Name: Chargement rétrograde des nerfs, des tracts, et les racines spinales avec des colorants fluorescents (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2012-04-19T13:00:00.000+00:00
Duration: 6 min 47 s
Description: Apprenez une technique simple et économique pour charger rétrograde des neurones avec des colorants fluorescents à l'aide de pipettes en polyéthylène. Cette méthode permet d'étudier l'activité et la connectivité neuronales.

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<p class="jove_content"&gt; Ce travail a été soutenu par le programme intra-muros de l&#39;Institut national des troubles neurologiques et des maladies à la National Institutes of Health. Nous tenons également à remercier le Dr George Mentis pour ses contributions antérieures à la méthode et les données de la figure 3.</p

Dextranes fluorescents ont été utilisés comme outils pour l&#39;imagerie anatomique et l&#39;activité neuronale 1-4. Fields et al. (2009) 4 a publié un protocole pour l&#39;application d&#39;ions et de tension des colorants sensibles à de vastes axonales avec un accent sur ​​la moelle épinière comme un système modèle. Nous décrivons ici une procédure plus détaillée pour l&#39;application de colorant fluorescent et / ou sensible aux ions de couper les racines et ventrales, dorsales racines ou tout appareil neuronal de la moelle épinière pour les études in vitro optophysiological et morphologiques. 1. Type I et type II Pipettes Commencez par tirer deux courtes sections de tuyaux en polyéthylène (PE90, Clay Adams marque) sur la flamme d&#39;une lampe à alcool pour produire 7 pipettes avec des conseils coniques. Une pipette (type I) doit être court (3-7 mm) avec une petite astuce qui peut bien tenir la racine cible ou les voies (Diamètre extérieur: 0,2-0,4 mm; Diamètre intérieur: 0.1-0.3 mm). Ensuite, tirez une pipette seconde (type-II) avec un plus (8-12 cm) plus mince, l&#39;arbre et une pointe très fine (Diamètre extérieur: 0,2-0,3 mm; diamètre intérieur: 0,1-0,2 mm) qui peut être inséré dans le type I dans la mesure du pipeter sa pointe. La pipette seconde mince sera utilisé pour aspirer et introduire du liquide céphalorachidien artificielle (LCRa) et une solution de colorant, respectivement de la pipette du type I. 2. Le positionnement de type I Introduire à la pipette Disséquer et d&#39;isoler la moelle épinière 8,9 et le placer dans un bain, superfusées avec réfrigérés aCSF (~ 16 ° C) tout au long du processus de chargement. Placez le type I de la pipette sur un porte-électrode (H1/12 porte-électrode, Narishige) de sorte que son ouverture à l&#39;arrière peuvent être facilement relié à une seringue (1 ml U-100 seringue à insuline, Becton Dickenson ou comparable) via un tuyau flexible (PharMed BPT, Cole-Parmer, # AY242002; 10 cm) (Fig. 1A-B). 3. Application de la teinture <ol><li> Aide de la seringue, dessinez d&#39;abordLCRa dans la pipette du type I (Fig. 1B; 2A) suivie par le tube ou la racine axonale à pourvoir (fig. 2B). Le tuyau flexible doit alors être retiré de l&#39;ouverture arrière. La pipette du type II est fixé à l&#39;autre et insérées dans la seringue du type I pipette de maintien du tube ou de la racine axonale. Aide de la seringue attachée à la pipette de type II, aspiration aCSF de sorte que le aCSF résiduelle couvre tout juste les voies axonales (Fig.1C; 2C-D). Puis retirer la pipette de type II de la pipette de type-I. Surveillez le niveau de aCSF pendant quelques minutes afin de vérifier une bonne étanchéité sur le tube axonale ou des nerfs (voir la section 3 à la section Dépannage pour &quot;bonne étanchéité&quot;). </li><li> Dissoudre le colorant dans aCSF ou 0,2% de triton X-100 dans l&#39;eau bidistillée et l&#39;attirer dans la pipette de type II, tout en accordant une attention de ne pas inclure les bulles d&#39;air. Insérer la pipette de type II contenant le colorant dans la pipette de type I et dans la solution résiduelle aCSF (Fig. 2E). Relâchez lentementdu colorant dans la aCSF utilisant une légère pression positive (Fig. 2F). Veillez à ne pas introduire de bulles d&#39;air ou de provoquer des déplacements du tissu cible à l&#39;intérieur de la pointe. Retirer la pipette de type II après quantité suffisante de colorant a été libéré (3-5 pi de solution de colorant). </li></ol> 4. Incubation Incuber le tissu dans l&#39;obscurité