Name: Orthotopique transplantation dintestin grêle chez le rat (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2012-11-06T13:00:00.000+00:00
Duration: 9 min 16 s
Description: Découvrez la transplantation orthotopique d'intestin grêle chez le rat pour étudier les processus immunologiques et inflammatoires. Cette méthode microchirurgicale permet d'évaluer la survie à long terme et la fonction du greffon.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

1. Fonctionnement des bailleurs de fonds <ol><li> Le rat donneur doit rester à jeun pendant 24 heures (accès libre à l&#39;eau / solution de glucose). </li><li> Pour induire une anesthésie par inhalation isoflurane, commencez avec 2% pulvérisateur standard, puis réduire à 1% après avoir effectué une laparotomie. Effectuer un pincement de l&#39;orteil pour vérifier la sédation. </li><li> Raser l&#39;abdomen et le nettoyer avec préparation de la peau 3 fois (Kodan). Effectuez ensuite une incision médiane après administration sous-cutanée de l&#39;analgésique. </li><li> Après la greffe est enveloppé dans de la gaze imbibée salée, séparer les adhérences physiologiques entre le pancréas et du côlon ascendant délicatement avec un coton-tige (sous le microscope chirurgical avec un grossissement de 6x). </li><li> Ligaturer et diviser les vaisseaux coliques iléo-cæcaux et droite et centre en utilisant 7-0 soie. Après le côlon ascendant est étalée sur le côté droit de la veine mésentérique supérieure (VMS), les vaisseaux coliques iléo-cæcaux, droite et centrale peuvent être identifiées pour la ligature et la division en utilisant 7-0 liens. </li><li> Rétracter l&#39;estomac vers le haut, de sorte que l&#39;ensemble de SMV est redressé et exposée. Utilisez une pince moustique de rachat. La pince est maintenue en masse à modeler mis en forme selon les besoins. </li><li> Ligaturer et diviser les veines pancréatico-duodénaux en provenance du SMV. Toutes les petites veines pancréatico-duodénaux provenant du SMV doit être soigneusement identifiée, ligaturé avec 7-0 soie et divisé avant que le tissu pancréatique peut être retiré de la greffe. </li><li> Ligaturer et diviser le tissu conjonctif perdent y compris tous les vaisseaux lymphatiques entre le SMV et de l&#39;aorte abdominale. Avec la greffe toujours sur le côté droit de l&#39;abdomen, la perte du tissu conjonctif, y compris tous les vaisseaux lymphatiques entre le SMV et de l&#39;aorte abdominale est accessible. Ce tissu conjonctif doit être ligaturés en utilisant 7-0 soie et divisée pour éviter lymphorrhée postopératoire du greffon intestinal. </li><li> Ligaturer et de diviser l&#39;artère rénale droite. Après le tissu conjonctif est divisé, l&#39;artère rénale droite est accessible et est ligaturée et sectionnée en utilisant 7-0 soie. </li><li> Systémique heparinise le rat en utilisant 200 unités d&#39;héparine iv dans la veine du pénis. </li><li> Ligaturer les artères marginales, et de diviser l&#39;intestin grêle à la jonction duodéno-jéjunale et à l&#39;iléon terminal. </li><li> L&#39;aorte est ligaturé proximale à l&#39;origine de la SMA. La veine porte est découpée à la confluence avec la veine splénique. Puis le greffon est récolté avec son pédicule vasculaire composé du SMA avec un segment aortique. </li></ol> 2. Procédure Backtable <ol><li> Perfuser le greffage utilisant 3 ml de solution de l&#39;Université du Wisconsin (UW) à 4 ° C par l&#39;intermédiaire du conduit aortique et irriguer la lumière intestinale à partir de la fin du jéjunum avec 30 ml d&#39;Uro-Nebacetin solution de N à 4 ° C (lumen d&#39;irrigation est obligatoire) . </li></ol> Immédiatement après l&#39;extraction de la greffe, le conduit aortique est utilisé pour la perfusion avec 3 ml solution UW réfrigérés. Pour cela, un cathéter 20 G iv surune seringue de 10 ml est utilisé. La perfusion doit être observé pour s&#39;écouler librement de la veine porte divisée. Pour l&#39;irrigation intestinale avec Nebacetin, une seringue de 50 ml est utilisé. <ol start="2"><li> Stocker le greffage en solution UW à 4 ° C au cours de la préparation du destinataire. </li></ol> 