Name: Protein Misfolding Cyclic Amplification des prions (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2012-11-07T12:00:00.000+00:00
Duration: 10 min 12 s
Description: Découvrez la technique PMCA pour amplifier les souches de prions in vitro en utilisant des cerveaux de hamster. Cette méthode permet d'étudier la conversion prionique et les barrières d'espèces par western blot.

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Nous tenons à remercier le Dr Vesper Fe Marie Ramos pour la lecture critique du manuscrit. Ce travail a été soutenu par le National Center for Research Resources (P20 RR0115635-6, C06-01 et RR17417 G20RR024001) et l&#39;Institut national des troubles neurologiques et des maladies (2R01 NS052609).

1. Préparation de l&#39;équipement <ol><li> Utilisez un 3000 Misonix ou Misonix 4000 sonicateur (Farmingdale, NY) relié à un bain Thermo Electron Neslab EX-7 de l&#39;eau (Newington, NH) pour maintenir une température constante de 37 ° C. Soniquer les échantillons dans 200 pi à parois minces barrettes de tubes PCR avec bouchons bombés obtenus à partir de Thermo Scientific (Waltham, MA). </li><li> Un appareil à ultrasons nouvelle marque nécessite un &quot;break-in&quot; période de fonctionnement continu 9. Une rupture dans le délai de deux mois se compose d&#39;une salve sonication de 40 sec et cycles d&#39;incubation de 10 minutes avec le niveau d&#39;amplitude fixé à 10. On devrait observer l&#39;érosion sur toute la surface de la corne de titane microplaque (figure 1, partie B). La circulation d&#39;eau se penchera trouble blanche due à l&#39;érosion de la corne de titane microplaque. Remplacer cette eau tous les jours. </li><li> L&#39;amplification de la PrP Sc varie tout au long de la corne de microplaques. La meilleure efficacité PrP Sc d&#39;amplification peut être obtenu dansun rayon de 5 cm du centre de la corne de microplaques (voir la figure 1, partie C). </li><li> Un tour de PMCA se compose 144 cycles. Chaque cycle se compose de 5 sonication sec et 10 min d&#39;incubation. Ce sera à peu près entraînent à 24 h par tour de PMCA. </li><li> La puissance du moteur de sonication, affiché sur le panneau de commande de l&#39;appareil à ultrasons, varie avec le nombre de tubes PCR présentes dans la grille de sonication et la température de l&#39;eau circulant dans le bain d&#39;eau. Assurez-vous que l&#39;eau est équilibrée à 37 ° C, et ne remplissent pas plus de 30% du portoir du sonicateur (figure 1, partie C). Répartir les tubes PCR à travers la corne de microplaques. Avoir au moins une rangée d&#39;espace vide entre les barrettes de tubes PCR et de permettre au plus quatre tubes reliés entre eux par bande (figure 1, partie C). </li><li> La force de sonication est essentiel pour une amplification souche de prion succès. Bien sonication, régler l&#39;amplitude d&#39;avoir une puissance de sortiecomprise entre 155 ~ 170 watts. Dans notre laboratoire, le niveau de puissance est réglé sur six et sept pour 3000 et Misonix Misonix 4000, respectivement. </li><li> Utilisez de l&#39;eau distillée dans le bain d&#39;eau pour éviter l&#39;accumulation des taches d&#39;eau dure. Remplacer cette semaine de l&#39;eau. Au cours des cycles d&#39;incubation et sonication, l&#39;eau de condensation se produit à l&#39;intérieur du couvercle corne de microplaques. Pour éviter la condensation, fixez les tampons petit aquarium de la chaleur vers le haut de la boîte de l&#39;enceinte de l&#39;appareil à ultrasons comme le montre la figure 1, le panneau A. </li></ol> 2. Préparation des échantillons <ol><li> Toutes