Name: Identification et isolement des cellules ne se divisant lentement dans le glioblastome humain Utilisation carboxy fluorescéine succinimidyl ester (CFSE) (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2012-04-29T14:00:00.000+00:00
Duration: 11 min 54 s
Description: Découvrez comment identifier et isoler les cellules à division lente dans le glioblastome humain en utilisant le marqueur CFSE et la cytométrie en flux. Cette méthode permet d'étudier l'hétérogénéité tumorale et d'améliorer les stratégies thérapeutiques ciblées.

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Ce travail a été soutenu par le Centre de la Floride pour la recherche tumeurs cérébrales, l&#39;Preston A. Wells Jr. centre de thérapie tumeur au cerveau et le National Institutes of Health (1R21CA141020-01).

1. Préparation de la suspension de cellules de glioblastome unique <ol><li> Gliomasphere culture est établie et maintenue en utilisant le test de neurosphères (NSA) comme décrit précédemment 2,11,12. </li><li> Au moment approprié pour les passages gliomaspheres, le milieu contenant les sphères est enlevé, placé dans une taille stérile tube approprié culture de tissus, et centrifugé à 800 tours par minute (110 g) pendant 5 min à température ambiante. </li><li> Le surnageant est éliminé et le culot est remis en suspension de sphères dans 1 ml de 0,05% de trypsine-EDTA et incubées à 37 ° C dans un bain d&#39;eau pendant 3-5 min. </li><li> Un volume égal d&#39;inhibiteur de trypsine de soja est ensuite utilisé pour arrêter l&#39;activité trypsine. </li><li> La suspension cellulaire est doucement introduit à la pipette de haut en bas pour assurer l&#39;homogénéité et la neutralisation complète de l&#39;activité de la trypsine. </li><li> La suspension cellulaire est à nouveau centrifugé à 800 tours par minute pendant 5 min. Le surnageant est éliminé et les cellules sont remises en suspension dans 1 ml de NeuroCultNSC milieu de base. </li><li> 10 pl de la suspension à cellule unique est mélangée avec 90μl de bleu trypan à effectuer un comptage des cellules. </li></ol> 2. La coloration avec la revue Cell Trace Carboxyfluorescein succinimidylester (CFSE) Teinture verte fluorescente <ol><li> Pour chaque 1 million de cellules à colorer, 1 ml de réactif de coloration est préparée en ajoutant 1 pi de 5 mM de cellules CFSE colorant Trace (Molecular Probes, Invitrogen) à 1 ml de milieu de base NeuroCult NSC pour obtenir une concentration finale de coloration 5 uM . </li><li> Le réactif de coloration contenant les cellules est bien mélangé jusqu&#39;à homogénéité et incubée à température ambiante pendant 10 min. </li><li> Pendant l&#39;incubation, glacée NeuroCult NSC milieu de base est préparée comme la solution de trempe. </li><li> Pour arrêter le processus de coloration, les volumes environ 5-10 de solution d&#39;arrêt glacée est ajoutée aux cellules CFSE-chargés. </li><li> La solution est ensuite centrifugée à 800 rpm pendant 5 min et le surnageant est éliminé. </li><li> A eest le point, il doit apparaître une pastille de cellules au fond du tube avec une teinte vert clair de couleur, indiquant la coloration a été couronnée de succès. </li><li> Les cellules sont lavées par remise en suspension du culot dans 1-2 ml de frais NeuroCult NSC milieu de base, la centrifugation à 800 rpm pendant 5 min et élimination du surnageant. Cette procédure est répétée pour un total de trois lavages. </li><li> Après le troisième lavage, les cellules sont remises en suspension dans 1 ml de milieu de base NeuroCult NSC et une numération cellulaire est effectuée. </li><li> Les cellules CFSE colorées sont ensuite étalées dans des flacons de culture de tissus stériles à une densité appropriée [50.000 cellules / ml] et placé dans un 37 ° C / 5% de CO2 incubateur humidifié. </li></ol> 3. Vérification en cours de chargement CFSE <ol><li> Cellules ensemencées dans la culture NSA peut être contrôlé au microscope à fluorescence afin de vérifier coloration CFSE. A ce stade, toutes les cellules présentent lumineux de couleur verte (Figure 1). En variante, une goutte de la suspension de cellules à partir deCellules colorées CFSE pourrait être placée sur une lame de microscope et recouverte d&#39;une lamelle couvre-objet à visualiser les cellules au microscope fluorescent. </li><li> Étiquetage CFSE réussie est confirmée par cytométrie en flux. Pas moins