3. Fonctionnement du destinataire <ol><li> Le rat receveur doit rester à jeun pendant 24 heures (accès libre à l&#39;eau / solution de glucose). </li><li> Pour induire une anesthésie par inhalation isoflurane, commencez avec 2% pulvérisateur standard, puis réduire à 1% après avoir effectué une laparotomie. Effectuer un pincement de l&#39;orteil pour vérifier la sédation. </li><li> Raser l&#39;abdomen et le nettoyer avec préparation de la peau 3 fois (Kodan). Effectuez ensuite une incision médiane après administration sous-cutanée de carprofène 5 mg / kg sc peropératoire analgésie. </li><li> Enroulez le destinataire dans l&#39;intestin normal de gaze imbibée solution saline et le placer sur la poitrine du destinataire. </li><li> Ouvrez le rétropéritoine carrément avec Q-tips, et exposer le abdominal aorte et la veine cave inférieure juste au-dessous des artères rénales vers le bas au niveau des vaisseaux iliaques, le cas échéant également utiliser microciseaux. Ligaturer les tribuaries petites lombaires et la colonne vertébrale de l&#39;aorte et la veine cave en utilisant 7-0 soie pour éviter la perte de sang. (Pour ce faire, modifiez le zoom à 16x microscope chirurgical.) </li><li> Clampage de l&#39;aorte et la veine cave inférieure au-dessous des vaisseaux rénaux proximal gauche et au-dessus de la bifurcation iliaque distal à l&#39;aide des clips de microvaisseaux. Une seule pince est utilisée proximale distale ainsi que pour serrer les deux navires simultanément. Inciser les deux navires antérieurement en utilisant un microknife et laver le sang restant. </li><li> Créer une anastomose termino-latérale entre le segment aortique et aorte greffé le destinataire à l&#39;aide d&#39;un fil de suture continue 10-0 Prolene .. Initialement, le greffon est placé sur le côté droit de l&#39;abdomen (la tête du rat placé à 12 heures) pour effectuer les points paroi arrière de l&#39;anastomose artérielle et attachant de la suture inférieure séjour. Then, le greffon est mis sur le côté gauche de l&#39;abdomen (la tête du rat placé à 9 heures) afin d&#39;exposer et de suturer la paroi avant de l&#39;anastomose. </li><li> Une anastomose termino-latérale entre la veine porte et IVC greffé du destinataire s&#39;effectue également à l&#39;aide de fils de suture en cours d&#39;exécution 10-0 Prolene. Avec le rat fixes situées sur le côté (tête en position 9 heures), le greffon est positionné sur le côté gauche de l&#39;abdomen et une suture inférieure séjour est placé. L&#39;anastomose est démarré avec la paroi arrière de l&#39;intérieur du récipient. Après la suture inférieure séjour est liée, les points paroi avant peut être effectuée à partir de l&#39;extérieur. </li><li> Retirer les pinces distales d&#39;abord, puis par les pinces supérieures. Tout saignement anastomotique est contrôlée par la pression directe à l&#39;aide de coton-tiges. Le greffon doit être vérifiée reperfusion égale et rapide. </li><li> Réséquer l&#39;intestin grêle du destinataire entière après la ligature des vaisseaux mésentériques. Les bénéficiaires subissent entérectomie montant, la préservation de 2-3 cm de projéjunum ximal et 1 cm d&#39;iléon distal. </li><li> Rétablir la continuité entérique par proximale (jéjuno-jéjunostomie) et distale (iléo-iléostomie) de bout en bout à l&#39;aide d&#39;une anastomose intestinale interrompu une couche de suture avec 6-0 Monocryl. Environ 16 points de suture sont nécessaires pour compléter les anastomoses. </li><li> Rincer la cavité péritonéale avec une solution saline normale jusqu&#39;à ce que propre. Administrer 2 ml de sérum physiologique par voie intrapéritonéale pour le remplacement des liquides. Ensuite, fermez l&#39;abdomen à l&#39;aide d&#39;un surjet de Vicryl 3-0 avec la couche musculaire en plus d&#39;une suture cutanée continue. </li><li> Dans la période postopératoire, les rats doivent être conservés à jeun (avec accès à l&#39;eau et une solution de glucose) pour un autre h 24 puis redémarré le rat standard chow et eau ad libitum. Analgésie avec carprofène doit être administré pendant 3 jours (voir posologie ci-dessous). </li></ol>

