L'utilisation de la cystomanométrie chez les petits rongeurs: une étude de la vessie Chemosensation

Le but de cette procédure est de déterminer l’influence des composés chimiques sur les fonctions de stockage et de miction de la vessie. Ceci est accompli en implantant d’abord un cathéter dans la vessie. Après une brève période de récupération, une solution de contrôle est perfusée via le cathéter pendant 30 minutes.

Au fur et à mesure que la pression intravésicale et le volume urinaire sont enregistrés sur une période supplémentaire de 30 minutes, l’animal est perfusé d’un composé d’intérêt. En fin de compte, les résultats peuvent montrer comment les produits chimiques irritants sont également le modèle de miction grâce à l’analyse de la fréquence de miction. Le principal avantage de cette technique par rapport aux méthodes existantes, comme l’enregistrement de la contractilité de la vessie isolée, est que la fonction de cet organe peut être étudiée dans des conditions plus physiologiques.

Par exemple, les actions régulatrices du système nerveux central sont préservées. La démonstration visuelle de cette méthode est essentielle car les étapes de la chirurgie sont difficiles à apprendre car il y a un certain nombre de détails techniques et de manœuvres qui doivent être observés pour assurer le succès de l’expérience. Pour préparer le tube que vous souhaitez implanter dans la vessie, coupez d’abord un tube PE 50 à la longueur souhaitée et placez un petit morceau blanc de cathéter de calibre 18 sur le cathéter principal.

Créez ensuite un petit brassard à l’extrémité en flambant une extrémité du tube et rincez-le avec une solution saline pour évacuer l’air. Induisez maintenant une anesthésie chez un rat femelle de 10 à 12 semaines avec de l’isof fluorine. Après avoir induit l’anesthésie, réglez le niveau de maintien du fluor.

Positionnez l’animal sur son dos et placez un petit masque d’anesthésie fabriqué à partir d’une seringue de 10 cc. Après avoir rasé l’abdomen et désinfecté le derme, procédez à la chirurgie. La chirurgie suivante est pratiquée sur les rats et les souris de la même manière.

Commencez par effectuer une laparotomie médiane inférieure pour exposer la vessie. Commence ensuite la partie la plus critique de la chirurgie. Sous un microscope chirurgical, placez une suture de cordon de bourse dans le dôme de la vessie à l’aide d’une suture monofilament six zéro non résorbable.

Ensuite, à l’aide d’une aiguille, effectuez une petite cystostomie à l’intérieur du cordon de la bourse. Insérez le cathéter PE 50 à manchon dans ce trou. Les tubes de cathéter plus minces comme le PE 10 peuvent avoir une résistance plus élevée et plus variable, ils ne sont donc pas recommandés.

Fixez le cordon de la bourse autour du tube à l’aide d’un nœud de chirurgien. Tirez ensuite doucement le cathéter vers l’extérieur jusqu’à ce que l’extrémité du ballonnet se trouve directement sous la suture. Le morceau de cathéter de calibre 18 est poussé vers la suture pour éviter les fuites.

Vérifiez s’il y a des fuites entre le cathéter et la vessie. Avec une infusion douce de solution saline. Resserrez les fuites avec des sutures supplémentaires.

Maintenant, fermez les muscles abdominaux à l’aide de sutures monofilaments, en laissant un passage pour le cathéter dans la partie supérieure de l’incision. Creusez le cathéter dans la région interscapulaire à l’aide d’une tige métallique creuse, empêchant ainsi les animaux de mordre le tube. Après la chirurgie, la tige métallique doit être placée sous la peau et au-dessus des muscles abdominaux et dorsaux.

Poussez la tige à travers l’animal par voie sous-cutanée jusqu’à la région interscapulaire. Terminez la chirurgie en fermant les muscles abdominaux et la peau avec des sutures monofilaments non résorbables. Il est maintenant très important de vérifier la perméabilité et la stabilité du cathéter implanté en le rinçant avec une solution saline.

La solution de perfusion doit sortir de la vessie, tirer l’urètre. Après avoir administré l’analgésique par voie sous-cutanée, fermez l’extrémité externe du cathéter avec un film plastique et ancrez le cathéter à la peau du bas du dos du rat. Enfin, laissez l’animal récupérer pendant 30 minutes.

Avant de commencer la cytométrie, assurez-vous que les instruments ont été correctement calibrés. Placez le rat dans une cage métabolique au-dessus d’un récipient contenant de l’huile qui repose sur une balance numérique. L’étape suivante consiste à connecter le cathéter implanté à un robinet à trois voies à l’aide d’un bout de leurre.

Le robinet doit être connecté au transducteur de pression et à une pompe à perfusion. Le transducteur de pression est ensuite connecté au système d’acquisition de données par l’intermédiaire d’un amplificateur, et un ordinateur qui utilise un logiciel disponible au public commence les mesures de contrôle en démarrant la pompe à perfusion pour instiller une solution saline dans la vessie. Pendant une période de 30 minutes, la cage métabolique est suspendue au-dessus d’une balance numérique, qui sert à estimer le volume évacué du rat.

La pression intravésiculaire est enregistrée lorsque la vessie se remplit et se vide. À l’étape suivante, les médicaments peuvent être administrés par voie systémique ou intravésicale sur une autre période de collecte de données de 30 minutes. Lorsque l’expérience est terminée, l’animal doit être sacrifié.

Une trace de pression typique d’un rat montre que lors de la perfusion de liquide, il y a une lente accumulation de pression dans la vessie jusqu’à ce qu’un certain seuil soit atteint. Ensuite, la vessie se contractera et le sphincter urinaire s’ouvrira, permettant le passage de la solution instillée à travers l’urètre. Ainsi, la vessie est vidée.

La contraction s’arrêtera et la pression redescendra au niveau basal. Les données collectées à partir d’une souris ont toutes les mêmes fonctionnalités. La cytométrie a été utilisée pour identifier les cibles moléculaires de l’huile de moutarde ou mo MO est un composé hautement réactif qui a longtemps été utilisé dans des modèles expérimentaux d’inflammation et d’hyperalgésie des organes viscéraux tels que la vessie.

Comme prévu, une perfusion intravésicale de 10 millimolaires MO a induit une forte diminution de l’intervalle contractile chez des souris de type sauvage. Curieusement, les souris déficientes du récepteur MO T RPA A one ont eu un résultat similaire à celui des types sauvages dans les mêmes conditions. En revanche, MO a induit un changement beaucoup plus faible des paramètres systémiques chez une souris knock-out TRP V one que chez une souris de type sauvage.

Les données suggèrent que le TRP V un peut jouer un rôle clé dans l’irritation viscérale induite par mo. La fréquence mictionnelle instantanée moyenne avant et pendant la perfusion intravésicale de MO soutient ces données. La fréquence moyenne est relative à une infusion saline.

Lors de la tentative de cette procédure, il est important de s’assurer que le cathéter reste fermement attaché à la vessie afin qu’il n’y ait pas de fuite de la solution de perfusion dans l’abdomen. Après avoir regardé cette vidéo, vous devriez avoir une bonne compréhension de la façon de mesurer la pression intravésicale, ce qui implique l’implantation d’un cathéter dans la vessie et le placement d’animaux éveillés ou anesthésiés dans une étape de cytométrie sous profusion vésicale contrôlée.