Name: Lalcool polyvinylique Modèle éponge Implantation (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2012-04-18T13:00:00.000+00:00
Duration: 6 min 23 s
Description: Apprenez à modéliser la cicatrisation des plaies chez la souris en implantant des éponges de polyvinyl alcool. Cette technique permet d'injecter des traitements et d'analyser quantitativement les processus biologiques.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Le financement fourni par les National Institutes of Health (NIH) de subvention R01-HL088424; attribution aux anciens combattants mérite affaires à PPY.

1. Préparation éponge <ol><li> Éponges hydrate par une nuit d&#39;agitation dans 0,9% (p / v) une solution aqueuse de chlorure de sodium. </li><li> Stériliser les éponges hydratés par eux autoclave. Pour 75 ml, dans un autoclave pendant 25 minutes à 121 ° C. </li></ol> Remarque: les éponges de chargement avec un traitement tel que décrit ci-dessous est facultative. <ol start="3"><li> Dans une hotte stérile avec des instruments stériles, ramasser une éponge de la solution en utilisant une pince à épiler. Pressez l&#39;éponge avec les pincettes et utiliser un embout aspirateur pour enlever la solution autant que possible de l&#39;éponge. Placez le essoré l&#39;éponge dans une boîte de culture de tissu, en prenant soin de laisser un espace entre les éponges. Plusieurs plaques à puits peut être utilisé pour séparer les différents traitements. </li><li> Pipeter la solution de traitement directement sur le centre d&#39;une éponge. Appuyez doucement sur l&#39;éponge avec la pointe de pipette après que la solution a été placé sur l&#39;éponge, ce qui aide l&#39;éponge absorber la solution. Remarque: Le 6mmdiamètre par 2,75 mm d&#39;épaisseur éponges que nous employons sont en mesure de contenir un maximum de 25 pi. </li><li> Une fois toutes les éponges sont chargés, la plaque, ils sont en peuvent être stockés sur de la glace jusqu&#39;à ce qu&#39;ils soient implantés dans la souris. </li></ol> 2. Procédure chirurgicale <ol><li> Appropriée anesthésier des animaux et administrer préventive analgésique. Toute la procédure va durer environ 20 minutes par animal. Pour un 30 g de souris de 1,5 litres par minute d&#39;oxygène avec 1,5% d&#39;isoflurane est utilisé pour induire et maintenir une anesthésie. Lorsque des animaux ne sont plus réceptifs à l&#39;épreuve réflexe pincée, le lieu dans le cône du nez en position couchée. Utilisation d&#39;un rasoir électrique rasage 1 pouce par une po une zone sur le côté inférieur ventrale sous la cage thoracique. Essuyez de coupe de cheveux. </li><li> Stériliser la zone rasée par un nettoyage à la bétadine suivie par l&#39;alcool à 70%. Répéter ce nettoyage bétadine-alcool à trois reprises. </li><li> Tout en maintenant la peau a enseigné, utiliser le scalpel pour faire une incision verticale de 1,5-2 fois le diamètres des éponges à insérer, étant prudent pour ne pas couper à travers la cavité du corps. </li><li> Utilisez une pince à épiler à maintenir le bord de la peau et commence lentement séparer la peau du muscle des deux côtés de l&#39;incision avec des ciseaux Metzembaum. La poche doit aller sur la largeur de la souris et de la cage thoracique aux pattes postérieures. </li><li> Utilisez une pince à épiler pour ramasser l&#39;éponge premier à être placé dans l&#39;animal en le pinçant sur les côtés. Transfert de l&#39;éponge à une pince à épiler droite, de sorte qu&#39;il est détenu par le haut et le bas. </li><li> Utilisation des pinces pour tenir le bord de la peau et la soulever de telle sorte que l&#39;éponge peut être inséré. Introduisez doucement l&#39;éponge en essayant d&#39;éviter de toucher la peau ou le muscle en dessous, comme l&#39;éponge sera difficile de se déplacer une fois qu&#39;il a touché le tissu. Répétez l&#39;opération pour toutes les éponges. </li><li> Une fois toutes les éponges ont été insérés, placez deux ou trois points de suture pour fermer l&#39;incision. Utilisez une paire de pince à épiler pour tenir les deux côtés de l&#39;incision ensemble et enfiler le Suture à travers les deux couches de la peau. Serrer le premier lancer, juste assez pour fermer les bords de la peau. Terminer le noeud carré avec un plus jeter dans l&#39;autre sens, cette fois en tirant le nœud serré. Ensuite, attachez deux noeuds plus carrés à la fin de la suture (Figure 2). Placez sutures supplémentaires pour refermer l&#39;incision ensemble. Autres méthodes de collage des plaies peuvent être utilisés tels que DERMABOND, clips plaies, ou des agrafes. </li><li> Retirer l&#39;animal du système d&#39;anesthésie et surveiller tandis que la conscience est repris. Animaux devraient rapidement commencer ambulantes et revenir à la mobilité pré-opératoire. Assurez-vous que ils sont capables de suffisamment atteindre la nourriture et l&#39;eau. De la nourriture peut être humidifié disposé dans le fond de la cage pour aider à la récupération. Continuer à surveiller les animaux tous les jours pour des signes de détresse ou d&#39;inconfort, et vérifier le site de l&#39;incision de l&#39;infection, l&#39;inflammation, et la déhiscence. Prendre des mesures appropriées si des