<ol><li>Abu-Elmagd, K. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Five+Hundred+Intestinal+and+Multivisceral+Transplantations+at+a+Single+Center%3A+Major+Advances+With+New+Challenges%5BTitle%5D)+AND+%22Ann.+Surg%22%5BJournal%5D)">Five Hundred Intestinal and Multivisceral Transplantations at a Single Center: Major Advances With New Challenges.</a> Ann. Surg. 250 (4), 567-56 (2009).</li>
<li>Berney, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Portal+versus+systemic+drainage+of+small+bowel+allografts%3A+comparative+assessment+of+survival%2C+function%2C+rejection%2C+and+bacterial+translocation%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Am.+Coll.+Surg%22%5BJournal%5D)">Portal versus systemic drainage of small bowel allografts: comparative assessment of survival, function, rejection, and bacterial translocation.</a> J. Am. Coll. Surg. 195 (6), 804(2002).</li>
<li>Fishbein, T. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Intestinal+transplantation%5BTitle%5D)+AND+%22N.+Engl.+J.+Med%22%5BJournal%5D)">Intestinal transplantation.</a> N. Engl. J. Med. 361 (10), 998(2009).</li>
<li>Hernandez, F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Is+portal+venous+outflow+better+than+systemic+venous+outflow+in+small+bowel+transplantation%3F+Experimental+study+in+syngeneic+rats%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Pediatr.+Surg%22%5BJournal%5D)">Is portal venous outflow better than systemic venous outflow in small bowel transplantation? Experimental study in syngeneic rats.</a> J. Pediatr. Surg. 40 (2), 336(2005).</li>
<li>Monchik, G. J., Russell, P. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Transplantation+of+small+bowel+in+the+rat%3A+technical+and+immunological+considerations%5BTitle%5D)+AND+%22Surgery%22%5BJournal%5D)">Transplantation of small bowel in the rat: technical and immunological considerations.</a> Surgery. 70 (5), 693(1971).</li>
<li>Murase, N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Graft-versus-host+disease+after+brown+Norway-to-Lewis+and+Lewis-to-Brown+Norway+rat+intestinal+transplantation+under+FK506%5BTitle%5D)+AND+%22Transplantation%22%5BJournal%5D)">Graft-versus-host disease after brown Norway-to-Lewis and Lewis-to-Brown Norway rat intestinal transplantation under FK506.</a> Transplantation. 55 (1), 1(1993).</li>
<li>Murase, N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Immunomodulation+of+intestinal+transplant+with+allograft+irradiation+and+simultaneous+donor+bone+marrow+infusion%5BTitle%5D)+AND+%22Transplant+Proc%22%5BJournal%5D)">Immunomodulation of intestinal transplant with allograft irradiation and simultaneous donor bone marrow infusion.</a> Transplant Proc. 31 (1-2), 565(1999).</li>
<li>Pech, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Perioperative+infliximab+application+ameliorates+acute+rejection+associated+inflammation+after+intestinal+transplantation%5BTitle%5D)+AND+%22Am.+J.+Transplant%22%5BJournal%5D)">Perioperative infliximab application ameliorates acute rejection associated inflammation after intestinal transplantation.</a> Am. J. Transplant. 10 (11), 2431(2010).</li>
<li>Schaefer, N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Resident+macrophages+are+involved+in+intestinal+transplantation-associated+inflammation+and+motoric+dysfunction+of+the+graft+muscularis%5BTitle%5D)+AND+%22Am+J+Transplant%22%5BJournal%5D)">Resident macrophages are involved in intestinal transplantation-associated inflammation and motoric dysfunction of the graft muscularis.</a> Am J Transplant. 7 (5), 1062(2007).</li>
<li>Schaefer, N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mechanism+and+impact+of+organ+harvesting+and+ischemia-reperfusion+injury+within+the+graft+muscularis+in+rat+small+bowel+transplantation.+Transplant%5BTitle%5D)+AND+%22Proc%22%5BJournal%5D)">Mechanism and impact of organ harvesting and ischemia-reperfusion injury within the graft muscularis in rat small bowel transplantation. Transplant.</a> Proc. 38 (6), 1821(2006).</li>
<li>Schaefer, N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Acute+rejection+and+the+muscularis+propria+after+intestinal+transplantation%3A+the+alloresponse%2C+inflammation%2C+and+smooth+muscle+function%5BTitle%5D)+AND+%22Transplantation%22%5BJournal%5D)">Acute rejection and the muscularis propria after intestinal transplantation: the alloresponse, inflammation, and smooth muscle function.</a> Transplantation. 85 (10), 1465(2008).</li>
<li>Xue, L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Surgical+experience+of+refined+3-cuff+technique+for+orthotopic+small-bowel+transplantation+in+rat%3A+a+report+of+270+cases%5BTitle%5D)+AND+%22Am.+J.+Surg%22%5BJournal%5D)">Surgical experience of refined 3-cuff technique for orthotopic small-bowel transplantation in rat: a report of 270 cases.</a> Am. J. Surg. 198 (1), 110(2009).</li>
<li>Zhang, X. Q., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Simplified+techniques+in+rat+heterotopic+small+bowel+transplantation%5BTitle%5D)+AND+%22Transplant.+Proc%22%5BJournal%5D)">Simplified techniques in rat heterotopic small bowel transplantation.</a> Transplant. Proc. 38 (6), 1840(2006).</li>
<li>Zhao, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+establishment+of+a+new+en+bloc+combined+liver-small+bowel+transplantation+model+in+rats.+Transplant%5BTitle%5D)+AND+%22Proc%22%5BJournal%5D)">The establishment of a new en bloc combined liver-small bowel transplantation model in rats. Transplant.</a> Proc. 39 (1), 278(2007).</li>
</ol>