entre 6 à 20 heures, selon le type d&#39;expérience. Une fois que suffisamment de temps a été autorisé pour le remplissage, tirez doucement sur l&#39;écart de l&#39;électrode à partir du tissu en laissant le tissu prêt à l&#39;imagerie ou l&#39;histologie. Dépannage <ol><li> Si le tissu cible n&#39;entre pas facilement dans la pointe de la pipette de type I ou est lâche fois à l&#39;intérieur, alors le diamètre de l&#39;extrémité est de la bonne taille. Si cela se produit, tirer et utiliser une pipette différente. </li><li> Avant d&#39;ajouter le colorant à la aCSF dans la pipette de type I, assurez-vous que aCSF reste suffisamment pour qu&#39;il puisse être conclu avec leType-II pointe de pipette (Fig. 2D). Sinon, un espace d&#39;air sera exister une fois le colorant est ajouté. Si cela se produit, ne pas ajouter le colorant et retirer le tube axonale à partir de la pipette, puis reculer avec aCSF suffisante pour être atteint par la pipette de type II. </li><li> Si le niveau aCSF dans les augmentations de pipettes de type I après avoir été aspiré avec la pipette de type II, cela signifie que le joint d&#39;étanchéité avec le tissu n&#39;est pas bon. Utiliser une électrode différente, sinon le colorant sera diluée au cours de la procédure de labellisation. </li><li> Si une bulle d&#39;air est introduit dans la pipette du type I, tout en injectant le colorant, la bulle s&#39;écouler en faisant avancer le fermer de type-II pointe de pipette à la bulle et lentement à appliquer une pression négative faible utilisation de la seringue joint. </li></ol> 5. Les résultats représentatifs Motoneurones Pour illustrer un application de la méthode, nous avons simultanément chargés, afférences sensorielles et des interneurones spinaux avec trois dext différenteran-conjugués colorants fluorescents (fig. 3A). Comme illustré à la figure. 3B, trois classes de neurones sont étiquetés; afférences sensorielles (rouge), des interneurones en saillie dans le funicule ventrale (vert) et les motoneurones (bleu). <img alt="Figure 1" src="/files/ftp_upload/4008/4008fig1.jpg" /> Figure 1. Schéma montrant la pipette de type I et type II assemblage. (A) Un type I de pipette (bleu) est placé sur un porte-électrode de telle sorte que son dos ouverture peut être facilement reliée à la tubulure souple en élastomère (B) et dans lequel une pipette du type II peut être inséré (C). <img alt="Figure 2" src="/files/ftp_upload/4008/4008fig2.jpg" /> Figure 2. Schéma montrant le processus de chargement des motoneurones avec des colorants fluorescents. (A) une pipette du type I est placé près de la racine ventrale à pourvoir. (B) d&#39;aspiration est appliquée à la pipette d&#39;établir LCRa dans la pipette suivie par la racine. (C-D) Débranchez le tuyau souple en élastomère de la backend de type I pipette et réduire la quantité de aCSF en appliquant une aspiration à la pipette de type II. (E) Insérer la pointe de la pipette de type II contenant le colorant dissous dans le aCSF restant dans la pipette de type-I. (EF) Remplir lentement la pipette de type I avec le colorant, puis retirer la pipette de type II. <img alt="Figure 3" src="/files/ftp_upload/4008/4008fig3.jpg" /> Figure 3. Application de la procédure de remplissage de la moelle épinière souris isolée. (A) Schéma montrant les trois pipettes de type I utilisée pour remplir les différentes classes de neurones dans la moelle épinière. Motoneurones (bleu; Cascade Bleu dextran) et sacrés afférences sensorielles (en rouge; Texas Red dextran) ont été remblayés par les racines ventrales et dorsales, respectivement. Fluorescéine dextrane a été utilisé pour charger les interneurones spinaux (vert) dont les axones monter à travers la face ventrale du funicule (VF). 1 mg de chaque colorant dextrane (10.000 MW; Molecular Probes)a été dissous dans 6 pi d&#39;eau distillée contenant 0,2% de Triton X-100 (B). Image confocale d&#39;une section de la moelle sacrée de la moelle épinière, dans lequel les neurones étaient de retour marqué comme décrit à la note A. que les afférences sensorielles sont principalement étiquetés ipsilatérale avec quelques projections controlatérales. Les motoneurones sont marquées ipsilatéral à la racine ventrale remplie alors que les interneurones marqués sont controlatéral au côté du remblai (tête de flèche). Barre de calibrage 200 um.

