Un modèle de tube de Fallope humaines des enquêtes sur

Chlamydia trachomatis est une bactérie intracellulaire obligatoire à Gram négatif. Différents sérovards de chlamydia sont connus pour provoquer des infections de l'œil ou du tractus génital. Les infections du tractus génital par Chlamydia trachomatis constituent la maladie sexuellement transmissible la plus fréquente dans le monde.

On les retrouve avec une prévalence de près de 3 millions de cas déclarés dans l'Union européenne entre 1990 et 2009. Près de 400 000 cas ont été signalés en 2009. Bien que la santé publique et l'éducation sexuelle s'améliorent constamment, une augmentation du taux de nouvelles infections génitales à chlamydia, passant de 70 000 cas en 1990 à 400 000 cas en 2009, est observée.

75 % de toutes les nouvelles infections sont signalées chez les jeunes âgés de 15 à 24 ans. On suppose que des séquelles cliniques surviennent en raison d'une élimination inefficace des agents pathogènes, ce qui peut entraîner des infections ascendantes allant du tractus génital inférieur au tractus génital supérieur, et provoquer par la suite des lésions inflammatoires chroniques des tissus infectés. De 10 à 30 % des femmes infectées par Chlamydia trachomatis développent une maladie inflammatoire pelvienne (MIP), et jusqu'à 50 % des cas de MIP sont attribués aux infections à Chlamydia trachomatis.

En conséquence, chez 50 % des patientes souffrant d'infertilité tubaire et chez 40 % de celles présentant une grossesse extra-utérine, *Chlamydia trachomatis* est identifiée comme l'agent pathogène responsable. Chez une femme saine non infectée, l'œuf fécondé migre à travers la trompe de Fallope vers l'utérus, où il se développe jusqu'à l'accouchement. Chez les patientes infectées, *Chlamydia* peut remonter du tractus génital inférieur vers la trompe de Fallope, déclenchant des processus inflammatoires chroniques.

On suppose que les lésions des cellules épithéliales induites par les agents pathogènes et la perte de fonctions cellulaires épithéliales essentielles entraînent finalement une occlusion tubaire, conduisant à une réduction ou à une abolition complète du transport des ovules des ovaires vers l'utérus. À cet effet, des trompes de Fallope humaines provenant de femmes subissant une hystérectomie sont recueillies et conservées. Les trompes sont disséquées et ouvertes soigneusement.

En fonction du dispositif expérimental, ils sont découpés en petits échantillons et infectés avec des corps élémentaires de chlamydia trachéite infectieux pendant 24 à 48 heures après des points temporels respectifs. Les échantillons sont fixés avec le fixateur de Monty pendant au moins trois jours jusqu'à la préparation ultérieure. Conserver les trompes de Fallope humaines (HFT) provenant de femmes subissant une hystérectomie immédiatement après la chirurgie.

Dans du RPMI contenant 5 % de FCS sans antibiotiques, à quatre degrés Celsius jusqu'à la préparation. Dissez le tube utérin humain dans une boîte de Pétri contenant du RPMI avec 5 % de FCS sans antibiotiques pendant toute la procédure. Le tube doit être immergé dans le milieu pour éviter le dessèchement ; retirez et jetez le tissu conjonctif ainsi que les tissus endommagés pendant la chirurgie.

Après la dissection, ouvrez soigneusement le TFT avec un petit scalpel. Évitez les lésions tissulaires dues à une manipulation imprudente avec la pince et le scalpel. Préparez de petits morceaux de tissu d'une taille de cinq sur cinq millimètres pour infection, conservez l'échantillon de TFT dans un millilitre de RPMI contenant 5 % de FCS sans antibiotiques et ajoutez C track.

Les corps élémentaires de l'échantillon HFT d'OMAS sont incubés jusqu'à 48 heures à 37 degrés Celsius, 5 % CO2 et 20 % O2 dans une étuve normale ou dans un environnement à faible teneur en oxygène, inférieure à 5 % O2, dans une chambre d'hypoxie. Après les durées d'incubation respectives, les échantillons sont recueillis et conservés dans du fixateur de Monty pendant au moins trois jours à quatre degrés Celsius, jusqu'à la préparation pour microscopie électronique à balayage ou en transmission. Le tissu fixé est découpé en petits morceaux, lavé et incubé avec 1 % d'osmium et de tétraoxyde toute une nuit.