Aucun conflit d&#39;intérêt déclaré.

Bien que les modèles de transplantation intestinale chez le rat ont été décrits dès le 5 1970ies dans la plupart des modèles récemment utilisés impliquent hétérotopique transplantation intestinale en utilisant des techniques différentes 13. Bien que les procédures hétérotopiques en général ont l&#39;avantage de techniques de microchirurgie plus facile et plus facile accessibilité de la greffe d&#39;évaluation, hétérotopique transplantation intestinale a le gros inconvénient de ne pas prendre en com...

<table border="1"><tbody><tr><td> Nom du réactif </td><td> Entreprise </td><td> Numéro de catalogue </td><td> Commentaires (optionnel) </td></tr><tr><td> Université du Wisconsin (UW) solution (ViaSpan) </td><td> Bristol-Myers Squibb </td><td></td><td></td></tr><tr><td> Uro-Nebacetin solution de N </td><td> Nycomed </td><td> 6967855 </td><td></td></tr><tr><td> Ampicilline </td><td> Ratiopharm </td><td></td><td></td></tr><tr><td> Carprofène (Rimadyl) </td><td> Pfizer </td><td></td><td></td></tr><tr><td> Prolene 10-0 suture unresorbable </td><td> Ethicon </td><td></td><td></td></tr><tr><td> Monocryl fil résorbable 6-0 </td><td> Ethicon </td><td></td><td></td></tr><tr><td> Vicryl 3-0 suture résorbable </td><td> Ethicon </td><td></td><td></td></tr><tr><td> Cathéter IV G 20 mm 1.1x33 </td><td> Braun </td><td></td><td></td></tr><tr><td> Cathéter iv G 22 0.9x25 mm </td><td> Braun </td><td></td><td></td></tr><tr><td> Kodan peau Prep </td><td> Schülke </td><td></td><td></td></tr><tr><td> Une solution de NaCl 0,9% perfusion </td><td> Braun </td><td></td><td></td></tr><tr><td> Pince courbes petite </td><td> FineScienceTools </td><td> 11009-13 </td><td></td></tr><tr><td> Micropincettes courbe </td><td> AESCULAP </td><td> BD 333 </td><td></td></tr><tr><td> Micropincettes courbe </td><td> AESCULAP </td><td> FD281R </td><td></td></tr><tr><td> Micro Pince droite 1 </td><td> WPI </td><td> 5 </td><td></td></tr><tr><td> Micro Pince droite 2 </td><td> WPI </td><td> 2 </td><td></td></tr><tr><td> Porte-aiguille micro </td><td> WPI </td> &lt;td&gt; 14081 </td><td></td></tr><tr><td> Ciseaux Micro </td><td> FineScienceTools </td><td> 15006-09 </td><td></td></tr><tr><td> Micro scalpel </td><td> MANI </td><td> Couteau ophtalmique </td><td></td></tr><tr><td> Micro pinces </td><td> AESCULAP </td><td> FB329R </td><td></td></tr></tbody></table>

