Name: Isolement des noyaux de cardiomyocytes post-mortem des tissus (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2012-07-10T13:00:00.000+00:00
Duration: 10 min 12 s
Description: Découvrez l'isolement des noyaux de cardiomyocytes à partir de tissus post-mortem par homogénéisation, centrifugation en gradient de densité et cytométrie en flux. Cette méthode assure une haute pureté pour les analyses moléculaires subséquentes.

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Nous tenons à remercier Marcelo Toro pour l&#39;aide à la cytométrie en flux. Cette étude a été soutenue par le Suédois coeur et du poumon Fondation, la Commission européenne FP7 &quot;CardioCell&quot;, Conseil de recherche suédois, AFA assurances et ALF. OB a été soutenu par la Deutsche Forschungsgemeinschaft.

1. Isolement des noyaux cardiaque <ol><li> Tubes ultracentrifugeuse Coat (Tubes à centrifuger Beckman # 363664) avec 10 ml de solution de revêtement de 1% de BSA / PBS. Reboucher les tubes et les laisser tourner pendant 30 min dans un rotateur tube. Retirer la solution de revêtement et de laisser la centrifugeuse tubes d&#39;air sec (un tube par cœur de la souris est nécessaire pour l&#39;analyse des cœurs de souris, en alternance jusqu&#39;à 5 cœurs de souris ou 1 g de tissu cardiaque d&#39;une espèce différente (par exemple l&#39;homme) peuvent être traitées dans un tube). </li><li> Toutes les étapes suivantes doivent être effectuées sur la glace. Disséquer le ventricule gauche du cœur de souris frais ou congelés composant logiciel enfichable avec un scalpel. Remarque, ce protocole est optimisé pour le coeur de la souris, mais peut également être adapté pour le rat ou le cœur humain. Vous pouvez également utiliser jusqu&#39;à 1 g de tissu cardiaque d&#39;une espèce différente. </li><li> Couper l&#39;échantillon dans de petites cabines avec un scalpel. </li><li> Transférer les morceaux de tissus dans un tube Falcon de 50 ml remplie avec 15 ml de tampon de lyse. </li><li> Homogénéiser letissu cardiaque avec un T-25 homogénéisateur Ultra-Turrax sonde (IKA) à 24.000 tours par minute pendant 10 sec. </li><li> Diluer l&#39;homogénat avec un volume égal de tampon de lyse à 30 ml. </li><li> Utilisez un verre (40 ml) de continuer à douncer homogénéiser le tissu et sans les noyaux. Effectuer huit coups avec un pilon grand débattement. </li><li> Passez les noyaux brut d&#39;isoler par le biais de 100 um et 70 um en maille de nylon cellule crépine (BD Biosciences), consécutivement. </li><li> Isoler les noyaux brut d&#39;isoler dans une centrifugeuse réfrigérée (4 ° C) à 700 xg pendant 10 min. </li><li> Eliminer le surnageant soigneusement en inversant les tubes et essuyez l&#39;intérieur du tube avec un papier absorbant. Veillez à ne pas perturber le culot des noyaux. </li><li> Dissoudre les noyaux brut isoler dans 5 ml de tampon de saccharose par la solution de pipetage plusieurs fois de haut en bas. Ajouter un nouveau 25 ml de tampon de saccharose à l&#39;dissous culot. </li><li> Ajouter 10 ml de tampon de saccharose fraîchement préparée à l&#39;enduit tube d&#39;ultracentrifugation (voir l&#39;étape 1.1). &lt;/ Li&gt; <li> Soigneusement superposer l&#39;ajoute 10 ml de tampon de saccharose, avec les noyaux culot remis en suspension dans un tampon de saccharose dissous de l&#39;étape 1.9. </li><li> Équilibrer les tubes à centrifuger avant de les placer dans un rotor oscillant JS13.1 libre et placer le rotor dans une centrifugeuse à grande vitesse (Beckman Avanti S-25). </li><li> Spin de l&#39;échantillon noyaux à 13.000 xg à 4 ° C pendant 60 min. </li><li> Lorsque la rotation est terminée, enlever les tubes soigneusement du rotor et jeter le surnageant en inversant les tubes et en essuyant le reste des débris de l&#39;intérieur des tubes avec une serviette en papier. </li><li> Dissoudre le culot dans 1 ml de noyaux tampon de stockage des noyaux (NSB, plus de tampon). Remarque: NSB, plus contient 1,5 mM de spermine comme stabilisant l&#39;ADN. </li><li> Passez à l&#39;étape 2.1, immunomarquage des noyaux des cardiomyocytes. </li></ol> 2. Immunocoloration de cytométrie en flux <ol><li> Préparer le contrôle négatif pour immunocoloration. Prélever une partie aliquote de 20 sur ul de l&#39;échantillon noyaux et unjj 980 ul de NSB, plus de mémoire tampon. </li><li> Ajouter anti-péricentriolaire matériau 1 anticorps (anticorps de lapin anti-PCM-1, Anticorps Atlas) à l&#39;échantillon des noyaux dans une dilution de 1:500 à immunolabel noyaux des cardiomyocytes. Ajouter l&#39;anticorps d&#39;isotype dans la même dilution que l&#39;anticorps anti-PCM-1 au témoin négatif, préparé à l&#39;étape 2.1. </li><li> Incuber contrôle négatif et le tube échantillon à 4 ° C pendant la nuit. </li><li> Laver l&#39;échantillon témoin négatif et au moins une fois avec NSB, plus de tampon (spin down tubes dans une centrifugeuse réfrigérée (4 ° C) à 700 