Les méthodes de l'administration par voie intraveineuse auto dans un modèle de souris
8 décembre 2012
L'auto-administration intraveineuse (IVSA) paradigme est considéré comme l'étalon-or en examinant les propriétés de renforcement de l'abus des drogues chez les rongeurs. Ce manuscrit décrit les procédures expérimentales et des techniques chirurgicales nécessaires pour obtenir des données fiables IVSA. En particulier, l'implantation et l'entretien méticuleux cathéter sont mis en évidence.
Bonjour, je m’appelle Elizabeth Kotick et je travaille du laboratoire de la Dre Katherine Gill à l’unité de toxicomanie du Centre universitaire de santé McGill. Aujourd’hui, je vais vous montrer comment effectuer la chirurgie de cathétérisme nécessaire à la réalisation d’études d’auto-administration intraveineuse. Je vais vous montrer comment insérer le cathéter ainsi que quelques conseils pour maintenir la perméabilité du cathéter.
Lors des séances d’auto-administration intraveineuse de nicotine, les animaux sont reliés à Tai sur des tubes en plastique et les perfusions de nicotine sont délivrées par les pompes à perfusion attachées. Les boîtes opérantes ont été achetées auprès d’associés médicaux. Chaque boîtier est équipé de deux leviers de souris ultrasensibles.
Il y a quelques éléments qui doivent être préparés avant la chirurgie afin d’insérer le cathéter dans la veine. Une aiguille de calibre 20 doit être adaptée pour faire glisser le tube dans la veine. Rasez environ deux centimètres de la partie supérieure de la tige de l’aiguille, en créant un canal qui sera utilisé pour guider le tube du cathéter dans la veine.
Ensuite, préparez les seringues pour le rinçage et la vérification du cathéter. 12 centimètres de tube sont attachés à une extrémité à l’aiguille de calibre 26 de la seringue tandis que l’autre extrémité est étirée sur une aiguille de calibre 23. Afin de faciliter la fixation du tube sur la canule du cathéter, vous aurez besoin de deux seringues comme celle-ci remplies de la solution héparinée de T carcin, l’autre de solution saline.
Enfin, préparez le capuchon de la canule du cathéter. La canule du cathéter doit être bouchée afin d’empêcher les débris de pénétrer. Ces capuchons sont fabriqués en étirant un tube en plastique sur des aiguilles de calibre 23.
Le tube est coupé à un centimètre de la pointe de l’aiguille et l’extrémité ouverte est fondue Pour sceller le tube, une solution saline est poussée à travers l’aiguille pour s’assurer qu’il n’y a pas de fuites dans les capuchons. Les cathéters de souris ont été obtenus à partir de Cam Cs au Royaume-Uni. Coupez l’excès de tube du cathéter de manière à ce qu’il y ait 1,2 centimètre de l’extrémité de la poire du cathéter.
Ensuite, fixez la seringue contenant du sérum physiologique à la canule métallique extérieure du cathéter et rincez pour inspecter les fuites. Les Mis sont anesthésiés à l’aide d’un gaz fluoré mélangé à de l’oxygène et sont maintenus sous anesthésie pendant toute la durée de la chirurgie. À l’aide d’un tube respiratoire, les niveaux d’oxygène et de fluor sont réglés en fonction du poids corporel de l’animal et sont ajustés au besoin pendant la chirurgie, assurez-vous que l’animal est correctement anesthésié en pinçant ses pattes arrière avec votre pince et surveillez la souris tout au long de la chirurgie pour détecter la détresse respiratoire et la profondeur de l’anesthésie.
Comme la chirurgie dure entre 20 et 30 minutes, appliquez un lubrifiant pour les yeux sur les deux yeux. La souris est rasée avant la chirurgie. Préparez un espace pour la base du cathéter sur le dos de l’animal.
Tirez doucement la peau sur le dos de l’animal et faites une petite incision longitudinale au milieu de l’omoplate d’environ deux centimètres de long. En commençant à mi-chemin sur le dos et en s’étendant juste en dessous du cou. Séparez le tissu conjonctif pour faire de la place pour la base du cathéter et appliquez une solution saline sur l’incision.