orthotopique transplantation d&#39;intestin grêle chez le rat

Orthotopic Small Bowel Transplantation in Rats

Transplantation d&#39;intestin grêle est devenue une option clinique acceptée pour les patients atteints du syndrome de l&#39;intestin court et l&#39;échec de la nutrition parentérale (insuffisance intestinale irréversible). Dans les centres spécialisés amélioration opérationnelle et les stratégies de gestion ont conduit à un excellent court et à moyen terme patient et la survie du greffon tout en offrant une qualité de vie élevée 1,3. Contrairement à la transplantation plus fréquente d&#39;autres organes solides (c.-à-cœur, le foie), de nombreux mécanismes sous-jacents de la fonction du greffon et des modifications immunologiques induites par la transplantation intestinale ne sont pas entièrement connues 6,7. Les épisodes de rejet aigu, septicémie et l&#39;insuffisance chronique du greffon sont les principaux obstacles encore qui contribuent à moins favorable des résultats à long terme et d&#39;entraver un emploi plus répandu de la procédure en dépit d&#39;un nombre croissant de patients sous nutrition parentérale à domicile qui pourraient potentiellement bénéficier d&#39;une telle greffe. L&#39;intestin grêle contientun grand nombre de leucocytes passagers communément appelé dans le cadre de l&#39;intestin système lymphoïde associé (GALT), cette partie étant la raison de la forte immunogénicité du greffon intestinal. La présence et la proximité de nombreux commensaux et pathogènes dans l&#39;intestin, explique la sévérité des épisodes de septicémie fois greffe intégrité de la muqueuse est compromise (par exemple par le rejet). Pour faire avancer le domaine de l&#39;informatique intestinales et la transplantation multiviscérale plus générés à partir de modèles animaux fiables et réalisables est nécessaire. Le modèle proposé ici combine à la fois la fiabilité et la faisabilité une fois établi dans une manière normalisée et peuvent fournir de précieuses informations sur les sous-jacents complexes moléculaires, les mécanismes cellulaires et fonctionnels qui sont déclenchés par transplantation intestinale. Nous avons utilisé avec succès et affiné la procédure décrite depuis plus de 5 ans dans notre laboratoire 8-11. Le JoVE basé sur la vidéo format est particulièrement utile pour démontrer la procédure complexeDure et éviter les pièges initiaux pour les groupes envisagent d&#39;établir un modèle de rongeur orthotopique enquête transplantation intestinale.

Cours normal des activités post-opératoire Les animaux transplantés devrait se remettre rapidement de la procédure sous une lampe chauffante pendant environ 1 h. L&#39;hypothermie est une cause majeure de mortalité postopératoire et doit être soigneusement évité intra-et postopératoire. Pertes liquidiennes intra-opératoires doivent être remplacés par injection sous-cutanée de 2,5 ml solution saline normale et de 2,5 ml de glucose 5% tous les 8 heures, pendant les 24 premières heures. Les rats d...

Transplantation d&#39;intestin grêle est devenue une option thérapeutique reconnue pour les patients atteints d&#39;insuffisance intestinale irréversible. Notre modèle expérimental de transplantation de l&#39;intestin chez les rats petite orthotopique est un outil fiable pour répondre immunologique sous-jacente et les processus inflammatoires qui compliquent la transplantation intestinale.

Orthotopique transplantation d&#39;intestin grêle chez le rat

La transplantation de l'intestin grêle est devenue une option clinique acceptée pour les patients souffrant d'un syndrome de l'intestin court et d'un échec de la nutrition parentérale...