Après plusieurs étapes de lavage et de séchage, les échantillons déshydratés sont transférés dans de l'aite fraîchement préparé et polymérisés pendant 48 heures à 60 degrés Celsius. Après encrage, des coupes semi-fines et ultraminces sont réalisées et transférées respectivement sur des lames ou des grilles. Après coloration, les coupes semi-fines peuvent être examinées au microscope optique, tandis que les coupes ultraminces sont destinées à la microscopie électronique en transmission.

Retirer l'échantillon du fixateur de Monty et le découper en morceaux d'environ deux par deux par cinq millimètres. Après le lavage, l'incubation dans le tampon dilué de sodium CCO, le lavage à l'oxyde osmique, la déshydratation et les concentrations croissantes d'éthanol, transférer l'échantillon dans un mélange contenant 50 % d'oxyde de propylène et d'aite pendant une nuit. Le jour suivant, transférer dans de l'aite fraîchement préparé pendant au moins une heure.

Ensuite, transférez dans des moules plats et remplissez avec de l'aite, puis laissez polymériser l'aite pendant 48 heures à 60 degrés Celsius. Après avoir paré l'échantillon inclus, coupez des sections semi-minces d'environ 700 nanomètres ou des sections ultra-minces de 70 nanomètres à l'aide d'un ultramicrotome équipé d'un couteau en verre ou, de préférence, d'un couteau en diamant. Analysez l'échantillon en microscopie optique et en microscopie électronique en transmission à l'aide des sections semi-minces et ultra-minces. Pour la microscopie électronique à balayage.

Les échantillons sont fixés, épithélium vers le haut, sur des plaques de liège, lavés et déshydratés à l’aide de concentrations croissantes d’acétone. Après séchage dans un séchoir au point critique, les échantillons sont transférés sur un support d’échantillon pour MEB et recouverts de platine, d’or ou de palladium à l’aide d’un pulvérisateur cathodique. Ils sont alors prêts à être analysés au microscope électronique à balayage pour la microscopie électronique à balayage.

Retirer l'échantillon du fixateur de Monty et orienter le fragment de tissu avec l'épithélium vers le haut sur une feuille de liège, en le fixant à l'aide d'aiguilles à insectes. Après un lavage avec une solution tampon de caco de sodium, sécher l'échantillon au moyen d'un traitement à l'acétone dans un séchoir à point critique. Après le transfert de l'échantillon du liège vers un support d'échantillon pour MEBA, appliquer un revêtement conducteur en platine, or ou palladium à l'aide d'un pulvérisateur cathodique, puis transférer l'échantillon pulvérisé dans un microscope électronique à balayage pour une analyse ultérieure.

L'incidence élevée persistante des infections à *Chlamydia* chez les femmes et les conséquences cliniques considérables des infections ascendantes motivent le renforcement de la recherche fondamentale et translationnelle dans ce domaine. Nous avons utilisé un modèle tissulaire ex vivo de la trompe de Fallope humaine, précédemment établi par le groupe de St. Perus, afin de caractériser morphologiquement les lésions cellulaires induites par *Chlamydia* dans la trompe de Fallope. Grâce à cette méthode, la formation d'inclusions intracellulaires est observée à différents stades de développement, révélant à la fois des infections en phase de réplication et des infections persistantes.

Cependant, des preuves expérimentales de la présence de chlamydia persistantes dans le tissu des trompes de Fallope humaines font toujours défaut et nécessitent des analyses supplémentaires sur la chlamydia, les descendants et la surexpression transcriptionnelle des gènes de persistance. L'une des principales limites de ce modèle est l'absence de cellules inflammatoires, ce qui entrave l'analyse des effets secondaires liés à l'infection initiale à KLA glaucomateuse. Toutefois, ce modèle semble adapté pour analyser des conditions environnementales telles que la teneur en oxygène dans le contexte des lésions des cellules épithéliales des trompes de Fallope, ainsi que la réponse immunitaire initiale de l'hôte contre une infection glaucomateuse aiguë.

Un des objectifs futurs consiste à établir un modèle plus élaboré pour les tests de CMI des UTC dans le modèle de tissu tubaire humain en pH, et à utiliser ce modèle pour définir précisément les différents stades de développement des CLI sur le plan métabolique en ayant recours à la technique de microscopie à balayage laser à deux photons.