Tirez doucement sur la peau des deux côtés de l’incision et retournez l’animal. La veine tégulaire droite se trouvera superficiellement sous la peau du cou et peut être exposée en faisant une incision peu profonde en S. Faites une coupe diagonale d’environ un à deux centimètres de long, s’étendant autour de la clavicule droite, en remontant vers la mâchoire de l’animal.
Le tube de la base du cathéter doit être amené à travers l’incision ventrale du cou pour être accessible pour être inséré dans la veine. Guidez la pince sous la peau des épaules et percez le tissu conjonctif. Pour atteindre l’incision dorsale, tirez le tube à travers la peau jusqu’à l’ouverture ventrale autour du cou de l’animal.
Saisissez l’extrémité du tube à l’aide de pinces artérielles et laissez-la serrée par le côté droit de l’animal. Appliquez une solution saline sur l’incision, isolez la veine jugulaire droite. Éloignez très doucement tout tissu conjonctif et adipeux qui pourrait obstruer votre vue et localisez la veine.
Soulevez doucement la veine autour du haut et utilisez la pince incurvée pour briser le tissu adipeux et le tissu conjonctif autour et sous la veine. Placez la pince incurvée sous la veine et ouvrez-les avec votre main libre. Passez une barre de plastique stérile sous la veine.
Une fois que la veine est élevée, retirez juste assez de graisse pour vous donner une vue claire et dégagée de la veine. Versez périodiquement une solution saline sur la veine exposée pour la garder humide. Préparez des nœuds de suture autour de la veine pour pouvoir fixer le tube du cathéter en place une fois qu’il est inséré dans la jugulaire.
Suture sous la veine aux deux extrémités et fait un seul nœud ouvert très lâche à chaque extrémité. Enfilez le tube du cathéter dans le nœud supérieur et enroulez-le sur le fil de suture jusqu’au reste sur l’épaule droite. Poussez une solution saline à travers le cathéter pour alourdir le tube afin d’insérer le tube du cathéter dans la veine jugulaire.
L’aiguille de calibre 20 modifiée est utilisée pour percer la veine, mouiller la veine et l’aiguille d’insertion avec une solution saline pour réduire la friction lors de l’insertion, tirer doucement sur la barre en plastique et insérer l’aiguille plus près de la partie inférieure de la veine. Juste assez pour qu’un demi-centimètre de l’aiguille soit à l’intérieur. Faites glisser le tube du cathéter le long de l’aiguille et dans la veine.
Il ne devrait y avoir aucune résistance. La résistance indiquerait que vous êtes dans le tissu conjonctif. Pour vous assurer que vous êtes dans la veine, essayez de tirer sur la seringue du cathéter pour voir si vous êtes capable de prélever du sang.
Une fois la tubulure en place, retirez l’aiguille et poussez la poire du cathéter jusqu’au point d’insertion. Faites le nœud inférieur et assurez-vous que le tube du cathéter est aligné contre la barre avant de faire le deuxième nœud juste au-dessus du bulbe. Cela permettra de maintenir le cathéter en place.
Retirez la barre et faites un deuxième nœud à chaque extrémité. Rentrez le tube du cathéter et les fils de suture sous la peau avant de suturer. Utilisez la pince artérielle pour guider l’aiguille de suture à travers la peau et fermer l’incision.
Le nombre de points de suture variera avec la Taille de l’incision Avec l’animal sur le ventre. Positionnez la base du cathéter sur le dos de l’animal. Appliquez une solution saline sur l’incision et glissez la base du cathéter sous la peau.
Assurez-vous que le tube est légèrement bouclé et sous la base pour minimiser les risques de perçage. Cousez la peau autour de la base du cathéter. Le nombre de points de suture dépendra de la taille de l’incision.
Habituellement, trois à quatre points de suture suffisent. Assurez-vous que le sang peut encore être prélevé du cathéter. Enfin, rincez le cathéter avec la solution de tétine héparinée pour éviter l’infection et la formation de caillots sanguins.