les procédures impliquant des animaux ont été approuvés par les soins de l&#39;Université Creighton animaux institutionnel et l&#39;utilisation comité et se conformer aux Lignes pour le soin et l&#39;utilisation des animaux de laboratoire. Avant tout prélèvement de tissus, l&#39;animal doit être anesthésié et transcardiaque perfusé à l&#39;aide glacée phosphate de solution saline tamponnée avec EDTA 5 mM à pH 7,4 pour enlever le sang du cerveau et d&#39;éviter l&#39;inhibition de laRéaction PMCA par le sang 7. Recueillir les tissus animaux rapidement en utilisant une technique aseptique et des outils de dissection dédiées pour chaque souche de prion. Après dissection, placer le tissu dans un tube de 1,5 ml, flash à geler sur de la glace sèche, et de le stocker à -80 ° C jusqu&#39;à homogénéisation. </li><li> Pour préparer le substrat PMCA (PrP C) solution, homogénéiser un cerveau de hamster infecté (ONU BH) à un 10% en poids / volume (p / v) avec un tampon de conversion glacée (voir partie 3) en utilisant un broyeur de tissu Tenbroeck. Bien homogénéiser, veillez à ne pas prendre l&#39;air à l&#39;intérieur du broyeur pour éviter un moussage excessif de la solution. Clarifier la solution par centrifugation à 500 xg pendant 30 sec et aliquote du surnageant dans des tubes de 1,5 ml microtubes. Conserver à -80 ° C jusqu&#39;à utilisation ultérieure. </li><li> Pour préparer la graine PMCA (PrP Sc) solution, homogénéiser une matière infectieuse (ganglions lymphatiques du cerveau, de la rate, d&#39;autres tissus, ou des sols contaminés) à un 10% p / v de solution avec de la glace froide water et aliquote de la solution dans 0,6 ml microtubes. Conserver à -80 ° C jusqu&#39;à utilisation ultérieure. </li></ol> 3. Préparation du tampon de conversion <ol><li> Peser 0,5093 g de Triton X-100 dans une fiole jaugée de 50 ml (résultat est une concentration finale de 1% de Triton X-100) (Sigma-Aldrich GmbH, Steinheim, Allemagne). </li><li> Ajoutez un inhibiteur de la protéase complète Tablet (Roche Diagnostics GmbH, Mannheim, Allemagne). </li><li> Ajouter 0,0931 g d&#39;EDTA (cela se traduira par une concentration de 5 mM final de l&#39;EDTA) (Mallinckrodt Baker Inc; Phillipsburg, NJ). </li><li> Ajuster le pH à 7,4 avec NaOH 1N. </li><li> Réglez le volume à 50 ml avec de phosphate de Dulbecco saline tamponnée (DPBS) (Mediatech Inc; Manassas, VA). </li><li> Filtrer la solution à travers une membrane de nitrocellulose de 0,45 pm avec un appareil de filtration sous vide. Le tampon de conversion peut être conservé à 4 ° C pendant pas plus d&#39;un mois. </li></ol> 4. L&#39;amplification des souches de prion Utilisation PMCA <ol><li>Diluer la graine PMCA dans le substrat PMCA dans un rapport de 1:20 (mélange soit 5 ul de la graine PMCA et 95 ul du substrat PMCA) dans un tube PCR. Retirez et rangez une aliquote de 15 ul à -80 ° C pour le contrôle unsonicated, ce contrôle unsonicated sera utilisée pour quantifier l&#39;amplification PrP Sc par la protéinase K (PK) digestion suivie par Western blot (WB) analyse. Une commande supplémentaire unsonicated peut être généré en plaçant une seconde aliquote 15 ul à 37 ° C pendant toute la durée de la réaction PMCA. Un minimum de trois répétitions est nécessaire à des fins statistiques. </li><li> Sous réserve du reste de l&#39;échantillon (70 pl) pour une tour de PMCA comme représenté sur la figure 1, partie A. Agiter chaque tube 5 h afin d&#39;éviter la condensation de l&#39;eau sur la coiffe en forme de dôme du tube de PCR. </li><li> Tubes de l&#39;échantillon doit être centrifugé et délicatement vortex (en faisant attention que la solution ne vont pas dans le bouchon en forme de dôme) avant d&#39;ouvrir après toute procédure visant à assurer homogeneity et éviter toute contamination. </li><li> Pour série PMCA (sPMCA) des souches période d&#39;incubation courte (c.