xg pendant 10 min. Rejeter le surnageant et dissoudre le culot des noyaux dans 1 ml de NSB, plus de tampon). </li><li> Ajouter anticorps anti-lapin secondaire fluorescent (FITC ou APC) à un contrôle négatif et le tube échantillon dans une dilution de 1:1000. </li><li> Incuber témoin négatif et le tube d&#39;échantillon à 4 ° C pendant 1 h. </li><li> Laver l&#39;échantillon témoin négatif et au moins une fois avec NSB, plus de tampon (spin down tubes dans une centrifugeuse réfrigérée (4 ° C) à 700 xg pendant 10 min. Rejeter le surnageant et dissoudre le culot des noyaux dans 1 ml de NSB, plus de tampon). </li><li> Procéder à l&#39;analyse par cytométrie en flux et tri. </li></ol> 3. Cytométrie en flux <ol><li> Tubes Coat noyaux de collecte (Falcon 15 ml) avec 1% de BSA / PBS solution avant de commencer le tri par cytométrie en flux, comme décrit dans l&#39;étape 1.1. </li><li> Filtrer l&#39;échantillon et le témoin négatif à travers un tamis de cellules um 30 et charger la première témoin négatif à l&#39;cytomètre de flux (Afflux BD). Définir la grille des premier et second à définir les noyaux et les maillots (noyaux unique), sur la base de diffusion vers l&#39;avant (FSC), avant de largeur d&#39;impulsion de dispersion (FS largeur d&#39;impulsion) et dispersion latérale (SSC) (fig. 2a et b). Ajout d&#39;un ADN tache (DRAQ5 (1:500)) à l&#39;échantillon peut aider à identifier la population des noyaux initialement. </li><li> Chargez l&#39;échantillon immunomarquées et de définir la troisième porte d&#39;isoler les noyaux des cardiomyocytes (PCM-1-positve) de non-cardiomyocytes noyaux (PCM-1-négative). Démarrez le tri(Fig. 2c et d). </li></ol> Facultatif: Dans le but d&#39;analyser la teneur en ADN nucléaire (ploïdie) et d&#39;effectuer une analyse du cycle cellulaire ajouter un ADN approprié tache pour les noyaux (par exemple Hoechst 33342 ou DRAQ5) (Fig. 2e). <ol start="4"><li> Après le tri par cytométrie en flux, placer les noyaux sur la glace et ré-analyser pour déterminer la pureté de tri (Fig. 3a et b). </li><li> Isoler les noyaux triés dans les tubes de prélèvement à 1500 xg dans une centrifugeuse réfrigérée pendant 15 min. </li><li> Dissoudre l&#39;extrait noyaux dans un tampon compatible avec l&#39;application en aval. </li></ol> 4. Les résultats représentatifs La morphologie des noyaux et l&#39;intégrité peut être évaluée par des taches d&#39;ADN et visualisés par microscopie (Fig. 1). Succès PCM-1 étiquetage peut être évaluée par microscopie à épifluorescence et par cytométrie en flux (Fig. 1 et Fig. 2c et d). PCM-1-positive et les populations négatives devraient être bien séparés les uns des autres (Fig. 2c et d). Dans ventricule gauche murin environ 30% de tous les noyaux doit être noyaux cardiomyocytes (figure 2d). Tri pureté peut être évaluée par une nouvelle analyse des noyaux triés (Fig. 3a et b). Les deux populations des noyaux doit avoir une pureté supérieure à 95% de tri. <img alt="Figure 1" src="/files/ftp_upload/4205/4205fig1.jpg" /> Figure 1. PCM-1 identifie les noyaux des cardiomyocytes. Noyaux cardiaque (a) sont colorées avec des anticorps à PCM-1 (b) et à Nkx2.5 (c) dans un coeur de souris adultes. (D) PCM-1-étiquetés noyaux sont entourés par le cytoplasme des cardiomyocytes (chaîne lourde de myosine (MHC)) et d&#39;exprimer le facteur de transcription Nkx2.5, documenter l&#39;identification exacte des noyaux des cardiomyocytes par PCM-1 coloration (barres d&#39;échelle de 20 um et 10 um (d, en médaillon)). (E) des isolats noyaux cardiaques visualisés avec le colorant ADN DRAQ5. (F et g) Cardiomyocnoyaux YTE sont étiquetés avec des anticorps contre MIC-1 (échelle de barre de 10 um). Remarque, le schéma de coloration epinuclear de PCM-1 dans les noyaux des myocytes dans la section des tissus et dans les noyaux isolés (flèches). <img alt="Figure 2" src="/files/ftp_upload/4205/4205fig2.jpg" /> Figure 2. Tri par cytométrie en flux des noyaux des cardiomyocytes. (A) des noyaux cardiaque sont identifiés par diffusion vers l&#39;avant (FSC) et sur ​​le côté de dispersion (SSC). (B) Un deuxième porte identifie noyaux unique par le FSC et FS de largeur d&#39;impulsion 5. (C, d) de déclenchement fluorescent permet la séparation des noyaux des cardiomyocytes (PCM-1-positif) et non-cardiomyocytes (PCM-1-négative) des noyaux de tissu cardiaque. (E) des cardiomyocytes de souris sont pour la plupart (&gt; 80%) diploïde (2n), seul un petit sous-ensemble est tétraploïde (4n) 6. Remarque, les cardiomyocytes humains contiennent une fréquence plus élevée de noyaux polyploïdie (&gt; 2n) 7,8. <img alt="Figure 3" src="/files/ftp_upload/4205/4205fig3.jpg" /> <strong&gt; Figure 3. Analyse de la pureté des noyaux des cardiomyocytes et non des cardiomyocytes triés. Re-analyse des noyaux non-cardiomyocytes (a) et des cardiomyocytes triés (b). Les deux populations montrent une pureté supérieure à 99% de tri.