L'objectif général de cette procédure est d'effectuer une greffe intestinale orthotopique chez le rat. Cela est réalisé en premier lieu par la récupération de l'intestin grêle provenant de l'animal donneur. La deuxième étape de la procédure consiste à la préparation dite « sur table secondaire » du greffon intestinal avant la transplantation.La troisième étape de la procédure consiste en la greffe par réalisation d'une anastomose artérielle et veineuse, suivie de la reperfusion de la greffe. L'étape finale de la procédure est la rétablissement de la continuité entérale par la réalisation d'une anastomose intestinale de type bout à bout, en raison respectivement de la géostomie et de l'iléostomie iléale. En définitive, des résultats peuvent être obtenus montrant une survie à long terme d'animaux greffés iso-génétiquement grâce à une excellente fonction de la greffe et à une absorption nutritionnelle orale suffisante dans des combinaisons allergéniques.Cependant, différents aspects du rejet intestinal aigu et chronique peuvent être étudiés. Cette méthode peut aider à répondre à des questions essentielles dans le domaine de la greffe intestinale, telles que les mécanismes du rejet aigu et chronique susceptibles d'entraîner l'échec de la greffe et de nuire au résultat clinique. La démonstration visuelle de cette méthode est essentielle.Les étapes cruciales sont difficiles à apprendre, principalement en raison de la petite taille des vaisseaux et de la nécessité d'employer une technique microchirurgicale rapide et précise afin de minimiser le temps d'ischémie chaude. Avant l'intervention chirurgicale sur le rat donneur, maintenir l'animal à jeun avec accès libre à l'eau et à une solution de glucose pendant 24 heures. Après anesthésie de l'animal par inhalation de 2 % d'isoflurane, vérifier l'état de sédation en effectuant un test plantaire.Pincez, rasez l'abdomen et désinfectez la peau trois fois avec un antiseptique cutané. Ensuite, réalisez une incision médiane après l'administration sous-cutanée de l'analgésique à l'aide d'un scalpel. Effectuez une incision médiane sous un microscope chirurgical.Enveloppez l'intestin grêle dans un pansement stérile imbibé de sérum physiologique et placez-le du côté gauche de l'abdomen avec un champ opératoire stérile et une compresse. Séparez délicatement les adhérences physiologiques entre le pancréas et le côlon ascendant à l'aide de micro-instruments si nécessaire, en utilisant une suture en soie 7-0 comme 8, puis sectionnez les vaisseaux iléocôlonique et colique moyen droit après avoir déplacé le côlon ascendant vers le côté droit de la veine mésentérique supérieure ou SMV à l’aide de ligatures 7-0 comme 8, et sectionnez les vaisseaux colique droit et moyen à l’aide d’une pince de moustique maintenue en place par un pansement en plâtre façonné à la forme. Relevez l’estomac vers le haut afin que toute la SMV soit tendue et exposée.Ensuite, ligaturer et sectionner les veines pancréaticoduodénales provenant de la VMS. Puis, retourner le greffon du côté droit de l'abdomen, le greffon restant toujours du côté droit de l'abdomen, ce qui permet d'accéder au tissu conjonctif lâche comprenant tous les lymphatiques situés entre la VMS et l'aorte abdominale. Utiliser une soie 7/0 pour ligaturer ce tissu et le sectionner afin d'éviter tout écoulement lymphatique postopératoire provenant du greffon intestinal.Modifier le tissu conjonctif, ligaturer et sectionner l'artère rénale droite. Hépariniser systémiquement le rat à l'aide de 200 unités d'héparine par voie intraveineuse via la veine pénienne. Ligaturer les artères marginales et sectionner l'intestin grêle au niveau de la jonction duodéno-jéjunale et de l'iléon terminal.Liger l'aorte en amont de l'origine de l'artère mésentérique supérieure, sectionner la veine porte au niveau de sa confluence avec la veine splénique. Prélever la greffe avec son pédicule vasculaire comprenant l'artère mésentérique supérieure et un segment aortique. Utiliser un cathéter intraveineux de 20 g sur une seringue de 10 millilitres par l'intermédiaire du conduit aortique.Perfuser la greffe en utilisant trois millilitres de solution froide de l'Université du Wisconsin ou UW. Ensuite, à l’aide d’une seringue de 50 millilitres, irriguer la lumière intestinale à partir de l’extrémité AL avec 30 millilitres de solution froide de cetin et de solution pendant la préparation du receveur. Conserver