-à-HY TME, HaCWD ou 263K), diluer la matière traitée aux ultrasons dans un rapport de 1:20 en transférant 5 pl de l&#39;échantillon soniqué de première ronde dans 95 ul de frais non infecté homogénat de cerveau (figure 2, partie B). </li><li> Pour sPMCA de longues souches période d&#39;incubation (c.-à-DY TME, 139H, 22CH, 22AH, ou ME7H), diluer la matière traitée aux ultrasons dans un rapport de 1:1 en transférant 50 ul de l&#39;échantillon soniqué de première ronde dans 50 pl de frais non infecté homogénat de cerveau (figure 2, partie B). </li><li> Retirez deux 15 aliquotes du mélange préalablement dilué soniqué (des étapes 4.4 ou 4.5) et stocker l&#39;un d&#39;eux à -80 ° C et l&#39;autre à 37 ° C (solutions de contrôle unsonicated pour PMCA deuxième tour). Soumettre les restes d&#39;une tour PMCA deux. </li><li> Cette procédure peut être répétée indéfiniment. Dans notre laboratoire, nousont effectué jusqu&#39;à quinze rounds PMCA, avec les propriétés de déformation reste inchangée. </li><li> PK digérer les échantillons. Pour un type WB, mélanger 5 pl de PK 80 pg / ml à 5 ​​pl de l&#39;échantillon (cette solution a une concentration finale de PK 40 pg / ml) et incuber à 37 ° C pendant une heure. Ajouter 10 ul de tampon de charge de gel. Faire bouillir cette solution pendant 10 min. Laisser la solution refroidir et charger 10 pi dans le gel. </li><li> Pour calculer le succès de l&#39;amplification d&#39;effectuer une analyse sur les échantillons WB PK-digérés pour estimer la quantité de PrP Sc amplifié en les comparant à deux, les contrôles unsonicated 20,21 graphique 2, partie C ou en un montant connu de PK-digérées recombinant PrP. </li></ol> 5. Éviter la contamination croisée Les étapes critiques doivent être prises pour réduire au minimum la contamination croisée et l&#39;apparition de faux positifs dus à la formation de novo de produits résistants à la protéase. </p&gt; <ol><li> Utilisez un ensemble dédié d&#39;outils de dissection (c.-à-pinces, pinces à épiler, ciseaux) pour la collecte de l&#39;échantillon pour chaque souche de prion. </li><li> Avant d&#39;homogénéisation cerveaux sains pour être utilisé comme un substrat PMCA, essuyez les pipettes d&#39;eau de Javel à 1%. Faire tremper le support du tube de PCR sonicateur, homogénéisateurs de tissus, et des supports de stockage de tubes PCR avec l&#39;eau de Javel à 1% pendant 10 minutes et rincer abondamment avec de l&#39;eau distillée. </li><li> Couvrir la zone de travail avec un remous Lab Versi-Dry frais chaque fois qu&#39;un nouvel échantillon doit être homogénéisé, une nouvelle expérience PMCA est d&#39;être prêt, ou lorsque aliquotage entre les rounds sPMCA. </li><li> Utiliser des gants chaque fois de nouvelles de nouveaux échantillons sont traités (en particulier lors du transfert entre les rounds aliquotes sPMCA). </li><li> Utiliser des salves courtes sonication pour chaque cycle de PMCA. Cycles de 5 sonication sec combiné avec 10 minutes d&#39;incubation est suffisant pour amplifier les prions sans générer de novo PrP Sc 1,20,21,23,24. Comme d&#39;autres laboratoires ont montré, en augmentant latemps de sonication, en augmentant l&#39;amplitude de sonication, et s&#39;étendant le nombre de cycles augmente la probabilité PMCA de novo de la PrP Sc formation 2. </li></ol>