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<li>Okada, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Flow+cytometric+sorting+of+neuronal+and+glial+nuclei+from+central+nervous+system+tissue%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+cellular+physiology%22%5BJournal%5D)">Flow cytometric sorting of neuronal and glial nuclei from central nervous system tissue.</a> Journal of cellular physiology. 226, 552-558 (2011).</li>
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</ol>

Pas de conflits d&#39;intérêt déclarés.

L&#39;identification précise des noyaux des cardiomyocytes est crucial pour l&#39;analyse des processus de régénération dans le myocarde 2,3. Les techniques conventionnelles pour isoler les cardiomyocytes des tissus frais sont principalement basées sur la digestion enzymatique des protéines de la matrice extracellulaire et la purification ultérieure à partir de cellules interstitielles par centrifugation à faible vitesse. Une purification supplémentaire des cardiomyocytes vivant à partir de cellules souches e...

<table border="1"><tbody><tr><td> 1. Tampon de lyse </td></tr><tr><td> Nom du réactif </td></tr><tr><td> 0,32 M de saccharose </td></tr><tr><td> 10 mM de Tris-HCl (pH = 8) </td></tr><tr><td> 5 mM de CaCl 2 </td></tr><tr><td> 5 mM d&#39;acétate de magnésium </td></tr><tr><td> 2,0 mM d&#39;EDTA </td></tr><tr><td> 0,5 mM EGTA </td></tr><tr><td> DTT 1 mM </td></tr></tbody></table><table border="1"><tbody><tr><td> 2. Tampon saccharose </td></tr><tr><td> Nom du réactif </td></tr><tr><td> 2,1 M de saccharose </td></tr><tr><td> 10 mM de Tris-HCl (pH = 8) </td></tr><tr><td> 5 mM d&#39;acétate de magnésium </td></tr><tr><td> DTT 1 mM </td></tr></tbody></table><table border="1"><tbody><tr><td> 3. Tampon de stockage des noyaux (NSB plus) </td></tr><tr&gt; <td> Nom du réactif </td></tr><tr><td> 0,44 M de saccharose </td></tr><tr><td> 10 mM de Tris-HCl (pH = 7,2) </td></tr><tr><td> 70 mM de KCl </td></tr><tr><td> 10 mM MgCl 2 </td></tr><tr><td> 1,5 mM de spermine </td></tr></tbody></table><table border="1"><tbody><tr><td> Réactifs et appareillage </td><td> Entreprise </td></tr><tr><td> Isotype IgG de lapin-ChIP Grade, # ab37415 </td><td> Abcam </td></tr><tr><td> De lapin anti-PCM-1 anticorps, # HPA023374 </td><td> Anticorps Atlas </td></tr><tr><td> Ane sec. un anticorps anti-lapin Alexa 488 Fluor, # A-21206 ou l&#39;équivalent sec. immunofluorescence </td><td> Life Technologies </td></tr><tr><td> DRAQ5 </td><td> Biostatus </td></tr><tr><td> crépines de cellules de 30 um, 70 um et 100 um </td><td> BD Biosciences </td></tr><tr><td> Verre douncer (40 ml) etpilon &quot;L&quot; </td><td> VWR (Wheaton Industries Inc) </td></tr><tr><td> T-25 Ultra-Turrax Homogénéisateur </td><td> IKA Allemagne </td></tr><tr><td> Outil de dispersion S25 N-18 G </td><td> IKA Allemagne </td></tr><tr><td> Beckman Avanti Centrifugeuse </td><td> Beckman Coulter </td></tr><tr><td> Falcon tubes 15 ml et 50 ml </td><td> VWR </td></tr><tr><td> Tubes à centrifuger Beckman # 363664 </td><td> Beckman Coulter </td></tr><tr><td> JS13.1 rotor oscillation libre </td><td> Beckman Coulter </td></tr><tr><td> Afflux cytomètre </td><td> Beckman Coulter </td></tr><tr><td> Rotator Tube </td><td> VWR </td></tr></tbody></table>