complications à la récupération se trouvent. </li></ol> 3. Injection en option <p class = &quot;jove_content&quot;&gt; Remarque: Une fois les éponges ont été implantés dans l&#39;animal, ils peuvent être injectés avec une solution de cellules, les médicaments, les facteurs de croissance, etc Cela permet d&#39;analyser les effets de la substance injectée durant les périodes de formation variés et de l&#39;administration régimes. Si les injections sont faites d&#39;un contrôle doit toujours être utilisé. <ol><li> Pour injecter l&#39;éponge avec une solution voulue, d&#39;abord déterminer la quantité de la substance à administrer à la souris. La substance doit être concentrées de façon que le volume d&#39;injection est inférieure à la moitié du volume total de l&#39;éponge peut contenir. </li><li> Préparer une seringue pour l&#39;injection (pour les souris que nous utilisons une aiguille 28 G). </li><li> Placez l&#39;animal à recevoir les injections sous anesthésie. </li><li> Lorsque l&#39;animal ne répond plus à l&#39;épreuve pincée l&#39;injection peut être donnée. </li><li> Pour donner l&#39;injection pousser l&#39;aiguille à un angle de 45 ° approfondie de la peau au centre de l&#39;éponge. Ensuite, poussez l&#39;aiguille dans l&#39;éponge ne va à mi-cheminà travers son épaisseur. L&#39;objectif est d&#39;injecter dans le centre exact de l&#39;éponge. </li><li> Pour vérifiez que l&#39;aiguille est dans l&#39;éponge, soulevez lentement l&#39;aiguille à la verticale. Si l&#39;aiguille est dans l&#39;éponge, l&#39;éponge doit se déplacer avec l&#39;aiguille. </li><li> Injecter lentement dans l&#39;éponge et retirer l&#39;aiguille. Si il ya des éponges nécessitant des injections multiples, il est possible que certains d&#39;entre le fluide injecté sera poussé hors des sites d&#39;injection précédents. </li></ol> 4. Retrait de l&#39;éponge Remarque: Lors de la retrait de l&#39;éponge, gérer l&#39;éponge avec des précautions supplémentaires. Éviter de pénétrer dans l&#39;éponge avec les instruments chirurgicaux et d&#39;éviter un saignement excessif dans l&#39;éponge en évitant les grandes artères autour du tissu environnant. <ol><li> Après que l&#39;animal est euthanasié, retirez l&#39;éponge en maintenant la peau à l&#39;aide une pince à épiler et à faire une incision à proximité de l&#39;éponge. </li><li> Soigneusement séparer les éponges de la capsule entourant un<html> e éviter de récolter des tissus supplémentaires entourant l&#39;éponge. Pour les tests tels que la livraison de drogue ou la morphométrie, moins de précision est requise pour l&#39;excision. </li></ol> 5. Les résultats représentatifs Éponges supprimés peuvent être stockés dans des conditions différentes selon le type d&#39;analyse qui sera effectuée. Pour la coupe, les éponges récupérés peuvent être intégrés dans un milieu pour la congélation comme la température de coupe optimale (PTOM) composé ou placés dans du formol 10% pour l&#39;intégration et la coupe de blocs de paraffine (figure 3A et B). Meilleurs résultats pour la coupe sont obtenus lorsque l&#39;éponge est coupé en deux dans le diamètre et la surface de coupe intégré vers le bas (figure 4A et B). Les articles de l&#39;éponge doivent être prises afin que toute la largeur de l&#39;éponge est présent. Figure 3A montre deux éponges, l&#39;éponge à gauche a été incorporé / sectionné de manière incorrecte et l&#39;éponge à droite a été traitée correctement. ent &quot;&gt; Pour l&#39;analyse, les éponges peuvent être placées dans un tube Eppendorf et stockés à -20 ° C jusqu&#39;au moment du traitement de l&#39;ARN et quantitatifs réels éponges analyse PCR en temps doivent être placés dans un tube Eppendorf, flash congelés et stockés à. - 80 ° C. En outre, un agent de conservation d&#39;ARN, tels que le RNAlater de QIAGEN, peut être utilisé pour stabiliser les ARN pour le stockage en toute sécurité à des températures élevées. fluide de la plaie peuvent être collectées en serrant les éponges sur un tube, et mise en commun du fluide à partir éponges multiples pour obtenir un échantillon représentatif. des cellules vivantes, telles que des fibroblastes, les macrophages et les lymphocytes, peuvent également être extraites des éponges. Après le retrait de l&#39;animal, éponges peut être placé dans un milieu approprié pour le type de cellules souhaitée. éponges peuvent traiter pour libérer les cellules par physiques (c.-à-hachage) ou enzymatique (c.-à-collagènase) méthodes. <img alt="Figure 1." src="/files/ftp_upload/3885/3885fig1.jpg" /> Figure 1. Déshydratationted PVA disques éponge en trois tailles différentes. <img alt="Figure 2." src="/files/ftp_upload/3885/3885fig2.jpg" /> Figure 2. Image de la souris modèle de cicatrisation de la plaie montrant la position latérale et quatre éponges PVA. <img alt="Figure 3." src="/files/ftp_upload/3885/3885fig3.jpg" /> Figure 3. (A) H &amp; E coloration en 4x et (B) coloration trichrome à 10x d&#39;éponges de paraffine sectionnés embarqués. <img alt="Figure 4." src="/files/ftp_upload/3885/3885fig4.jpg" /> Figure 4. (A) Image de la coupe éponge dans la moitié le long du diamètre. (B) PVA éponge moitié, côté coupé vers le bas intégré en oct.