<ol><li>Ayers, J. I., Schutt, C. R., Shikiya, R. A., Aguzzi, A., Kincaid, A. E., Bartz, J. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+strain-encoded+relationship+between+PrP+replication%2C+stability+and+processing+in+neurons+is+predictive+of+the+incubation+period+of+disease%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+pathogens%22%5BJournal%5D)">The strain-encoded relationship between PrP replication, stability and processing in neurons is predictive of the incubation period of disease.</a> PLoS pathogens. 7, e1001317(2011).</li>
<li>Barria, M. A., Mukherjee, A., Gonzalez-Romero, D., Morales, R., Soto, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((De+novo+generation+of+infectious+prions+in+vitro+produces+a+new+disease+phenotype%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+Pathog%22%5BJournal%5D)">De novo generation of infectious prions in vitro produces a new disease phenotype.</a> PLoS Pathog. 5, e1000421(2009).</li>
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<li>Hadlow, W. J., Race, R. E., Kennedy, R. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Temporal+distribution+of+transmissible+mink+encephalopathy+virus+in+mink+inoculated+subcutaneously%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Virol%22%5BJournal%5D)">Temporal distribution of transmissible mink encephalopathy virus in mink inoculated subcutaneously.</a> J. Virol. 61, 3235-3240 (1987).</li>
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<li>Maddison, B. C., Baker, C. A., Terry, L. A., Bellworthy, S. J., Thorne, L., Rees, H. C., Gough, K. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Environmental+sources+of+scrapie+prions%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Virol%22%5BJournal%5D)">Environmental sources of scrapie prions.</a> J. Virol. 84, 11560-11562 (2010).</li>
<li>Nichols, T. A., Pulford, B., Wyckoff, A. C., Meyerett, C., Michel, B., Gertig, K., Hoover, E. A., Jewell, J. E., Telling, G. C., Zabel, M. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Detection+of+protease-resistant+cervid+prion+protein+in+water+from+a+CWD-endemic+area%5BTitle%5D)+AND+%22Prion%22%5BJournal%5D)">Detection of protease-resistant cervid prion protein in water from a CWD-endemic area.</a> Prion. 3, 171-183 (2009).</li>
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<li>Saborio, G. P., Permanne, B., Soto, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Sensitive+detection+of+pathological+prion+protein+by+cyclic+amplification+of+protein+misfolding%5BTitle%5D)+AND+%22Nature%22%5BJournal%5D)">Sensitive detection of pathological prion protein by cyclic amplification of protein misfolding.</a> Nature. 411, 810-813 (2001).</li>
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<li>Shikiya, R. A., Bartz, J. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((In+vitro+generation+of+high+titer+prions%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+virology%22%5BJournal%5D)">In vitro generation of high titer prions.</a> Journal of virology. , (2011).</li>
<li>Weber, P., Giese, A., Piening, N., Mitteregger, G., Thomzig, A., Beekes, M., Kretzschmar, H. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Generation+of+genuine+prion+infectivity+by+serial+PMCA%5BTitle%5D)+AND+%22Veterinary+microbiology%22%5BJournal%5D)">Generation of genuine prion infectivity by serial PMCA.</a> Veterinary microbiology. 123, 346-357 (2007).</li>
</ol>