de 1-5 x 10 5 cellules de chaque groupe est suffisant pour la vérification de coloration CFSE. Le CFSE chargés et déchargés cellules cellules témoins négatifs sont remises en suspension dans respectivement 1 x-PBS ou NeuroCult NSC milieu de base pour un volume total de 500 ul et placés dans des tubes FACS séparés. </li><li> Le cytomètre de flux est ajusté en fonction de ses instructions mode d&#39;emploi pour les paramètres associés. CFSE a une longueur d&#39;onde d&#39;excitation maximale de 492 nm et le maximum d&#39;émission de 517 nm. </li><li> Tout d&#39;abord, les cellules témoins non chargées sont exécutées et les événements acquis sont enregistrés dans dispersion vers l&#39;avant et le côté (FSC vs SSC) et des parcelles histogramme, et la population de cellules principale est fermée (figure 2A). </li><li> De même, les cellules CFSE chargés sont analysées en utilisant le même paramètres utilisé pour les cellules de contrôle (figure 2B). </li></ol> 4. Isolement de la lente séparation [CFSE soit retenue] Population cellule à l&#39;aide Fluorescent Activated Cell Sorting (FACS) <ol><li> Lors de la division, de l&#39;intensité CFSE est diminuée et les cellules hGBM former gliomaspheres qui sont composées de cellules présentant différents niveaux d&#39;intensité de fluorescence verte (Figure 3). Lorsque les gliomaspheres ont atteint une taille moyenne d&#39;environ 150-200 pm de diamètre (environ 5 à 10 jours après chargement CFSE en fonction de la vitesse de croissance de la lignée cellulaire), le milieu contenant les sphères est enlevé, placé dans une culture tissulaire stérile de taille appropriée tube et centrifugée à 800 rpm pendant 5 min à température ambiante. </li><li> Une suspension à cellule unique est préparé de la manière décrite dans les étapes précédentes, et les cellules sont remises en suspension dans du PBS pendant un nombre de cellules afin de préparer une suspension de cellules avec une densité allant jusqu&#39;à 10 7 cellules par millilitre. </li><li> À l&#39;arrièreer remettre en suspension les cellules dans un volume approprié de PBS, l&#39;iodure de propidium (PI, Sigma, 500 pg / ml) est ajouté à une concentration de 1 ug / ml de suspension cellulaire à exclure les cellules mortes lors du tri / analysés par cytométrie en flux. </li><li> Deux 15 ml stériles tubes de culture cellulaire contenant chacun 1 ml de NeuroCult complet NSC moyen est utilisé pour collecter les cellules triées lente séparation (cellules CFSE de retenue) et les cellules rapides de division (cellules CFSE dilution). </li><li> Tout d&#39;abord, la suspension de cellules dans le groupe de cellules non chargée est exécutée à travers le cytomètre de flux. </li><li> Les cellules (événements) sont tracées sur la base de diffusion vers l&#39;avant (FSC) contre side scatter (SSC) et les paramètres de tension pour les deux paramètres sont réglés de telle sorte que la majorité des cellules sont inclus dans le complot de flux. </li><li> Pour exclure les cellules mortes ou endommagées, les cellules sont tracées en fonction de la réactivité par rapport SSC PI et la population seule cellule vivante (PI négatif) est fermée. </li><li> Ensuite, une population homogène de cellules est sélectionnée en fonction fscatter scatter orward (FSC) par rapport latéral (SSC). </li><li> La seule population homogène de cellules vivantes est ensuite tracée dans un histogramme basé sur la fréquence de cellules CFSE mis en fonction de l&#39;intensité sur une échelle logarithmique. L&#39;intensité du laser est ajustée CFSE pour placer le signal négatif entre 0 et 100. </li><li> En utilisant les mêmes paramètres et une stratégie de déclenchement similaire, les cellules CFSE étiquetés sont passés à travers le cytomètre en flux et analysées (figure 4C). </li><li> Par la suite, une population de cellules divisant lente et une population globale (cellules en division rapide) sont identifiés en fonction de leur capacité à retenir CFSE (CFSE haut-dessus de 5% et CFSE bas-fond de 85%, respectivement). </li><li> Ces différentes populations de cellules sont ensuite triées dans différents tubes stériles de 15 ml de culture de tissus contenant 1 ml de milieu complet NSC. </li><li> Les cellules triées sont ensuite centrifugées à 800 rpm pendant 5 min. </li><li> Surnageant est éliminé et le culot est remis en suspension dans une approle volume approprié