<ol><li>Efron, D. T., Barbul, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Subcutaneous+sponge+models%5BTitle%5D)+AND+%22Methods+Mol.+Med%22%5BJournal%5D)">Subcutaneous sponge models.</a> Methods Mol. Med. 78, 83-93 (2003).</li>
<li>Gottrup, F., Agren, M. S., Karlsmark, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Models+for+use+in+wound+healing+research%3A+a+survey+focusing+on+in+vitro+and+in+vivo+adult+soft+tissue%5BTitle%5D)+AND+%22Wound+Repair%22%5BJournal%5D)">Models for use in wound healing research: a survey focusing on in vitro and in vivo adult soft tissue.</a> Wound Repair. 8, 83-96 (2000).</li>
<li>Sprugel, K. H., McPherson, J. M., Clowes, A. W., Ross, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effects+of+growth+factors+in+vivo.+I.+Cell+ingrowth+into+porous+subcutaneous+chambers%5BTitle%5D)+AND+%22Am.+J.+Pathol%22%5BJournal%5D)">Effects of growth factors in vivo. I. Cell ingrowth into porous subcutaneous chambers.</a> Am. J. Pathol. 129, 601-613 (1987).</li>
<li>Alaish, S. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Comparison+of+the+polyvinyl+alcohol+sponge+and+expanded+polytetrafluoroethylene+subcutaneous+implants+as+models+to+evaluate+wound+healing+potential+in+human+beings%5BTitle%5D)+AND+%22Wound+Repair%22%5BJournal%5D)">Comparison of the polyvinyl alcohol sponge and expanded polytetrafluoroethylene subcutaneous implants as models to evaluate wound healing potential in human beings.</a> Wound Repair. 3, 292-298 (1995).</li>
<li>Davidson, J. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Animal+models+for+wound+repair%5BTitle%5D)+AND+%22Arch.+Dermatol.+Res%22%5BJournal%5D)">Animal models for wound repair.</a> Arch. Dermatol. Res. 290, 1-11 (1998).</li>
<li>Alfaro, M. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((sFRP2+suppression+of+bone+morphogenic+protein+%28BMP%29+and+Wnt+signaling+mediates+mesenchymal+stem+cell+%28MSC%29+self-renewal+promoting+engraftment+and+myocardial+repair%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Biol.+Chem%22%5BJournal%5D)">sFRP2 suppression of bone morphogenic protein (BMP) and Wnt signaling mediates mesenchymal stem cell (MSC) self-renewal promoting engraftment and myocardial repair.</a> J. Biol. Chem. 285, 35645-35653 (2010).</li>
<li>Andrade, S. P., Ferreira, M. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+sponge+implant+model+of+angiogenesis%5BTitle%5D)+AND+%22Methods+Mol.+Biol%22%5BJournal%5D)">The sponge implant model of angiogenesis.</a> Methods Mol. Biol. 467, 295-304 (2009).</li>
<li>Diegelmann, R. F., Lindblad, W. J., Cohen, I. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+subcutaneous+implant+for+wound+healing+studies+in+humans%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Surg.+Res%22%5BJournal%5D)">A subcutaneous implant for wound healing studies in humans.</a> J. Surg. Res. 40, 229-237 (1986).</li>
<li>Efron, D. T., Most, D., Shi, H. P., Tantry, U. S., Barbul, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+novel+method+of+studying+wound+healing%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Surg.+Res%22%5BJournal%5D)">A novel method of studying wound healing.</a> J. Surg. Res. 98, 16-20 (2001).</li>
<li>Lindblad, W. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Considerations+for+selecting+the+correct+animal+model+for+dermal+wound-healing+studies%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Biomater.+Sci.+Polym.+Ed%22%5BJournal%5D)">Considerations for selecting the correct animal model for dermal wound-healing studies.</a> J. Biomater. Sci. Polym. Ed. 19, 1087-1096 (2008).</li>
</ol>