Aucun conflit d&#39;intérêt déclaré.

Les défis de amplification protéines prions infectieuses sont les longues périodes d&#39;incubation et les frais de dans des expériences in vivo. La technique PMCA est un moyen rentable pour amplifier les prions infectieux. Plusieurs laboratoires ont confirmé la capacité de PMCA avec précision amplifier souches de prion in vitro 7, 9, 12, 14, 19,24. Les maladies à prions peuvent être transmis entre les espèces. Bessen et Marsh ont effectivement inoculé h...

<table border="1"><tbody><tr><td> Réactif / équipement </td><td> Fabricant </td><td> Cat. Nombre </td></tr><tr><td> Misonix 3000 </td><td> Misonix </td><td> S-3000 </td></tr><tr><td> Misonix 4000 </td><td> Misonix </td><td> S-4000 </td></tr><tr><td> Grinder tissus Tenbroeck </td><td> Kontes </td><td> 885000-0007 </td></tr><tr><td> Bain Neslab EX-7 Eau </td><td> Thermo Electron </td><td> Neslab EX-7 </td></tr><tr><td> 0,2 ml Bandes de tubes PCR </td><td> Thermo Scientific </td><td> AB-0451 </td></tr><tr><td> Triton X-100 </td><td> Sigma Aldrich </td><td> T9284-100ML </td></tr><tr><td> Inhibiteur de la protéase complète </td><td> Roche </td><td> 11 697 498 001 </td></tr><tr><td> EDTA </td><td> JT Baker </td><td> 4040-00 </td></tr><tr><td> DPBS </td><td> Mallinckrodt Baker Mediatech </td><td> 21-031-CV </td></tr><tr><td> Soakers Lab Versi-Dry </td><td> Fisher Scientific </td><td> 14 206 28 </td></tr><tr><td> Repti Therm Chauffage </td><td> Zoo Med Laboratories, Inc </td><td> RH-4 </td></tr></tbody></table>

protein misfolding cyclic amplification des prions

Protein Misfolding Cyclic Amplification of Prions

Les prions sont des agents infectieux qui causent l&#39;encéphalopathie spongiforme inévitablement fatale transmissible (EST) chez les animaux et les humains 9,18. La protéine prion présente deux isoformes distincts, le non-infectieuse codée par l&#39;hôte de protéine (PrP C) et la protéine infectieuse (PrP Sc), une isoforme anormale pliée de PrP C 8. L&#39;un des défis de travailler avec les prions est la longue période d&#39;incubation avant l&#39;apparition des signes cliniques qui suivent le 13 inoculation d&#39;accueil. Cette traditionnellement chargé longs et coûteux essais biologiques d&#39;origine animale. En outre, les propriétés biochimiques et biophysiques de la PrP Sc sont mal caractérisées en raison de leur conformation inhabituelle et états d&#39;agrégation. PrP Sc peut engendrer la conversion de PrP C en PrP Sc in vitro 14. PMCA est une technique in vitro qui prend avantage de cette capacité en utilisant les cycles de sonication et d&#39;incubation pour produire de grandes quantités de PrP Sc, à une vitesse accélérée, à partir d&#39;un système contenant des quantités excessives de PrP C et des quantités infimes de la graine PrP Sc 19. Cette technique s&#39;est avérée efficace pour résumer la spécificité d&#39;espèce et la souche de PrP Sc conversion de PrP C, à imiter les interférences souche de prion, et d&#39;amplifier de très faibles niveaux de PrP Sc dans les tissus infectés, fluides, et les échantillons environnementaux 6,7,16, 23. Cet article détaille le protocole de PMCA, y compris des recommandations pour minimiser la contamination, des résultats constants, et de quantifier ces résultats. Nous discutons également plusieurs applications PMCA, notamment la production et la caractérisation des souches de prions infectieux, les interférences souche de prion, et la détection des prions dans l&#39;environnement.

Amplification cyclique protéine repliement (PMCA) est utilisée pour amplifier la PrP Sc in vitro 7, 12, 14, 19, 24. Un succès PrP Sc amplification est démontré par une augmentation de l&#39;intensité des bandes sur Western blot de la protéine prion PK-résistante (migration entre 19 et 30 kDa pour souches de prion de hamster dérivés), comme illustré à la figure 3. L&#39;augmentation de l&#39;intensité de la bande après PMCA indique l&#39;amplification de la matiè...

Repliement des protéines amplification cyclique (PMCA) est un test in vitro pour l&#39;étude de la conversion du prion et les obstacles souche et l&#39;espèce. Il peut également être utilisé comme un test de détection de prion.

Protein Misfolding Cyclic Amplification des prions

Les prions sont des agents infectieux responsables des encéphalopathies spongiformes transmissibles (EST), fatales et inévitables, chez les animaux et les humains9,18. La protéine prion...

