ASC-CSM pour un maximum de 14 jours dans un 5% de CO 2 incubateur humidifié à 37 ° C. </li><li> Libération et migration de cellules de CSM dans le gel ont été observés en utilisant des techniques de microscopie standard. </li></ol> 7. Les résultats représentatifs Dans la présente étude, nous avons développé une stratégie in vitro pour produire des cellules souches à partir de chitosane microsphères (CSM) dans un gel de collagène échafaud. CSM poreuse de taille uniforme (175-225 m de diamètre) et la composition ont été préparée et utilisée en tant que supports de cellules (figure 2). Sur incubation ASC avec le CSM, les cellules attaché à une concentration de 2 x 10 4 cells/5mg du CSM. Les cellules étaient capables de se propager au cours de la microsphère, tout en étendant filopodesdans les interstices de la microsphère poreux (figure 3). Une fois que le CSM cellule-chargé ont été mélangées avec le gel de collagène, les cellules immédiatement commencé migrer dans les gels (figure 4). <img alt="Tableau une" src="/files/ftp_upload/3624/3624table1.jpg" /> Tableau 1. Avantages biologiques pour l&#39;utilisation de chitosane et de collagène dans un système de délivrance de cellules souches. <img alt="Figure 1" src="/files/ftp_upload/3624/3624fig1.jpg" /> Figure 1. Schéma illustrant la stratégie globale de la double utilisation des ASC-CSM échafaudages de collagène chargés. Les figures 2, 3, et 4 sont annotés dans le schéma pour aider à l&#39;interprétation des images. <img alt="Figure 2" src="/files/ftp_upload/3624/3624fig2.jpg" /> Figure 2. Représentation schématique illustrant le processus d&#39;ensemencement des cellules souches sur le chitosane microsphères. Le process implique la co-culture avec ASC CSM dans un 8 - um taille des pores de membrane plaque d&#39;insertion de la culture. Après 24 heures, les microsphères sont retirés de l&#39;insert et sont prêts pour l&#39;enrobage dans une matrice biomatériau. <img alt="Figure 3" src="/files/ftp_upload/3624/3624fig3.jpg" /> Figure 3. La caractérisation morphologique des CSM-chargé avec ASC. Groupe A représente la microscopie optique de ASC-chargé CSM, tandis que le panneau B montre le même champ de vision superposée à une image obtenue par microscopie confocale de fluorescence. ASC ont été préchargé avec calcéine AM (vert). Groupe C représente une image d&#39;une image MEB d&#39;une microsphère vide, tandis que le panneau D montre des cellules chargées sur la microsphère (astérisques). L&#39;image TEM dans E panneau montre une section transversale d&#39;un microsphère déchargé. Une multitude de pores et les fissures sont situées tout au long de la microsphère. Groupe F montre une microsphère coupe transversale avec des cellules (flèches) attaché et l&#39;extension des filopodes dans le CREvices. Grossissements originales: A &amp; B = 70X; C = 500x, D = 2.000 x; E &amp; F = 2.500 x. <img alt="Figure 4" src="/files/ftp_upload/3624/3624fig4.jpg" /> Figure 4. Migration des ASC du CSM dans l&#39;échafaudage de collagène en trois dimensions. Les panneaux A et B représentent le CSM avec des cellules migrent d&#39;microsphères et dans la matrice de collagène, le jour 3 (A flèches,). Le panneau B montre une culture similaire, après 12 jours. Microscopie électronique à transmission (TEM) des images sont représentées en C, D et E. Les astérisques en C et D montrent une microsphère qui a été coupe transversale avec des cellules migrent de la microsphère (flèches). Un plus fort grossissement du panneau D est représenté dans panneau E, et montre filopodes cellule attachée aux fibrilles de collagène (en médaillon). Le grossissement est de: A &amp; B = 100x; C &amp; D = 6.000 x; E = 20.000 x, encart = 150000 x. <img alt="Figure 5" src="/files/ftp_upload/3624/3624fig5.jpg" /> Figure 5.Schéma illustrant les utilisations de vastes CSM en médecine régénérative et la livraison de drogue.

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Aucun des intérêts concurrents financiers existent. Avertissements Les opinions ou affirmations contenues dans ce document sont les opinions personnelles des auteurs et ne doivent pas être interprétées comme officielle ou reflétant les vues du ministère de la Défense ou le gouvernement des États-Unis. Les auteurs sont des employés du gouvernement des États-Unis, et ce travail a été préparé dans le cadre de leurs fonctions officielles. Tous les travaux ont été soutenus par le US Army Medical Research et le Commandement du matériel. Cette étude a été menée selon un protocole révisé et approuvé par le US Army Medical Research et le Commandement du matériel Conseil d&#39;examen du institutionnelle, et en conformité avec le protocole approuvé.