de milieu (en fonction du nombre d&#39;événements isolés ou la taille de pastille) et une numération cellulaire est effectuée. </li><li> Les cellules provenant de différentes populations triées sont ensuite étalées à 50.000 cellules par millilitre dans une fiole appropriée tissus stériles culture et placé dans un 37 ° C / 5% incubateur à CO2 humidifié pendant 5-10 jours avant d&#39;être des passages en série ou utilisés pour des expériences en aval. </li></ol> 5. Les résultats représentatifs Après le chargement CFSE, toutes les cellules présentent une fluorescence verte intense que visualisé au microscope (Figure 1). Cette couleur verte teintée peut être vu, même à l&#39;œil nu (voir la vidéo). L&#39;analyse de ces cellules avec la cytométrie en flux montre également très intense fluorescence verte par rapport aux cellules témoins (Figure 2). Sur les cellules CFSE placage chargés de la culture de neurosphères, ces cellules prolifèrent et forment 150-200 gliomaspheres um dans 5-10 jours. Comme les cellules prolifèrent, t<html> Il colorant fluorescent est également réparti entre les cellules filles lors des divisions, conduisant à la réduction de moitié de l&#39;intensité de fluorescence avec chaque division cellulaire. Glioblastomes sont fonctionnellement hétérogènes et sont constituées de cellules en prolifération sur des échelles de temps différentes. La méthode décrite dans ce protocole permet d&#39;identifier et d&#39;isoler rapides et lents cellules qui se divisent en vertu de leur capacité de diluer ou de conserver CFSE, respectivement (figure 3, voir aussi la vidéo). Analyse par cytométrie en flux de gliomaspheres dissociées générés à partir de cellules chargées CFSE par rapport aux cellules non chargées démontre diverses propriétés de rétention CFSE (figure 4). Cellules en division rapide (en bas 85%) ou lents cellules en division (les 5% - haute CFSE) gliomapshere exposition capacité à former lorsqu&#39;elles sont cultivées dans les conditions d&#39;essai neurosphères (figure 5). gure 1 &quot;/&gt; Figure 1. Cellules tumorales dissociées immédiatement après le chargement d&#39;un colorant CFSE. Les cellules présentent lumineux de couleur verte démontrant l&#39;étiquetage succès. Grossissement, 10 x. <img src="/files/ftp_upload/3918/3918fig2.jpg" alt="Figure 2" /> Figure 2. Confirmation chargement CFSE par cytométrie en flux. A) des cellules non chargées, B) CFSE chargé cellules et c) comparer l&#39;intensité de fluorescence dans des cellules CFSE chargés par rapport à vide. Notez qu&#39;il ya plusieurs ordres de grandeur de différence dans l&#39;intensité de fluorescence entre les cellules marquées et non marquées. <img src="/files/ftp_upload/3918/3918fig3.jpg" alt="Figure 3" /> La figure 3. Gliomasphere Un représentant dérivée d&#39;une cellule chargée par CFSE 6 jours après l&#39;étalement. Certaines cellules présentent une coloration CFSE très lumineux. Grossissement, 63 x. <img src = &quot;/ files/ftp_upload/3918/3918fig4.jpg&quot; alt = &quot;Figure 4&quot; /&gt; Figure 4. Représentant cytométrie de flux parcelles / histogrammes pour l&#39;isolement de rapides et lents cellules en division 6 jours après coloration CFSE. Une réactivité) FSC vs SSC montrer à la population cellule entière, B) SSC vs PI à exclure les cellules mortes ou endommagées, C) FSC vs SSC à la porte d&#39;une population cellulaire homogène en direct, D) Démontrer la présence de cellules CFSE de retenue 6 jours après le marquage CFSE comme en témoigne une plus grande intensité de la fluorescence par rapport au contrôle négatif. L&#39;histogramme montre également que l&#39;intensité CFSE pourri au fil du temps. E) Histogramme affichant la stratégie de déclenchement pour identifier les cellules CFSE de retenue (top 5%) et les cellules CFSE dilution (en bas de 85%). <img src="/files/ftp_upload/3918/3918fig5.jpg" alt="Figure 5" /> Gliomaspheres Représentant Figure 5. Générées à partir de <stronG&gt; A) de division rapide des cellules-bas (CFSE) et des cellules B) lente séparation (CFSE haut). Grossissement:. 10x et 20x respectivement C) représentant le nombre de cellules obtenues à partir de division rapide ou lent dérivé des cellules de culture au temps de passage. P &lt;0,05, test t. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/3918/3918fig5large.jpg" target="_blank">Cliquez ici pour agrandir la figure</a> .