L'objectif de cette procédure est d'amplifier avec succès in vitro des souches PreOn adaptées au hamster. Cela est réalisé en homogénéisant d'abord un cerveau de hamster non infecté destiné à servir de substrat, puis en préparant le tissu infecté destiné à servir d'amorce. La deuxième étape consiste à mélanger le substrat et l'amorce dans des tubes PCR, puis à effectuer une amplification cyclique de mauvais repliement des protéines, ou PMCA, par cycles de sonication et d'incubation.Ensuite, le matériau amplifié est dilué avec un nouveau substrat et amplifié en série in vitro, puis la PMCA est effectuée. Enfin, les échantillons sont digérés par la protéinase K, puis analysés par immunobuvardage. En définitive, l'augmentation de l'intensité des bandes observée sur l'immunobuvardage peut être utilisée pour déterminer l'amplification in vitro de la souche de prion.Cette méthode peut aider à répondre à des questions clés dans le domaine de la PreOn, comme quels sont les cofacteurs importants impliqués dans l'amplification de la PreOn ? En général, les personnes novices dans cette méthode éprouvent des difficultés avec des détails mineurs mais importants liés à la technique, ainsi qu'avec la prévention de la contamination croisée des échantillons. Avant l'homogénéisation, essuyez les pipettes avec de l'eau de javel à 1 %, et imbiber de javel le porte-tubes PCR, les homogénéisateurs tissulaires et les supports de rangement des tubes PCR.Après 10 minutes, rincez soigneusement chaque élément d'équipement avec de l'eau distillée, puis recouvrez la zone de travail d'un nouveau tapis absorbant Verly dry lab Soaker. Utilisez ensuite un homogénéisateur tissulaire de 10 buric et un tampon de conversion fraîchement préparé et glacé pour homogénéiser un cerveau de hamster non infecté en une solution de 10 % poids par volume. Pour les utilisations comme solution substrat PMCA, placez l'homogénat dans des tubes coniques de 15 millilitres et clarifiez la solution homogénéisée par centrifugation à 500 ×g pendant 30 secondes.Ensuite, en prenant soin d'éviter l'aliquot de gros culot, transférer le surnageant obtenu dans des tubes micro-centrifuge de 1,5 millilitre. Pour préparer la solution de germe PMCA, homogénéiser le matériel infectieux récolté en une solution à 10 % poids/volume comme vient d'être démontré, mais avec du tampon salin phosphate de Daros ou DPBS au lieu du tampon de conversion, puis aliquoter la solution dans des tubes micro-centrifuge de 0,6 millilitre. Avant de commencer la procédure d'amplification, couvrir la zone de travail avec un essuie-tout propre et sec, ajouter le substrat PMCA à une bande de tubes PCR de paroi fine de 200 microlitres et diluer le germe PMCA dedans selon un rapport de un à 20, placer un total de quatre répliques dans des tubes marqués en rouge.Placer deux répliques d’un aliquot de 15 microlitres de chaque échantillon dans des tubes PCR marqués en bleu, à utiliser comme témoin non solubilisé à moins 80 degrés Celsius. Placer deux répliques supplémentaires d’un aliquot de 15 microlitres de chaque échantillon dans des tubes PCR destinés à être conservés à 37 degrés Celsius, comme témoin non solubilisé supplémentaire. Ensuite, placer les témoins non solubilisés à moins 80 degrés Celsius dans un congélateur à moins 80 degrés Celsius, et les autres témoins non solubilisés dans un incubateur à 37 degrés Celsius pendant toute la durée de la réaction PMCA.Commencez maintenant le premier cycle d'amplification PMCA en plaçant la bande de tubes PCR contenant les 70 microlitres restants de chaque échantillon dans un sonicateur relié à un bain d'eau à circulation régulée à une température constante de 37 degrés Celsius. Un tube PCR contenant uniquement le substrat PMCA peut être inclus comme témoin négatif afin de vérifier d'éventuelles contaminations croisées, en remplissant au maximum 30 % du porte-tube du sonicateur en répartissant les tubes PCR sur l'ensemble du porte-tube de microplaque. Laissez au moins une rangée d'espace vide entre les bandes de tubes PCR et ne connectez pas plus de quatre tubes par bande.L'amplification de P-R-P-S-C varie selon les emplacements sur le pavillon de