Un obstacle majeur à base de cellules souches est un traitement au point des méthodes efficaces pour la livraison des cellules dans les régions spécifiées pour la réparation. En raison de la variabilité patient à patient, le type de tissu, la taille et la profondeur des blessures, la méthodologie de cellules souches offrant doit être déterminée au cas par cas. Bien que l&#39;incorporation des cellules souches au sein d&#39;une matrice et de les livrer à l&#39;endroit de la plaie semble être une approche logique suivante...

<table border="1" ><tbody><tr><td> Nom du réactif / équipements </td><td> Entreprise </td><td> Numéro de catalogue </td><td> Commentaires </td></tr><tr><td> Hanks BalancedSalt Solution (HBSS) </td><td> Gibco </td><td> 14175 </td><td> Consommables </td></tr><tr><td> Sérum fœtal bovin </td><td> Hyclone </td><td> SH30071.03 </td><td> Consommables </td></tr><tr><td> Collagénase de type II </td><td> Sigma-Aldrich </td><td> C6685 </td><td> Consommables </td></tr><tr><td> 70-um filet de nylon filtre </td><td> BD Biosciences </td><td> 352350 </td><td> Consommables </td></tr><tr><td> 100 um en filet de nylon filtre </td><td> BD Biosciences </td><td> 352360 </td><td> Consommables </td></tr><tr><td> Système MesenPRO moyen de croissance </td><td> Invitrogen </td><td> 12746-012 </td><td> Consommables </td></tr><tr><td> L-glutamine </td><td> Gibco </td><td> 25030 </td><td> Consommables </td></tr><tr><td> T75 flacon de culture tissulaire </td><td> BD Biosciences </td><td> 137787 </td><td> Consommables </td></tr><tr><td> Chitosan </td><td> Sigma-Aldrich </td><td> 448869 </td><td> Consommables </td></tr><tr><td> Acide acétique </td><td> Sigma-Aldrich </td><td> 320099 </td><td> Consommables </td></tr><tr><td> N-octanol </td><td> Acros Organics </td><td> 150630025 </td><td> Consommables </td></tr><tr><td> Sorbitan-Mono-oléate </td><td> Sigma-Aldrich </td><td> S6760 </td><td> Consommables </td></tr><tr><td> Hydroxyde de potassium </td><td> Sigma-Aldrich </td><td> P1767 </td><td> Consommables </td></tr><tr><td> Acétone </td><td> Fisher Scientific </td><td> L-4859 </td><td> Consommables </td></tr><tr><td> L&#39;éthanol </td><td> Sigma-Aldrich </td><td> 270741 </td><td> Consommables </td></tr><tr><td> Trinitro benzènesulfonique </td><td> Sigma-Aldrich </td><td> P2297 </td><td> Consommables </td></tr><tr><td> Acide chlorhydrique </td><td> Sigma-Aldrich </td><td> 320331 </td><td> Consommables </td></tr><tr><td> Ether éthylique </td><td> Sigma-Aldrich </td><td> 472-484 </td><td> Consommables </td></tr><tr><td> 8-um Insère tissus plaque de culture </td><td> BD Biosciences </td><td> 353097 </td><td> Consommables </td></tr><tr><td> Tubes à centrifuger de 1,5 ml </td><td> Pêcheur </td><td> 05-408-129 </td><td> Consommables </td></tr><tr><td> Réactif MTT </td><td> Invitrogen </td><td> M6494 </td><td> Consommables </td></tr><tr><td> Diméthylsulfoxyde </td><td> Sigma-Aldrich </td><td> D8779 </td><td> Consommables </td></tr><tr><td> Qtracker portable kit de marquage (Q Tracker 655) </td><td> Sondes moléculaires </td><td> Q2502PMP </td><td> Consommables </td></tr><tr><td> Collagène de type 1 </td><td> Travigen </td><td> 3447-020-01 </td><td> Consommables </td></tr><tr><td> Hydroxyde de sodium </td><td> Sigma-Aldrich </td><td> S8045 </td><td> Consommables </td></tr><tr><td> Plaques à 12 puits de culture de tissus </td><td> BD Biosciences </td><td> 353043 </td><td> Consommables </td></tr><tr><td> Centrifuger </td><td> Eppendorf </td><td> 5417R </td><td> Équipement </td></tr><tr><td> Orbital Shaker </td><td> Nouveau-Brunswick Scienctific </td><td> C24 </td><td> Équipement </td&gt; </tr><tr><td> Incubateur humidifié avec du CO de l&#39;air-5% 2 </td><td> Thermo Scientific </td><td> Modèle 370 </td><td> Équipement </td></tr><tr><td> Agitateur à hélice </td><td> IKA </td><td> Visc6000 </td><td> Équipement </td></tr><tr><td> Agitateur magnétique </td><td> Corning </td><td> PC-210 </td><td> Équipement </td></tr><tr><td> Dessiccateur à vide </td><td> - </td><td> - </td><td> Équipement </td></tr><tr><td> Analyseur granulométrique </td><td> Malvern </td><td> STP2000 Spraytec </td><td> Équipement </td></tr><tr><td> Bain d&#39;eau </td><td> Fisher Scientific </td><td> Isotemp210 </td><td> Équipement </td&gt; </tr><tr><td> Spectrophotomètre </td><td> Beckman </td><td> Beckman Coulter Spectrophotomètre DU800UV/Visible </td><td> Équipement </td></tr><tr><td> Vortex </td><td> Diagger </td><td> 3030a </td><td> Équipement </td></tr><tr><td> Lecteur de microplaques </td><td> Molecular Devices </td><td> SpectraMax M2 </td><td> Équipement </td></tr><tr><td> Lumière / microscope à fluorescence </td><td> Olympe </td><td> IX71 </td><td> Équipement </td></tr><tr><td> Microscope confocal </td><td> Olympe </td><td> FV-500 microscope confocal à balayage laser </td><td> Équipement </td></tr><tr><td> Microscope Electronique à Balayage </td><td> Carl Zeiss MicroImaging </td><td> Leo 435 VP </td><td> Équipement </td></tr><tr><td> Microscope électronique à transmission </td><td> JEOL </td><td> JEOL 1230 </td><td> Équipement </td></tr></tbody></table>