<ol><li>Nance, D. M., Burns, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Fluorescent+dextrans+as+sensitive+anterograde+neuroanatomical+tracers%3A+applications+and+pitfalls%5BTitle%5D)+AND+%22Brain+Res.+Bull%22%5BJournal%5D)">Fluorescent dextrans as sensitive anterograde neuroanatomical tracers: applications and pitfalls.</a> Brain Res. Bull. 25, 139-145 (1990).</li>
<li>Glover, J. C., Petursdottir, G., Jansen, J. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Fluorescent+dextran-amines+used+as+axonal+tracers+in+the+nervous+system+of+the+chicken+embryo%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Neurosci.+Methods%22%5BJournal%5D)">Fluorescent dextran-amines used as axonal tracers in the nervous system of the chicken embryo.</a> J. Neurosci. Methods. 18, 243-254 (1986).</li>
<li>McPherson, D. R., McClellan, A. D., O'Donovan, M. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Optical+imaging+of+neuronal+activity+in+tissue+labeled+by+retrograde+transport+of+Calcium+Green+Dextran%5BTitle%5D)+AND+%22Brain+Research+Protocols%22%5BJournal%5D)">Optical imaging of neuronal activity in tissue labeled by retrograde transport of Calcium Green Dextran.</a> Brain Research Protocols. 1, 157-164 (1997).</li>
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<li>Garudadri, S., Gallarda, B., Pfaff, S., Alaynick, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Spinal+Cord+Electrophysiology+II%3A+Extracellular+Suction+Electrode+Fabrication%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Vis.+Exp%22%5BJournal%5D)">Spinal Cord Electrophysiology II: Extracellular Suction Electrode Fabrication.</a> J. Vis. Exp. (48), e2580(2011).</li>
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<li>Shneider, N. A., Mentis, G. Z., Schustak, J., O'Donovan, M. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Functionally+reduced+sensorimotor+connections+form+with+normal+specificity+despite+abnormal+muscle+spindle+development%3A+the+role+of+spindle-derived+neurotrophin+3%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Functionally reduced sensorimotor connections form with normal specificity despite abnormal muscle spindle development: the role of spindle-derived neurotrophin 3.</a> J. Neurosci. 29, 4719-4735 (2009).</li>
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<li>Blivis, D., Mentis, Z., O'Donovan, J. M. G., Lev-Tov, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Studies+of+sacral+neurons+involved+in+activation+of+the+lumbar+central+pattern+generator+for+locomotion+in+the+neonatal+rodent+spinal+cord%5BTitle%5D)+AND+%22Soc.+Neurosci.+Abstr%22%5BJournal%5D)">Studies of sacral neurons involved in activation of the lumbar central pattern generator for locomotion in the neonatal rodent spinal cord.</a> Soc. Neurosci. Abstr. 564.8, (2009).</li>
<li>O'Donovan, M. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Imaging+the+spatiotemporal+organization+of+neural+activity+in+the+developing+spinal+cord%5BTitle%5D)+AND+%22Dev.+Neurobiol%22%5BJournal%5D)">Imaging the spatiotemporal organization of neural activity in the developing spinal cord.</a> Dev. Neurobiol. 68, 788-803 (2008).</li>
<li>Kasumacic, N., Glover, J. C., Perreault, M. -C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Segmental+patterns+of+vestibular-mediated+synaptic+inputs+to+axial+and+limb+motoneurons+in+the+neonatal+mouse+assessed+by+optical+recording%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Physiol.+%28Lond%29%22%5BJournal%5D)">Segmental patterns of vestibular-mediated synaptic inputs to axial and limb motoneurons in the neonatal mouse assessed by optical recording.</a> J. Physiol. (Lond). 588, 4905-4925 (2010).</li>
<li>Szokol, K., Glover, J. C., Perreault, M. -C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Organization+of+functional+synaptic+connections+between+medullary+reticulospinal+neurons+and+lumbar+descending+commissural+interneurons+in+the+neonatal+mouse%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Organization of functional synaptic connections between medullary reticulospinal neurons and lumbar descending commissural interneurons in the neonatal mouse.</a> J. Neurosci. 31, 4731-4742 (2011).</li>
</ol>

<p class="jove_content"&gt; Nous n&#39;avons rien à communiquer.</p

<p class="jove_content"&gt; Nous décrivons ici un protocole simple et rentable pour l&#39;introduction de colorants dans les neurones, les nerfs et les secteurs de la colonne vertébrale. Cette méthode consiste à exposer les voies anatomiques identifiés à une solution fortement concentrée de colorant pour la durée du processus de chargement. Il en résulte marquage rétrograde du site cible avec peu de fond par rapport à microinjections, l&#39;application de bain et des techniques d&#39;électroporation. Cependant, la méthode est limitée à des site...