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<li>Azari, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Isolation+and+Expansion+of+the+Adult+Mouse+Neural+Stem+Cells+Using+the+Neurosphere+Assay%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Vis.+Exp%22%5BJournal%5D)">Isolation and Expansion of the Adult Mouse Neural Stem Cells Using the Neurosphere Assay.</a> J. Vis. Exp. (45), e2393-e2393 (2010).</li>
</ol>

Aucun conflit d&#39;intérêt déclaré.

Un nombre croissant d&#39;études ont démontré l&#39;importance d&#39;une lente séparation sous-compartiment des cellules dans le cancer qui contribuent à la formation de tumeurs et 2-8 la résistance au traitement. Par conséquent, il est essentiel de décrire et de standardiser les méthodes expérimentales permettant l&#39;étude de cette sous-population spécifique de cellules ou plus généralement de comparer des sous-populations avec des taux de croissance différents. Utilisation CFSE pour identifier et isoler d...

<table border="1"><tbody><tr><td> Nom du réactif </td><td> Type </td><td> Entreprise </td><td> Numéro de catalogue </td></tr><tr><td> NeuroCult NSC milieu de base (Human) </td><td> Moyen </td><td> Technologies des cellules souches </td><td> 05750 </td></tr><tr><td> NeuroCult NSC suppléments prolifération (Human) </td><td> Supplément de milieu </td><td> Technologies des cellules souches </td><td> 05753 </td></tr><tr><td> 0,05% de trypsine-EDTA </td><td> Réactif </td><td> Gibco </td><td> 25300-062 </td></tr><tr><td> Inhibiteur de la trypsine du soja </td><td> Réactif </td><td> Sigma </td><td> T6522 </td></tr><tr><td> Pénicilline / Streptomycine </td><td> Réactif </td><td> Gibco </td><td> 15140-122 </td></tr><tr><td> T25 flacon </td><td> Culture de conservation </td><td> Nalge Nunc internationale </td><td> 136196 </td></tr><tr><td> T80 flacon </td><td> Culture de conservation </td><td> Nalge Nunc internationale </td><td> 178905 </td></tr><tr><td> Tubes de 15 ml </td><td> Culture de conservation </td><td> BD Falcon </td><td> 352096 </td></tr><tr><td> Tubes de 50 ml </td><td> Culture de conservation </td><td> BD Falcon </td><td> 352070 </td></tr><tr><td> FEM </td><td> Facteur de croissance </td><td> R &amp; D </td><td> 2028-EG </td></tr><tr><td> CFSE CellTrace cellulaire Kit prolifération </td><td> Division cellulaire fluorescent Suivi Dye </td><td> Molecular Probes, Invitrogen </td><td> C34554 </td></tr></tbody></table>