Nous n&#39;avons rien à communiquer.

<p class="jove_content"&gt; Le modèle éponge de cicatrisation de la plaie présente des variations multiples, il peut être effectué dans de nombreuses espèces différentes, y compris les humains et les éponges peuvent également être implantés dorsalement<sup&gt; 1,2,8</sup&gt;. Pour les études chez les humains et quelques autres espèces, les éponges peuvent avoir besoin d&#39;être placé dans un tube de silicone poreux pour empêcher l&#39;éponge d&#39;être encapsulés et pour permettre une facilité de retrait<sup&gt; 4,8</sup&gt;. L&#39;emplacement de l&#39;implantation éponge peut être modifié en fonction des résultats souhaités et les compétences d&#39;un technicien. L&#39;implantation dorsale peut permettre aux éponges à se déplacer sous la peau, tandis que les implants ventrales sont plus difficiles en raison de la probabilité de couper à travers la cavité abdominale. Les éponges peuvent être mis en place avec un cathéter de telle sorte que la livraison de drogue est constante et contrôlée, ce qui élimine le besoin d&#39;injections multiples<sup&gt; 9</sup&gt;. Les petits, les éponges tubulaires peuvent même être injecté par une aiguille<sup&gt; 8</sup&gt;. Composition éponges ne se limite pas à l&#39;alcool de polyvinyle seulement. Ils peuvent être préparés à partir de nombreux matériaux exclusivement ou en combinaison<sup&gt; 7</sup&gt;.</p&gt;<p class="jove_content"&gt; Il est crucial pour la préparation et le placement dans une éponge de l&#39;animal d&#39;être cohérent et bien compris. Si les éponges sont découpées dans des feuilles, ils doivent avoir un poids semblable aux fins de comparabilité. Si l&#39;éponge doit être chargé avec des cellules ou un traitement, le montant placé dans chaque éponge doit être exacte. Le processus de guérison peut varier en fonction de l&#39;emplacement de la mise en place de l&#39;éponge dans l&#39;animal et de la guérison diminue à mesure que la distance de la charge augmente<sup&gt; 1,10</sup&gt;.</p