<table border="1"&gt;<tbody&gt;<tr&gt;<td colspan="2"<strongNom du produit&gt;</strong</td&gt;<td<strong&gt; Société</strong</td&gt;<td<strongNuméro de catalogue&gt;</strong</td&gt;<td<strong&gt; Commentaires</strong</td&gt;</tr&gt;<tr&gt;<td rowspan="2"&gt; Tube</td&gt;<td&gt; PE90 (IDxOD: 0,034 &quot;x0.050&quot;; Epaisseur du mur: 0.008 &quot;)</td&gt;<td&gt; Clay Adams Marque Intermedic</td&gt;<td&gt; 427421</td&gt;<td&gt; Pour de Type I et Type II pipettes</td&gt;</tr&gt;<tr&gt;<td&gt; NSF-51 (IDxOD: 1/16x1/8; Epaisseur du mur: 1/32)</td&gt;<td&gt; PharMed BPT, Cole-Parmer</td&gt;<td&gt; AY242002</td&gt;<td&gt; Pour les tubes flexibles</td&gt;</tr&gt;<tr&gt;<td&gt; Seringue</td&gt;<tdSeringue&gt; l&#39;insuline 1ml U-100</td&gt;<td&gt; Becton Dickenson</td&gt;<td&gt; 329650</td&gt;<td&gt;</td&gt;</tr&gt;<tr&gt;<td&gt; Aiguille</td&gt;<td&gt; 19G x1-1/2 &quot;moyeu de l&#39;aiguille en métal</td&gt;<td&gt; MONOJECT</td&gt;<td&gt; 200136</td&gt;<td&gt; Raccordement de type II pipette à la seringue</td&gt;</tr&gt;<tr&gt;<td&gt;</td&gt;<td&gt; Alcool lampe</td&gt;<td&gt;</td&gt;<td&gt;</td&gt;<td&gt;</td&gt;</tr&gt;<tr&gt;<td&gt; Robinet</td&gt;<td&gt; Robinet à trois voies avec adaptateur Luer Slip Homme</td&gt;<td&gt; Baxter Healthcare Corp</td&gt;<td&gt; 2C6241</td&gt;<td&gt; Utiliser avec une seringue</td&gt;</tr&gt;<tr&gt;<td rowspan="3"&gt; Porte</td&gt;<td&gt; Porte-H-1 électrode</td&gt;<td&gt; Narishige</td&gt;<td&gt; H-1/12</td&gt;<td&gt;</td&gt;</tr&gt;<tr&gt;<tdSupport magnétique&gt;</td&gt;<td&gt; Narishige</td&gt;<td&gt; GJ-8</td&gt;<td&gt;</td&gt;</tr&gt;<tr&gt;<td&gt; Micromanipulateur</td&gt;<td&gt; Narishige</td&gt;<td&gt; M-3333</td&gt;<td&gt;</td&gt;</tr&gt;<tr&gt;<td&gt; Pince à épiler</td&gt;<td&gt; S &amp; T DUMONT suisse 00632-11</td&gt;<td&gt; DUMONT</td&gt;<td&gt; JF-5 TC</td&gt;<td&gt;</td&gt;</tr&gt;</tbody&gt;</table&gt;<p class="jove_content"&gt; * Ce sont des matériaux proposés. Peut être remplacé par des produits compatibles</p

chargement rétrograde des nerfs, des tracts, et les racines spinales avec des colorants fluorescents

Retrograde Loading of Nerves, Tracts, and Spinal Roots with Fluorescent Dyes

Marquage rétrograde de neurones est une méthode standard de 1,2 anatomique qui a également été utilisé pour charger de calcium et de la tension des colorants sensibles dans les neurones 3-6. En général, les colorants sont appliqués sous forme de cristaux solides ou par injection sous pression locale en utilisant des pipettes en verre. Toutefois, cela peut entraîner une dilution de l&#39;intensité de marquage colorant et réduite, en particulier lorsque plusieurs heures sont nécessaires pour la diffusion de colorant. Ici, nous démontrons une technique simple et à faible coût pour l&#39;introduction de colorants fluorescents et sensible aux ions dans les neurones à l&#39;aide d&#39;une pipette d&#39;aspiration en polyéthylène rempli de la solution de colorant. Cette méthode offre un moyen fiable pour le maintien d&#39;une forte concentration du colorant en contact avec les axones à travers la procédure de chargement.