identification et isolement des cellules ne se divisant lentement dans le glioblastome humain utilisation carboxy fluorescéine succinimidyl ester (cfse)

Identification and Isolation of Slow-Dividing Cells in Human Glioblastoma Using Carboxy Fluorescein Succinimidyl Ester (CFSE)

Hétérogénéité tumorale représente une caractéristique fondamentale soutenant la robustesse de la tumeur et présente un obstacle majeur au développement de stratégies thérapeutiques 1. Pour surmonter le problème de l&#39;hétérogénéité tumorale, il est essentiel de développer des tests et des outils permettant phénotypique, (épi) l&#39;identification génétique et fonctionnelle et la caractérisation des sous-populations tumorales qui conduisent pathologies spécifiques aux maladies et représentent des cibles cliniquement pertinentes. Il est maintenant bien établi que les tumeurs présentent distinct sous-fractions de cellules avec des fréquences différentes de la division cellulaire, et que les critères fonctionnels d&#39;être lent vélo est positivement associée à la capacité de formation de tumeurs dans plusieurs cancers, notamment ceux du cerveau, du sein, de la peau et pancréas et leucémie 2-8. Le colorant fluorescent carboxyfluorescéine succinimidyl ester (CFSE) a été utilisée pour suivre la fréquence de division des cellules in vitro et in vivo dans le sang tumors et des tumeurs solides tels que le glioblastome 2,7,8. La cellule-perméant non fluorescent pro-drogue de CFSE est converti par les estérases intracellulaires en un composé fluorescent, qui est retenu à l&#39;intérieur des cellules par liaison covalente à des protéines par réaction de son radical succinimidyle avec des groupes amine intracellulaires pour former des liaisons amide stables 9. Le colorant fluorescent est également réparti entre les cellules filles lors des divisions, conduisant à la réduction de moitié de l&#39;intensité de fluorescence avec chaque division cellulaire. Cela permet le suivi de la fréquence du cycle cellulaire jusqu&#39;à huit à dix tours de la division 10. Capacité de rétention CFSE a été utilisé avec des cellules tumorales du cerveau pour identifier et isoler une sous-population vélo lente (top 5% colorant retenue cellules) a démontré d&#39;être enrichie en activité des cellules souches du cancer 2. Ce protocole décrit la technique de coloration des cellules avec CFSE et l&#39;isolement des populations individuelles au sein d&#39;une culture de l&#39;homme glioblastome (GBM) dérivés de cellules possédant des taux de division différents en utilisant 2 cytométrie en flux. La technique a permis d&#39;identifier et d&#39;isoler une tumeur au cerveau lent vélo population de cellules en raison de leur capacité à retenir l&#39;étiquetage CFSE.

Ce protocole vidéo montre l&#39;application de la teinture fluorescente carboxyfluorescéine succinimidylester (CFSE) pour l&#39;identification et la séparation des différentes sous-populations de cellules de glioblastome humain basé sur la fréquence de la division cellulaire.