la greffe dans de la solution UW froide avant la chirurgie sur le rat receveur.Garder à jeun avec un accès libre à une solution de glucose pendant 24 heures après l'anesthésie de l'animal au fluorure d'isoflurane à 2 %. Administrer du carprofène pour l'analgésie peropératoire. Raser l'abdomen et désinfecter la peau trois fois avec un antiseptique cutané.Ensuite, pratiquer une incision médiane. Envelopper l'intestin du receveur dans des compresses stériles imbibées de sérum physiologique et le placer sur la poitrine du receveur. Utiliser des champs opératoires stériles et des compresses pour ouvrir en tenant écarté le rétropéritoine et exposer l'aorte abdominale et la veine cave inférieure juste en dessous des vaisseaux rénaux, jusqu'au niveau des vaisseaux iliaques afin d'éviter une perte sanguine importante.Les petites veines lombaires et rachidiennes provenant de l'aorte et de la veine cave inférieure avec des vaisseaux microscopiques. Appliquer des pinces. Pincer transversalement l'aorte et la VCI en dessous des vaisseaux rénaux gauches, de façon proximale et au-dessus de la bifurcation iliaque. Ensuite, sectionner distalement la paroi antérieure des deux vaisseaux et éliminer tout sang résiduel par lavage.Déplacer la greffe vers le champ opératoire afin d’effectuer une anastomose bout à bout entre le segment aortique de la greffe et l’aorte infrarénale du receveur. Utiliser une suture continue en polypropylène 10-0. Placer la greffe du côté droit de l’abdomen et réaliser les points de la paroi postérieure de l’anastomose artérielle, puis nouer le point de fixation inférieur.Ensuite, retourner le greffon du côté gauche de l'abdomen afin d'exposer la paroi antérieure de l'anastomose, le greffon restant sur le côté gauche de l'abdomen. Commencer l'anastomose veineuse portocave en plaçant un point de fixation inférieur. Puis, à l’aide d’un fil de proline 10-0, réaliser une anastomose bout à bout entre la veine porte du greffon et la VCI du receveur.Ensuite, de l'extérieur, fixer les points de la paroi antérieure une fois que toutes les sutures sont en place. Retirer les pinces distales, puis les pinces supérieures. Appliquer une pression directe à l’aide de cotons-tiges pour contrôler tout saignement anastomotique.Vérifiez la greffe quant à la reperfusion égale et rapide après la ligature des vaisseaux mésentériques, résectionnez l'intestin grêle entier du receveur en préservant deux à trois centimètres de jéjunum proximal et un centimètre d'iléon distal à l'aide d'environ 16 points séparés en Monocryl 6-0. Rétablissez la continuité entérique par des anastomoses intestinales bout à bout proximales et distales. Irriguez la cavité péritonéale avec du sérum physiologique jusqu'à ce qu'elle soit propre.Administrer deux millilitres de sérum physiologique par voie intrapéritonéale pour la réhydratation. Ensuite, utiliser du Vicryl 3-0 pour la suture de la couche musculaire, ainsi qu'une suture cutanée continue pour fermer l'abdomen après la chirurgie. Pour une récupération rapide, placer le rat sous une lampe chauffante.Conserver le jeûne de l'animal tout en lui laissant accès à l'eau et à une solution de glucose, et administrer des injections sous-cutanées de sérum physiologique et de glucose toutes les huit heures pendant les 24 premières heures du deuxième jour, puis reprendre librement l'eau et la rathel après la procédure de transplantation. L'aspect général, l'état du pelage et l'apparence des muqueuses doivent être normaux après le premier jour postopératoire. Le niveau d'activité doit revenir à son état préopératoire.Cependant, un comportement apathique ou anormal suggère des complications chirurgicales précoces. Cette figure montre le poids postopératoire moyen après une transplantation orthotopique de l'intestin grêle. Après une perte initiale allant jusqu'à 20 % du poids corporel, les rats recommencent à prendre du poids vers le sixième au huitième jour postopératoire et atteignent normalement environ 90 % de leur poids préopératoire vers le quatorzième jour postopératoire.Lors de la réalisation de cette procédure, il est important de minimiser la perte sanguine et de réduire au maximum l'ischémie chaude. Le temps nécessaire à la réussite augmente après son développement. Cette technique a ouvert la voie aux chercheurs dans le domaine de la transplantation intestinale pour explorer le rejet aigu et chronique dans un modèle rongeur.