construction d&#39;un hydrogel de collagène pour la prestation de souches microsphères cell-chargé chitosan

Constructing a Collagen Hydrogel for the Delivery of Stem Cell-loaded Chitosan Microspheres

Les cellules souches multipotentes ont été révélées extrêmement utiles dans le domaine de la médecine régénérative 1-3. Cependant, afin d&#39;utiliser efficacement ces cellules pour la régénération tissulaire, un certain nombre de variables doivent être prises en compte. Ces variables comprennent: le volume total et de la surface du site d&#39;implantation, les propriétés mécaniques du tissu et le micro-tissu, qui comprend le montant de la vascularisation et les composants de la matrice extracellulaire. Par conséquent, les matériaux utilisés pour la prestation de ces cellules doit être biocompatible avec une composition chimique définie tout en conservant une résistance mécanique qui imite le tissu hôte. Ces matériaux doivent aussi être perméable à l&#39;oxygène et de nutriments pour fournir un microenvironnement favorable à cellules de se fixer et de proliférer. Chitosan, un polysaccharide cationique avec une excellente biocompatibilité, peut être facilement modifiée chimiquement et a une forte affinité pour se lier avec in vivo macromolecules 4-5. Chitosane imite la partie glycosaminoglycane de la matrice extracellulaire, lui permettant de fonctionner en tant que substrat pour l&#39;adhérence cellulaire, la migration et la prolifération. Dans cette étude, nous utilisons le chitosane sous forme de microsphères de produire des cellules souches adipeuses (ASC) dans un collagène en fonction échafaudage tridimensionnel 6. Un idéal de cellule à microsphère rapport a été déterminée par rapport au temps d&#39;incubation et la densité cellulaire de réaliser nombre maximum de cellules qui peuvent être chargés. Une fois l&#39;ASC sont ensemencées sur les microsphères de chitosan (CSM), ils sont intégrés dans un échafaudage de collagène et peut être maintenue en culture pendant de longues périodes. En résumé, cette étude fournit une méthode pour justement offrir des cellules souches au sein d&#39;un échafaudage tridimensionnel biomatériau.

Un obstacle majeur dans actuelles thérapies par cellules souches est de déterminer la méthode la plus efficace de fournir à ces cellules de tissus de l&#39;hôte. Ici, nous décrivons une méthode de livraison à base de chitosan qui est efficace et simple dans l&#39;approche, tout en permettant aux cellules souches adipeuses pour maintenir leur multipotence.

Construction d&#39;un hydrogel de collagène pour la prestation de souches microsphères Cell-chargé Chitosan

Il a été démontré que les cellules souches multipotentes sont extrêmement utiles dans le domaine de la médecine régénérative1-3. Cependant, afin d'utiliser ces cellules efficacement...