Identification et isolement des cellules ne se divisant lentement dans le glioblastome humain Utilisation carboxy fluorescéine succinimidyl ester (CFSE)

L'hétérogénéité tumorale représente une caractéristique fondamentale soutenant la robustesse des tumeurs et constitue un obstacle central au développement de thérapies...

Ce protocole vidéo illustre l'identification et l'isolement de cellules à division lente dans le glioblastome humain à l'aide du carboxy fluorescéine diacétate succinimidyle, CFSE. Les cellules tumorales du glioblastome sont d'abord cultivées selon le test en neurosphère. Ensuite, les neurosphères obtenues sont dissociées en cellules individuelles et marquées au CFSE.Les cellules chargées au CFSE sont replaquées. En culture de neurosphères, les sphères obtenues sont dissociées en cellules individuelles puis analysées par cytométrie en flux. Les cellules à division lente et rapide sont identifiées et triées en fonction de l'intensité de fluorescence, qui varie selon le nombre de divisions cellulaires.L'hétérogénéité fréquentielle est une caractéristique essentielle du cancer. Cette hétérogénéité soutient la robustesse tumorale et constitue un obstacle majeur au développement de traitements pleinement efficaces. Il est donc essentiel de développer des outils et des tests permettant d'étudier et de comprendre cette hétérogénéité définie sur les plans génétique, phénotypique et fonctionnel.Dans ce protocole vidéo, nous décrivons une méthode établie utilisant les flues et I-C-F-S-C. Cet

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CFSE étiquettes de façon covalente à long terme avec les molécules intracellulaires colorant fluorescent, carboxyfluorescéine. En tant que tel, quand une cellule se divise CFSE-étiquetés, sa descendance ont la moitié de la quantité de fluorescence, qui peut ainsi être utilisée pour évaluer la division cellulaire. Cet article décrit les procédures généralement utilisées pour le marquage des lymphocytes de souris avec CFSE.

L&#39;utilisation de carboxyfluorescéine diacétate succinimidyl ester (CFSE) pour surveiller la prolifération des lymphocytes

Dans cette vidéo, nous décrivons un protocole permettant de modifier génétiquement les cellules de gliome pour exprimer la protéine de fluorescence infrarouge ou iRFP. Ces cellules de gliome marquées par fluorescence sont utiles dans l’imagerie des tissus profonds pour comprendre le développement des tumeurs cérébrales.

Marquage fluorescent des cellules de gliome : une méthode de transfection basée sur un vecteur lentiviral pour obtenir des cellules de gliome exprimant une protéine fluorescente pour l’imagerie des tissus profonds

Source : Pericoli, G. et. al., Tests d’immunocytochimie de cellules 3D vivantes du gliome diffus pédiatrique. J. Vis. Exp. (2021)Cette vidéo montre l’imagerie de cellules vivantes pour observer la migration diffuse des cellules de gliome médian pédiatrique à l’aide d’un marquage immunohistochimique avec des anticorps anti-CD44.

Imagerie basée sur l’immunocytochimie pour visualiser la migration des cellules de gliome pédiatrique

Source : Parker, J. J., et al. Un modèle de culture de coupe organotypique de glioblastome humain pour l’étude de la migration des cellules tumorales et des effets spécifiques au patient des médicaments anti-invasifs. J. Vis. Exp. (2017)Cette vidéo présente l’imagerie de coupes de tissu de glioblastome exprimant la protéine fluorescente verte (GFP) par microscopie confocale. Des images haute résolution sont capturées à intervalles réguliers pour suivre le mouvement et la direction des cellules...

Imagerie de la migration des cellules tumorales dans le tissu du glioblastome à l’aide de la microscopie confocale à balayage time-lapse

Présenté ici est une méthode simple pour l'isolement et le flux analyse cytométrique de cellules mononucléaires du sang périphérique gliome infiltrant qui donne des données quantitatives en fonction du temps sur le nombre et le statut activation des cellules immunitaires qui entrent dans le microenvironnement de tumeur cérébrale tôt.