Nous décrivons une technique simple et peu coûteuse pour l&#39;introduction de la concentration élevée de colorants fluorescents et sensible au calcium dans les neurones ou de tout appareil neuronal aide d&#39;une pipette d&#39;aspiration en polyéthylène.

Chargement rétrograde des nerfs, des tracts, et les racines spinales avec des colorants fluorescents

Le marquage rétrograde des neurones est une méthode anatomique standard1,2 qui a également été utilisée pour charger des colorants sensibles au calcium et au voltage dans les neurones3-6. ...

L'objectif général de cette procédure est d'introduire une concentration élevée de colorant fluorescent ou sensible aux ions dans des neurones ou tout tractus neuronal à l'aide d'une technique simple et peu coûteuse. Cela est réalisé en fabriquant d'abord deux types de pipettes, de type un et de type deux. Ensuite, on relie un tube en élastomère souple à la pipette de type un et on applique une pression positive pour aspirer le tractus neuronal cible dans la pipette de type un, en vérifiant qu'un bon scellement est obtenu.Ensuite, insérez la pipette de type deux dans la pipette de type un et utilisez la pipette de type deux pour aspirer le LCS A résiduel de la pipette de type un. Puis introduisez le colorant, sans inclure de bulles d'air, dans la pipette de type un. La dernière étape consiste à incuber les neurones à l'abri de la lumière pendant six à vingt heures.En fin de compte, après le retrait de la pipette de type I, le prélèvement est prêt pour des études in vitro, électrophysiologiques ou morphologiques. Le principal avantage de cette technique par rapport aux méthodes existantes telles que l'application en bain, l'injection BOS et l'électroporation réside dans le fait que

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Le calcium est un messager omniprésent dans le système nerveux, indispensable pour déclencher la libération des neurotransmetteurs et des changements dans la force synaptique. Ici nous démontrons une technique pour le chargement de Ca 2 +-indicateurs dans les terminaisons nerveuses chez la drosophile. Nous démontrons également la fabrication de l'appareillage nécessaire et de souligner les points critiques pour le succès de la technique.

Terminaux de chargement nerveuse chez la drosophile avec des indicateurs de calcium

Nous avons décrit les caractéristiques structurelles des synapses neuromusculaires Glia-dans un roman de préparation des tissus intérieur-extérieur de larves de mouches en direct en utilisant des colorants fluorescents en microscopie confocale. Nous avons étiqueté terminaisons neuronales vivre avec fluorescentes anticorps primaires à HRP, et également visualisé l'espace perisynaptic avec dextranes fluorescents.

Visualiser le Live Drosophile Gliales-jonction neuromusculaire avec des colorants fluorescents

Imagerie en temps réel des axones de la racine dorsale après Rhizotomie

Transport rétrograde de colorant fluorescent marque une sous-population de neurones en fonction de projection anatomique. Axones marqués peuvent être ciblés...

Marquage fluorescent rétrograde Permet ciblée extracellulaire seule unité d&#39;enregistrement de neurones identifiés<em&gt; In vivo</em

Source : Inal, M. A. et. al., Tracé rétrograde de Drosophila Motoneurones embryonnaires à l’aide de colorants fluorescents lipophiles. J. Vis. Exp. (2020)Cette vidéo montre la méthode de marquage rétrograde des motoneurones de Drosophila à l’aide de colorants lipophiles. Le colorant pénètre dans l’axone, se déplace rétrogradement et étiquette les neurones en vert, ce qui permet une visualisation détaillée de leur morphologie et de leurs projections au microscope confocal.

Marquage rétrograde des motoneurones de la drosophile à l’aide de colorants lipophiles fluorescents

Source : Wang, J., et al. Visualisation de l’innervation immunoréactive du peptide lié au gène de la calcitonine de la dure-mère crânienne du rat avec immunofluorescence et traçage neural. J. Vis. exp. (2021).  Cette vidéo présente une méthode permettant de retracer l’origine des neurones sensoriels dans la dure-mère à l’aide de la microscopie à fluorescence. Un traceur rétrograde est introduit dans la dure-mère exposée d’un rat anesthésié. Le traceur est absorbé par les axones neuronaux...

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