Ce protocole propose une stratégie in vitro permettant d'acheminer des cellules souches à partir de microsphères de chitosane vers un support tridimensionnel en gel de collagène, puis de les récolter et de les cultiver. Les cellules souches adipeuses primaires émulsifient ensuite et récupèrent une préparation de microsphères de chitosane. Ensuite, les cellules souches sont ensemencées sur les microsphères de chitosane et cultivées dans un insert de plaque de culture doté d'une membrane dont la taille des pores est de huit microns, afin de produire un CSM chargé en CS. Enfin, le système d'acheminement par microsphères est mélangé à un support tridimensionnel en gel de collagène.En fin de compte, ce système de MCS offre un potentiel d'utilisation en médecine régénérative et pour la délivrance de médicaments. Le principal avantage de cette technique par rapport aux méthodes existantes telles que l'injection de cellules ou la microencapsulation réside dans la capacité des cellules à s'attacher à un matériau porteur et à persister après l'application initiale. Généralement, les personnes novices dans cette méthode éprouveront des difficultés car les microsphères d'esan possèdent une cha

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Création de micro-tissus en utilisant des gels de collagène cylindriques, appelés modules, qui contiennent des cellules embarqués et dont la surface est recouverte de cellules endothéliales.

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Ce protocole met l'accent sur l'utilisation de la capacité inhérente de cellules souches de prendre exemple sur leur matrice extracellulaire environnante et être amené à se différencier en de multiples phénotypes. Ce manuscrit méthodes étend notre description et la caractérisation d'un modèle utilisant un hydrogel bicouche, composé de PEG-fibrine et le collagène, à la fois co-différencier les cellules souches...

Le façonnage d&#39;une bicouche Hydrogel de contrôler la différenciation ASC

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3D hydrogel échafaudages pour articulaire chondrocytes Culture and Cartilage Generation

Le collagène est une composante essentielle de l'ECM, et fournit des indices essentiels pour plusieurs processus cellulaires allant de la migration vers la différenciation et la prolifération. Pourvu ici est un protocole pour l'intégration des cellules dans les hydrogels de collagène 3D, et une technique plus avancée pour générer des matrices de collagène randomisées ou alignées à l'aide de microcanaux PDMS.

Préparation de la 3D collagène Gels et microcanaux pour l&#39;étude des interactions 3D<em&gt; In Vivo</em

Nous décrivons ici une préparation facile des hydrogels injectables axée sur le chitosan aide chimie dynamique imine. Méthodes pour ajuster la résistance mécanique de l’hydrogel et son application en culture cellulaire 3D sont présentés.

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Cet article décrit l’encapsulation de cellules souches pluripotentes humaines (CSEh) à l’aide d’un dispositif de focalisation à flux coaxial. Nous démontrons que cette technologie d’encapsulation microfluidique permet la formation efficace de sphéroïdes hPSC.

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Le présent protocole décrit une méthode non basée sur l’émulsion pour la fabrication de microgels de chitosane-genipine. La taille de ces microgels peut être contrôlée avec précision et ils peuvent présenter un gonflement dépendant du pH, se dégrader in vivo et être chargés de molécules thérapeutiques qui se libèrent au fil du temps de manière soutenue, ce qui les rend très pertinents pour les applications d’ingénierie tissulaire.

Fabrication de microgels de chitosane-genipine à taille contrôlée et sans émulsion pour des applications d’ingénierie tissulaire

Ce protocole démontre l’utilisation d’un canal microfluidique avec une géométrie changeante le long de la direction d’écoulement du fluide pour générer une déformation d’extension (étirement) afin d’aligner les fibres dans un hydrogel de collagène 3D (&lt;250 μm d’épaisseur). L’alignement résultant s’étend sur plusieurs millimètres et est influencé par la vitesse de déformation extensionnelle.

Hydrogels de collagène 3D Microtechnique avec alignement de fibres à longue portée

La thérapie osseuse par ossification endochondrale par implantation de tissu cartilagineux artificiel produit à partir de cellules souches mésenchymateuses a le potentiel de contourner les inconvénients des thérapies conventionnelles. Les hydrogels d’acide hyaluronique sont efficaces pour mettre à l’échelle des greffes de cartilage uniformément différenciées ainsi que pour créer un os intégré avec vascularisation entre les greffons fusionnés in vivo.

Formation osseuse intégrée par ossification endochondrale in vivo à l’aide de cellules souches mésenchymateuses

Découvrez une méthode de livraison de cellules souches à base de chitosan pour la médecine régénérative. Ce protocole utilise des microsphères de chitosan et un hydrogel de collagène pour maintenir la multipotence des cellules.

Construction d'un hydrogel de collagène pour la prestation de souches microsphères Cell-chargé Chitosan

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