Desserrez la tubulure reliée à la canule du cathéter. Ensuite, retirez le tube salin et remplacez-le rapidement par le tube de la seringue contenant la solution héparinée de T Carin. Rincez le cathéter avec 0,03 à 0,05 cc de solution.
Encore une fois, desserrez le tube relié à la canule. Saisissez le capuchon du cathéter avec la pince et, une fois avec un mouvement, retirez le tube de la canule et remplacez-le par le capuchon du cathéter. Cette étape doit être effectuée rapidement pour éviter que du sang ne remonte.
Vissez le couvercle blanc du cathéter, en vous assurant qu’il est bien fixé sans percer l’extrémité de la canule. Donnez à la souris des injections sous-cutanées d’analgésique et d’antibiotique. Injectez l’analgésique kétoprofène d’un côté à une dose de cinq milligrammes par kilogramme et l’antibiotique amikacine de l’autre côté à une dose de 10 milligrammes par kilogramme.
Après avoir arrêté l’anesthésie, laissez la souris se rétablir dans une cage propre avec un accès facile à la nourriture et à l’eau. Des données fiables sur l’auto-administration intraveineuse peuvent être obtenues en suivant les techniques présentées dans cette vidéo. Cependant, il est important de maintenir la perméabilité du cathéter.
Ceci est réalisé en plaçant soigneusement le cathéter dans l’oreillette droite, en rinçant quotidiennement le cathéter avant et après les séances d’opération et en s’assurant que la canule du cathéter est constamment bouchée pour empêcher l’entrée de débris.
Aperçu
Cet article détaille le paradigme d'auto-administration intraveineuse (IVSA), une méthode standard pour étudier le renforcement des médicaments chez les rongeurs. Il met l'accent sur les techniques chirurgicales et les procédures nécessaires pour obtenir des données IVSA fiables, en se concentrant particulièrement sur l'implantation et la maintenance du cathéter.
Composants clés de l'étude
Domaine de la science
- Neuroscience
- Pharmacologie comportementale
- Modèles de rongeurs
Contexte
- L'IVSA est une méthode largement utilisée pour évaluer les propriétés de renforcement des médicaments.
- Une collecte de données fiable est essentielle pour comprendre les mécanismes de la dépendance.
- Des techniques chirurgicales appropriées sont essentielles pour une implantation réussie du cathéter.
- Le maintien de la perméabilité du cathéter est crucial pour l'intégrité expérimentale.
Objectif de l'étude
- Définir les procédures pour la chirurgie de cathéterisation chez les rongeurs.
- Fournir des conseils pour maintenir la fonctionnalité du cathéter pendant les expériences.
- Améliorer la fiabilité de la collecte de données IVSA.
Méthodes utilisées
- Préparation des outils chirurgicaux et des matériaux pour l'insertion du cathéter.
- Étapes détaillées pour l'implantation du cathéter dans la veine jugulaire.
- Surveillance de l'anesthésie et des conditions chirurgicales pendant la procédure.
- Techniques pour assurer la perméabilité du cathéter et prévenir les obstructions.
Résultats principaux
- Des techniques d'implantation de cathéter réussies ont été démontrées.
- Des directives pour maintenir la perméabilité du cathéter ont été décrites.
- Des étapes chirurgicales détaillées ont été fournies pour assurer la reproductibilité.
- L'accent est mis sur la surveillance du bien-être animal pendant la procédure.
Conclusions
- Des techniques chirurgicales appropriées sont vitales pour des études IVSA fiables.
- Maintenir la fonctionnalité du cathéter est essentiel pour l'intégrité des données.
- Cette étude sert de guide complet pour les chercheurs dans le domaine.