<table border="1"><tbody><tr><td> Nom du produit </td><td> Entreprise </td><td> Numéro de catalogue </td><td> Commentaires </td></tr><tr><td> PVA éponge </td><td> Medtronic </td><td> CF120 </td><td> La taille et la porosité de l&#39;éponge dépend de l&#39;expérience </td></tr><tr><td> Taille de la lame de bistouri 15 </td><td> Médial BD </td><td> 371115 </td><td></td></tr><tr><td> Ciseaux Metzembaum </td><td> Thermo Scientific </td><td> 79-211 </td><td></td></tr><tr><td> Pince hémostatique </td><td> Outils belle science </td><td> 13004-14 </td><td></td></tr><tr><td> Porte-aiguille </td><td> Outils belle science </td><td> 12004-16 </td><td></td></tr><tr><td> 5-0 en nylon </td><td> Ethilon </td><td> 698 </td><td></td></tr><tr><td> Octobre compoue </td><td> Tissue-Tek </td><td> 4583 </td><td></td></tr></tbody></table>

l&#39;alcool polyvinylique modèle éponge implantation

The Polyvinyl Alcohol Sponge Model Implantation

La cicatrisation des plaies est un processus compliqué, en plusieurs étapes impliquant de nombreux types cellulaires, les facteurs de croissance et des composés 1-3. En raison de cette complexité, les études de cicatrisation sont le plus complet lorsqu&#39;il est effectué in vivo. Il ya beaucoup de modèles in vivo disponibles pour étudier la cicatrisation des plaies aiguës, y compris l&#39;incision, excision, l&#39;espace mort, et des brûlures. Modèles de Dead Space sont artificiels, implants poreux qui sont utilisées pour étudier la formation des tissus et les effets des substances sur la plaie. Certains des modèles couramment utilisés espace morts comprennent l&#39;alcool polyvinylique (PVA) éponges, Bouteilles en acier treillis métallique, le polytétrafluoroéthylène expansé (ePTFE) le matériel, et le 1,2 Cellstick. Chaque modèle espace mort a ses propres limites basées sur la composition de son matériau et l&#39;implantation des méthodes. Le fil d&#39;acier cylindre maillage du modèle dispose d&#39;une phase de latence de l&#39;infiltration après l&#39;implantation et nécessite une quantité de temps de temps avant la formation de tissu de granulation bëgins 1. Les stades ultérieurs de la cicatrisation des plaies sont mieux analysés en utilisant les modèles de 1,4 ePTFE. Le Cellstick est une éponge de cellulose dans un modèle de tube de silicium qui est généralement utilisé pour l&#39;étude des plaies de chirurgie de l&#39;homme et enroulé de fluides 2. L&#39;éponge PVA est limité à des études de courte durée car avec le temps, il commence à provoquer une réaction au corps étranger qui provoque une réaction à cellules géantes chez l&#39;animal 5. Contrairement à d&#39;autres matériaux, les éponges PVA sont faciles à insérer et à retirer, faites de matériaux inertes et non-biodégradables et qui pourtant sont assez doux pour être sectionnée pour l&#39;analyse histologique 2,5. Dans la cicatrisation des plaies de l&#39;éponge PVA est très utile pour analyser la formation de tissu de granulation, le dépôt de collagène, de la composition fluide de la plaie, et les effets des substances sur le processus de guérison 1,2,5. En plus de son utilisation dans l&#39;étude d&#39;un large éventail d&#39;attributs de la cicatrisation des plaies, l&#39;éponge PVA a également été utilisé dans de nombreux autres types d&#39;études. Il hcomme cela a été utilisé pour étudier l&#39;angiogenèse tumorale, l&#39;administration de médicaments et de la survie des cellules souches et la prise de greffe 1,2,6,7. Avec son altérabilité grande, l&#39;utilisation antérieure vaste, et des résultats reproductibles, l&#39;éponge PVA est un modèle idéal pour de nombreuses études 1,2. Ici, nous allons décrire la préparation, l&#39;implantation et la récupération de disques éponge PVA (Figure 1) dans un modèle murin de la cicatrisation des plaies.