microplaque. La meilleure efficacité d'amplification de P-R-P-S-C est obtenue dans un rayon de cinq centimètres à partir du centre du pavillon de microplaque. Un cycle de PMCA comprend 144 cycles, chacun composé de cinq secondes de sonication et de 10 minutes d'incubation, pour une durée d'environ 24 heures par cycle de PMCA, tandis que lors de l'ajustement, on règle l'amplitude de manière à obtenir une puissance de sortie comprise entre 155 et 170 watts.Placer un tapis chauffant pour aquarium sur le couvercle du sonicateur afin d'éviter la condensation d'eau, qui pourrait entraîner une contamination croisée des échantillons. Agiter les tubes toutes les cinq heures pour éviter la condensation d'eau sur les bouchons bombés des tubes PCR après la fin du cycle. Retirer la bande de tubes de l'ator et centrifuger les échantillons.Ensuite, vortexez doucement les tubes en veillant à ce que la solution ne monte pas jusqu’au bouchon afin d’éviter toute contamination lors de l’ouverture des tubes, ce qui réduit davantage le risque de contamination. Évitez de toucher le bord et posez le bouchon sur un essuie-tout propre. Puis, pour la PMCA en série de la souche PreOn, transférez cinq microlitres de l’échantillon soniqué dans 95 microlitres de substrat PMCA frais.Utilisez des gants neufs pour chaque échantillon. Ensuite, prélève deux aliquotes de 15 microlitres à partir de chacun des échantillons soniqués et conserve une aliquote à moins 80 degrés Celsius et l'autre à 37 degrés Celsius. Pour les solutions témoins non saturées destinées au deuxième cycle de PMCA, soumets les résidus à un second cycle de PMCA comme vient d'être démontré.Cette étape peut être répétée autant de fois que souhaité. Un tube PCR contenant uniquement le substrat PMCA du cerveau non infecté peut être inclus afin de vérifier une contamination croisée après avoir effectué le nombre souhaité de cycles. Mélangez cinq microlitres de protéinase K à 18 microgrammes par millilitre avec cinq microlitres de l'échantillon soniqué, l'échantillon témoin à moins 80 degrés Celsius et l'échantillon témoin à 37 degrés Celsius, chacun dans des tubes PCR séparés, puis incubez les échantillons à 37 degrés Celsius pendant une heure.Ensuite, ajoutez 10 microlitres de tampon de charge pour gel à l'échantillon digéré et portez la solution à ébullition pendant 10 minutes. Une fois refroidi, chargez 10 microlitres du mélange échantillon-tampon de charge sur un gel de type Western blot. Pour déterminer la quantité de P-R-P-S-C amplifié, comparez la quantité d'échantillon digéré par la protéinase K sur le Western blot soit aux témoins non traités, soit à des quantités connues de protéinase.K non digéré recombinant. Le P-R-P-C-P-M-C-A est utilisé pour amplifier le P-R-P-S-C in vitro. Une amplification réussie de la protéine PreOn adaptée au hamster, la CWD du hamster et la TME somnolente peuvent être observées sur cette analyse Western BLO en comparant les intensités des bandes avant et après la digestion par la protéinase K du P-R-P-S-C suivie d'une analyse Western BLO, qui révèle une bande supérieure, intermédiaire et inférieure correspondant respectivement à la forme di-, mono- et glycosylée de la protéine prion. Certaines souches de PreOn peuvent être différenciées par leur mobilité électrophorétique.Par exemple, il existe une différence de migration de deux kilodaltons entre les souches de CWD du hamster et de TME somnolent de PreOn. Cette amplification de haute fidélité est observée par une migration électrophorétique similaire de la souche de CWD du hamster PreOn amplifiée par PMCA par rapport à son inoculum de CWD du hamster correspondant, ainsi que pour la souche de TME somnolent par rapport à son inoculum de TME somnolent. En l'absence de contamination croisée ou de formation *de novo* de P-R-P-S-C, l'analyse par immunotransfert des échantillons témoins de PMCA OFM devrait rester claire après la digestion par la protéinase K.Lors de la réalisation de cette procédure, il est important de se rappeler de nettoyer chaque équipement avant d'utiliser un nouvel échantillon, afin d'éviter toute contamination croisée.

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