Questions fréquemment posées
Executive Industry Relevance
Intravenous self-administration (IVSA) in mouse models provides a critical preclinical platform for evaluating the reinforcing properties of compounds, enabling target validation in addiction and neuropsychiatric drug discovery. By allowing animals to self-administer test substances, this method reduces experimenter bias and yields quantitative data on drug intake patterns, supporting mechanistic de-risking and predictive confidence in early-stage target assessment. The approach facilitates translational continuity from target engagement to behavioral output, informing go/no-go decisions in portfolio prioritization for CNS therapeutics.
Strategic Applications in Biopharma R&D
Early Discovery & Target Validation
- Scientific Value: Enables interrogation of therapeutic hypotheses by measuring voluntary drug intake as a functional readout of target engagement in reward pathways.
- Operational Value: Supports biological de-risking through direct assessment of compound reinforcement, clarifying target liability and abuse potential early in discovery.
- Predictive Value: Generates quantitative dependent variable measurements (e.g., infusion frequency, intake patterns) that aid in predictive confidence and portfolio triage for CNS-targeted molecules.
Screening & Assay Development
- Assay Readiness: Prepares validated biological systems for downstream compound evaluation by establishing reliable catheter-based drug delivery and stable baseline responding.
- Reproducibility: Emphasizes standardized surgical techniques and catheter maintenance protocols to ensure consistent quantitative outputs across experiments and laboratories.
- Platform Utility: Enables reliable compound screening through precise measurement of drug consumption timing and quantity, supporting assay scalability and reuse in reinforcement testing.
Translational & Preclinical Research
- Disease Relevance: Models human drug self-administration behavior, providing a disease-relevant system for studying addiction mechanisms and evaluating therapeutic interventions.
- Translational Continuity: Bridges discovery and preclinical work by offering a consistent behavioral assay that can be used across target validation and lead optimization stages.
- Risk-Adjusted Advancement: Informs preclinical go/no-go decisions by identifying compounds with undesirable reinforcement profiles, reducing late-stage attrition due to abuse liability.
Pipeline & Workflow Integration
IVSA integrates into the discovery continuum from target validation through lead identification to preclinical assessment, serving as a functional assay for reinforcement liability that complements in vitro and in vivo pharmacokinetic profiling.
- Discovery Biology: Supports hypothesis testing and pathway clarification by linking molecular targets to motivated behavior through self-administration outcomes.
- Screening: Delivers assay readiness and quantitative outputs (e.g., infusion rate, breakpoint under progressive ratio) that enable reliable comparison of test compounds against controls.
- Analytics: Provides statistical analysis capabilities for comparing conditions, such as intake over time or response patterns, essential for evaluating compound effects and variability.
- Translational Research: Connects to preclinical continuity by maintaining a consistent behavioral readout that aligns with clinical endpoints related to drug use and relapse.
- Enterprise Reuse: Functions as a reusable platform across multiple projects and compound series, reinforcing standardization and cross-study comparability in addiction research.
Operational & Enterprise Impact
- Scientific Value: Enhances predictive confidence in target validation by reducing mechanistic ambiguity through direct behavioral measurement of reinforcement.
- Operational Value: Promotes standardization and reproducibility via detailed surgical and catheter maintenance procedures, minimizing technical variability.
- Strategic Value: Improves go/no-go decision-making by identifying abuse liability early, increasing capital efficiency and reducing late-stage biological risk in CNS programs.
- Portfolio Impact: Enables risk-adjusted prioritization by flagging compounds with high reinforcement potential, supporting informed advancement decisions.
Implementation Considerations
- Requires expertise in rodent surgery, catheterization techniques, and anesthetic monitoring to ensure animal welfare and procedural success.
- Depends on specialized instrumentation including infusion pumps, operant chambers with ultrasensitive levers, and sterile surgical tools for consistent catheter placement.
- Necessitates cross-team standardization of catheter flushing, capping, and maintenance protocols to prevent occlusion and ensure data integrity across studies.
- Involves adaptation considerations for different mouse strains, catheter types, and drug formulations, with attention to venous access and catheter patency over time.
- Includes practical limitations such as catheter-related complications (e.g., infection, thrombosis) that require vigilant monitoring and may affect longitudinal data collection.