Un outil utile pour analyser les effets des drogues, des facteurs de croissance et / ou des cellules manipulées dans un modèle animal de la cicatrisation des plaies est décrite. Cette technique utilise les propriétés d&#39;un alcool de polyvinyle (PVA) éponge à livrer et contiennent le traitement désiré et également fournir une plate-forme d&#39;être excisée et analysées.

L&#39;alcool polyvinylique Modèle éponge Implantation

La cicatrisation des plaies est un processus complexe et multiétape impliquant de nombreux types cellulaires, des facteurs de croissance et divers composés1-3. En raison de cette complexité, la cicatrisation des plaies...

L'objectif général de cette procédure est d'utiliser une éponge en alcool polyvinylique pour modéliser la cicatrisation des plaies chez la souris. Cela est réalisé en hydratant et en chargeant d'abord l'éponge en vue de son implantation. Ensuite, l'éponge est insérée dans une poche située entre le muscle abdominal et la peau de la souris.Après l'implantation, chaque éponge peut ensuite être injectée avec un traitement. La dernière étape consiste à retirer les éponges de la souris. Enfin, des coupes histologiques, des colorations et des dosages quantitatifs peuvent être réalisés afin d'observer les modifications et variations du processus de cicatrisation.Bien que cette méthode puisse fournir des informations sur la cicatrisation des plaies, elle peut également être appliquée à d'autres domaines d'étude tels que l'angiogenèse tumorale, la distribution de médicaments et la survie de cellules implantées. Pour la greffe, commencez par hydrater les éponges par agitation nocturne dans une solution aqueuse de chlorure de sodium à 0,9 %. Puis stérilisez par autoclavage 75 millilitres de la suspension d'éponge hydratée pendant 25 minutes à 121 degrés Celsius.Pour stériliser les éponges, placez la solution d'éponge pour autoclave dans une hotte stérile, puis utilisez des pinces stériles pour saisir une éponge, comprimez l'éponge avec les pinces et utilisez une pointe de vide pour éliminer autant de solution que possible de l'éponge. Placez ensuite l'éponge essorée dans une plaque de culture tissulaire, en prenant soin de laisser un espace entre les éponges, et déposez goutte à goutte la solution de traitement directement au centre d'une éponge. Appuyez ensuite doucement sur l'éponge avec la pointe de la pipette pour l'aider à absorber la solution.Une fois que toutes les éponges sont chargées, conserver la plaque sur de la glace jusqu'à l'implantation des éponges dans la souris. Après avoir confirmé la sédation par le test réflexe de pincement, placer la souris en position supine dans un cône nasal. Ensuite, à l'aide d'un rasoir électrique, raser une zone de un pouce sur un pouce de poils sur la face ventrale inférieure de la souris, en dessous de la cage thoracique.Nettoyer la zone en essuyant les cheveux coupés. Stériliser la zone rasée avec de la Bétadine, suivie d’alcool à 70 %. Ensuite, tendre la peau fermement.Utilisez le scalpel pour pratiquer une incision verticale d'une profondeur d'une fois et demie à deux fois le diamètre des éponges à insérer, en prenant soin de ne pas sectionner la cavité corporelle. Utilisez la pince pour saisir le bord de la peau.Ensuite, utilisez des ciseaux de Metzenbaum pour séparer lentement la peau du muscle sur les deux côtés de l'incision. Étendez la poche sur toute la largeur de la souris, depuis la cage thoracique jusqu'aux pattes arrière. Maintenant, utilisez la pince pour saisir le premier éponge à insérer dans l'animal en la pinçant par les côtés.Ensuite, transférez l'éponge vers une paire de pinces droites de manière à ce qu'elle soit maintenue par le haut et par le bas. Puis, saisissez et soulevez le bord de la peau à l'aide d'une autre paire de pinces, et insérez lentement l'éponge en évitant de toucher la peau ou le muscle sous-jacent. Une fois toutes les éponges insérées, utilisez une paire de pinces pour maintenir ensemble les deux côtés de l'incision, puis passez le fil de suture à travers les deux couches de peau.Serrer le premier nœud juste assez pour rapprocher les bords de la peau et terminer le nœud carré avec un autre nœud dans l'autre sens, en tirant fermement sur le nœud cette fois. Ensuite, faire deux nœuds carrés supplémentaires pour terminer le point de suture.Placer des sutures supplémentaires pour fermer entièrement l'incision. Enfin, retirer l'animal du système d'anesthésie et le surveiller jusqu'à ce que la conscience soit rétablie. La souris devrait rapidement commencer à se déplacer et retrouver sa mobilité préopératoire.Commencez par remplir une seringue avec la solution souhaitée et fixez une aiguille de calibre 28 à la seringue. Ensuite, après avoir confirmé la sédation par une pincée au niveau de l'orteil, insérez l'aiguille dans l'animal selon un angle de 45 degrés à travers la peau au centre des éponges afin de vous assurer que l'aiguille se trouve bien dans l'éponge. Relevez lentement l'aiguille verticalement.Si l'aiguille est dans l'éponge, l'éponge montera avec l'aiguille. Ensuite, injectez lentement la substance dans l'éponge et retirez l'aiguille. Après avoir sacrifié l'animal, tenez la peau avec une paire de pinces et faites une incision près de l'éponge souhaitée.Enfin, séparez soigneusement les éponges de la capsule environnante, en évitant de prélever des tissus supplémentaires autour de l'éponge retirée. Les éponges peuvent être conservées dans différentes conditions selon le type d'analyse qui sera effectuée. Pour la coupe histologique, les éponges récupérées peuvent être incluses dans un milieu de congélation, tel que le composé optimal pour la température de coupe, ou placées dans du formol à 10 % pour l'inclusion et la coupe en blocs de paraffine, comme cela a été fait pour ces éponges colorées à l'hématoxyline et à l'éosine.Et dans ces sections de spéculums de trière colorés, les meilleurs résultats de coupe sont obtenus lorsque le spéculum est sectionné en deux dans le sens du diamètre, comme illustré ici, puis inclus avec la surface coupée vers le bas. Comme le montre cet exemple, les sections du spéculum doivent être réalisées de manière à ce que toute la largeur du spéculum soit visible sur cette figure. Le spéculum à gauche a été inclus ou sectionné incorrectement, comme en témoigne le bord tissulaire perturbé le long du côté droit de la section, tandis que le spéculum intact à droite a été traité correctement.Après avoir visionné cette vidéo, vous devriez avoir une bonne compréhension de la préparation, de l'implantation, de l'injection et du retrait des éponges en alcool polyvinylique afin d'étudier la cicatrisation des plaies chez la souris.