L&#39;isolement et la cytométrie en flux analyse des cellules mononucléaires du sang périphérique gliome infiltrant

Un protocole de dépistage efficace est présenté pour l’identification de petites molécules qui favorisent la différenciation astroglials dans les cellules souches glioblastome (CSS). L’analyse est basée sur un journaliste de différenciation de cellules souches selon laquelle l’expression de la GFP améliorée (eGFP) est entraînée par le promoteur GFAP humain.

Médicament à base de cytométrie en flux système de contrôle pour l’Identification de petites molécules qui favorisent la différenciation cellulaire des cellules souches de glioblastome

Orthotopique injection intracrânienne des cellules tumorales a été utilisée dans la recherche sur le cancer pour étudier la biologie de tumeur de cerveau, progression, évolution et réponse thérapeutique. Nous présentons ici la tomographie moléculaire de xénogreffes tumorales, à fluorescence qui fournit une imagerie intravitale en temps réel et la quantification d’une tumeur de masse dans des modèles précliniques de glioblastome.

Fluorescence moléculaire tomographie pour l’imagerie In Vivo des xénogreffes de glioblastome

Présenté ici est un protocole pour mesurer la prolifération des cellules CD4T en réponse à des protéines antigéniques ou des peptides en utilisant la dilution des colorants. Cet analyse est particulièrement sensible aux rares lymphocytes T spécifiques à l'antigène et peut être modifié pour faciliter le clonage des cellules spécifiques à l'antigène.

Quantification de la prolifération des cellules CD4et T spécifiques à l'antigène humain à l'aide de Carboxyfluorescein Succinimidyl Ester

Ici, nous présentons un test de co-culture facile à utiliser pour analyser la migration du glioblastome (GBM) sur des neurones à motifs. Nous avons développé une macro dans le logiciel FiJi pour une quantification facile de la migration des cellules GBM sur les neurones, et avons observé que les neurones modifient la capacité invasive des cellules GBM.

Co-culture de cellules souches de glioblastome sur des neurones à motifs pour étudier la migration et les interactions cellulaires

Nous rapportons une technique permettant l’imagerie en direct de la dynamique des microtubules dans les cellules de glioblastome (GBM) envahissant un tissu cérébral de vertébrés. Le couplage de l’injection orthotopique de cellules GBM marquées par fluorescence dans un cerveau de poisson-zèbre transparent avec une imagerie intravitale à haute résolution permet de mesurer la dynamique du cytosquelette lors de l’invasion in situ du cancer.

Imagerie en direct de la dynamique des microtubules dans les cellules de glioblastome envahissant le cerveau du poisson zèbre

Nous présentons un modèle de migration 3D du glioblastome utilisant des gliomasphères magnétiques dérivées du patient générées à partir de tumeurs nouvellement diagnostiquées et récurrentes. Cette plateforme permet de visualiser la dynamique migratoire spécifique au patient et d’évaluer l’efficacité thérapeutique. Le test peut être multiplexé après migration afin d’évaluer la localisation et les schémas d’expression des protéines.

Essai de migration du glioblastome 3D reproductible avec localisation sphéroïde médiée par nanoparticules magnétiques dans des conditions hypoxiques

Découvrez comment identifier et isoler les cellules à division lente dans le glioblastome humain en utilisant le marqueur CFSE et la cytométrie en flux. Cette méthode permet d'étudier l'hétérogénéité tumorale et d'améliorer les stratégies thérapeutiques ciblées.

Identification et isolement des cellules ne se divisant lentement dans le glioblastome humain Utilisation carboxy fluorescéine succinimidyl ester (CFSE) (Vidéo) | JoVE Journal

Identification et isolement des cellules ne se divisant lentement dans le glioblastome humain Utilisation carboxy fluorescéine succinimidyl ester (CFSE)

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