orthotopic-small-bowel-transplantation-in-rats

Research

Recherche

JoVE Journal

Medicine

Médecine

La souris petit modèle de transplantation intestinale a été reconnue comme un outil important pour étudier mechanismes de rejet immunitaire et de l'écran de nouveaux médicaments immunosuppresseurs. Toutefois, ce modèle est limité à utiliser, car les techniques impliqués est un défi extrêmement technique. Maintenant nous présentons la technique modifiée.

Transplantation de l&#39;intestin chez les souris

Cette vidéo montre le modèle orthotopique greffe aortique comme un modèle simple pour étudier le développement de la vasculopathie transplantation (TVP) chez les rats.

Orthotopique aortique transplantation: un modèle de rat pour étudier le développement de la vasculopathie chronique

Nous décrivons ici le rat procédure de transplantation orthotopique arrière-membre, ce qui semble être...

Hind-Limb orthotopique transplantation chez le rat

Nous présentons une révision facile à mettre en place de la classique à deux revers technique pour la transplantation hépatique chez le rat.

Une transplantation hépatique orthotopique chez le rat

Transplantation hépatique orthotopique chez le rat est un modèle expérimental indispensable pour la recherche biomédicale. Nous présentons ici nos procédures chirurgicales de transplantation hépatique orthotopique chez le rat à la reconstruction de l'artère hépatique à l'aide d'une greffe partielle de 50%.

Interventions chirurgicales pour un modèle de rat de transplantation hépatique orthotopique partielle avec reconstruction artérielle hépatique

La reconstruction de la veine sus-hépatique (SHVC) reste une étape difficile dans une transplantation hépatique orthotopique rat. Dans cet article, nous montrons un protocole étape par étape pour la reconstruction de SHVC chez le rat en utilisant une technique nouvelle anastomose magnétique.

Un modèle de Rat de la Orthotopic Transplantation hépatique en utilisant une Technique nouvelle anastomose magnétique pour la Reconstruction de veine sus-hépatique

Le but de ce manuscrit et protocole est d’expliquer et de démontrer en détail la procédure chirurgicale de transplantation rénale orthotopique chez le rat. Cette méthode est simplifiée pour obtenir la perfusion correcte du rein donneur et raccourcir le temps de reperfusion en utilisant la technique de l’anastomose du brassard veineux et urétral.

Greffe orthotopique de rein de rat: une approche chirurgicale nouvelle et simplifiée

Nous décrivons un modèle de transplantation abdominale hétérotopique de coeur chez les rats, impliquant des modifications des stratégies actuelles, qui mènent à une approche chirurgicale simplifiée. En outre, nous décrivons un modèle de rejet nouveau par l’injection dans l’oreille des cellules cardiaques vitales de muscle, permettant d’autres analyses immunologiques de greffe chez des rats.

Un modèle immunologique pour la transplantation héterotopique de cellules cardiaques et cardiaques chez les rats

Le modèle de transplantation rénale orthotopique chez le rat contribue à étudier le mécanisme du rejet de l’allogreffe rénale. Le modèle actuel augmente la survie des receveurs sans interférence avec l’apport sanguin et le reflux veineux du bas du corps en utilisant une anastomose de bout en bout de l’implantation rénale et une méthode « tunnel » de bout en bout de l’anastomose uretère-vessie.

Un modèle de transplantation rénale orthotopique de rat pour le rejet de l’allogreffe rénale

Ce protocole décrit une technique améliorée de transplantation orthotopique du poumon gauche chez le rat, en mettant l’accent sur la réduction des difficultés opérationnelles et l’amélioration des taux de survie.

Transplantation orthotopique du poumon gauche chez le rat

Ce protocole décrit un modèle de transplantation intestinale avec iléostomie basé sur le rat pour l’évaluation de l’évolution temporelle de l’intervention médicamenteuse sur le rejet de greffe.

Modèle de rejet de greffe de rat de transplantation intestinale avec iléostomie extériorisée pour l’évaluation du pronostic longitudinal

Découvrez la transplantation orthotopique d'intestin grêle chez le rat pour étudier les processus immunologiques et inflammatoires. Cette méthode microchirurgicale permet d'évaluer la survie à long terme et la fonction du greffon.

Orthotopique transplantation d'intestin grêle chez le rat

Explorer plus de vidéos