the-polyvinyl-alcohol-sponge-model-implantation

Research

Recherche

JoVE Journal

Medicine

Médecine

Les cellules souches périvasculaires (CSP) sont une classe de cellules souches roman pour la régénération tissulaire du squelette similaire aux cellules souches mésenchymateuses (CSM). CSP peuvent être isolés par FACS (fluorescence tri cellulaire activé) à partir de tissu adipeux prélevés lors des procédures de liposuccion standard, puis combiné avec un ostéoinducteur échafaudage pour atteindre la formation...

L&#39;utilisation de cellules souches humaines périvasculaires pour la régénération osseuse

Ce protocole décrit l'isolement de tissu adipeux dérivé des cellules stromales de lipoaspirate et la création d'une 4 mm de taille critique défaut crânienne pour évaluer la régénération osseuse.

Réparation d&#39;un modèle de critique des défauts de taille crânienne Utilisation adipeuses cellules stromales prélevés sur des Lipoaspirate

Source:Ocean E. Clarke1, Romy A. Dop1, Tom Hasell1, Joanne L. Fothergill1, Daniel R. Neill21Université de Liverpool, 2 Université de DundeeCette vidéo démontre l’utilisation d’un dispositif imprimé en 3D, recouvert de silicone, qui imite la surface interne des cathéters urinaires pour simuler une infection des voies urinaires associée aux cathéters.

Un dispositif recouvert de silicone imprimé en 3D pour modéliser une infection des voies urinaires associée à un cathéter

Dans cette vidéo, nous allons démontrer les techniques de modification pour les implants métalliques poreux pour améliorer leur fonctionnalité et de contrôler la migration cellulaire. Les techniques comprennent le développement de gradients de pores pour commander le déplacement de la cellule en 3D et de la production de la membrane basale imite pour commander le mouvement de cellule à deux dimensions. En outre, une méthode HPLC pour la surveillance en intégration de l'implant in vivo via...

Modification multi-échelle des implants métalliques avec des gradients des pores, polyélectrolytes et leur surveillance indirecte<em&gt; In vivo</em

Les échafaudages capables de s’insérer dans les défauts osseux cranio-maxillo-faciaux (CMF) tout en présentant une ostéoconductivité et une bioactivité sont intéressants. Ce protocole décrit la préparation d’un échafaudage à mémoire de forme à base de diacrylate de polycaprolactone (PCL-DA) à l’aide d’une méthode de lixiviation particulaire par coulée de solvant (SCPL) utilisant un modèle de sel fondu et l’application d’un revêtement de polydopamine bioactif.

Fabrication d&#39;une mémoire de forme &quot;auto-ajustement&quot; à base de PCL bioactifs, Polymer Échafaudages

Un injectable échafaudage d'ingénierie tissulaire composé de poly (N-isopropylacrylamide) de sulfate -graft-chondroïtine (PNIPAAm-g-CS) contenant des microparticules d'alginate a été préparé. La force d'adhérence, des propriétés de gonflement et de biocompatibilité in vitro sont analysés dans cette étude. Les techniques de caractérisation développés ici peuvent être applicables à d'autres systèmes thermogélifiants.

Synthèse de thermogélifiant Poly (N-isopropylacrylamide) -graft-chondroïtine Composites Sulfate avec Alginate Microparticules pour le génie tissulaire

Nous présentons ici un protocole afin d’évaluer la formation de biofilm oral sur des matériaux titane et la zircone pour les culées de prothèses dentaires, y compris l’analyse de la viabilité de cellules bactériennes et des caractéristiques morphologiques. Un modèle in situ , associé à des techniques de microscopie puissant est utilisé pour l’analyse de biofilm oral.

Formation de Biofilm oral sur différents matériaux pour Implants dentaires

Décrit ci-dessous est une méthode pour l'implantation de plusieurs réseaux d'électrodes de polymère à travers les régions anatomiquement éloignées du cerveau pour l'enregistrement électrophysiologique chronique chez les rats en mouvement libre. La préparation et l'implantation chirurgicale sont décrites en détail, en mettant l'accent sur les principes de conception pour guider l'adaptation de ces méthodes pour une utilisation dans d'autres espèces.

Implantation chronique de multiples réseaux d'électrodes polymères flexibles

Ici, deux modèles murins de guérison de blessure sont décrits, l’un conçu pour évaluer les réponses cellulaires et de guérison de blessure de cytokine et l’autre pour quantifier le taux de fermeture de blessure. Ces méthodes peuvent être utilisées avec des modèles complexes de maladies telles que le diabète pour déterminer les mécanismes de divers aspects de la mauvaise cicatrisation des plaies.

Évaluation de la guérison aigue des plaies à l’aide de l’implantation d’éponge d’alcool polyvinyl subcutanée et des modèles excisionaux de blessure de peau de queue.

Les tissus cardiaques tridimensionnels issus de la bio-ingénierie à l’aide de cardiomyocytes dérivés de cellules souches sont apparus comme des modèles prometteurs pour l’étude in vitro du myocarde humain sain et malade, tout en récapitulant les aspects clés de la niche cardiaque native. Ce manuscrit décrit un protocole de fabrication et d’analyse de tissus cardiaques artificiels à haut contenu générés à partir de cardiomyocytes induits pluripotents dérivés de cellules souches humaines.

Conception d’un bioréacteur pour améliorer l’acquisition de données et modéliser le débit des tissus cardiaques modifiés

L’infection de l’articulation périprothétique (PJI) causée par des agents pathogènes dangereux est fréquente en orthopédie clinique. Les modèles animaux existants ne peuvent pas simuler avec précision la situation réelle de PJI. Ici, nous avons établi un modèle murin de PJI associé au biofilm de Candida albicans pour la recherche et le développement de nouvelles thérapies pour la PJI.

Un modèle d’infection à Candida albicans d’articulation périprothétique chez la souris

Apprenez à modéliser la cicatrisation des plaies chez la souris en implantant des éponges de polyvinyl alcool. Cette technique permet d'injecter des traitements et d'analyser quantitativement les processus biologiques.

L'alcool polyvinylique Modèle éponge Implantation

Explorer plus de vidéos