isolement des noyaux de cardiomyocytes post-mortem des tissus

Isolation of Cardiomyocyte Nuclei from Post-mortem Tissue

Identification des noyaux des cardiomyocytes a été difficile dans des coupes de tissus comme la plupart des stratégies de compter uniquement sur ​​les protéines marqueurs cytoplasmiques 1. Les événements rares dans les myocytes cardiaques tels que la prolifération et l&#39;apoptose nécessite une identification précise des noyaux des myocytes cardiaques pour analyser le renouvellement cellulaire dans l&#39;homéostasie et dans des conditions pathologiques 2. Ici, nous fournissons une méthode pour isoler les noyaux de cardiomyocytes post-mortem des tissus par la sédimentation de densité et immunomarquage avec des anticorps contre le matériel péricentriolaire 1 (PCM-1) et après le tri par cytométrie en flux. Cette stratégie permet une analyse à haut débit et l&#39;isolement avec l&#39;avantage de travailler aussi bien sur les tissus frais et congelés documents d&#39;archives. Cela permet d&#39;étudier des documents déjà recueillis dans des biobanques. Cette technique est applicable et testé dans un large éventail d&#39;espèces et adapté à de multiples applications en aval tels que le carbone-14 datant 3, cellule-cyarticle analyse 4, la visualisation des analogues de la thymidine (BrdU par exemple et les UDI) 4, l&#39;analyse du transcriptome et épigénétiques.

Noyaux cardiaque sont isolés par sédimentation de densité et immunomarquées avec des anticorps contre matériel péricentriolaire 1 (PCM-1) d&#39;identifier et de trier les noyaux des cardiomyocytes par cytométrie de flux.

Isolement des noyaux de cardiomyocytes post-mortem des tissus

L'identification des noyaux de cardiomyocytes s'est révélée difficile dans les coupes de tissus, car la plupart des stratégies reposent uniquement sur des protéines marqueurs cytoplasmiques1. Les événements rares ...

L'objectif général de cette procédure est d'isoler les noyaux de cardiomyocytes à partir de tissu post-mortem. Cela est réalisé en homogénéisant d'abord le tissu à l'aide d'un homogénéisateur à sonde et d'un broyeur en verre, suivi de plusieurs étapes de filtration. La deuxième étape consiste à isoler la fraction nucléaire des autres fractions cellulaires par centrifugation de sédimentation en gradient de densité.Ensuite, les noyaux de cardiomyocytes sont marqués par immunomarquage à l'aide d'un anticorps dirigé contre PCM1. La dernière étape consiste à isoler les noyaux de cardiomyocytes marqués par tri cellulaire activé par fluorescence. Enfin, juste avant toute manipulation ultérieure en aval, la pureté des noyaux de cardiomyocytes est confirmée par une réanalyse des fractions nucléaires triées.Le principal avantage de cette technique est que les noyaux de cardiomyocytes peuvent être analysés avec une efficacité équivalente à partir de tissus frais ou congelés, de manière haut débit. Les études basées sur l'ADN dans les cardiomyocytes sont particulièrement difficiles pour plusieurs raisons. Premièrement, les cardiomyocytes ne représentent qu'environ 20 à 30 % des cellules du cœur.De plus, elles sont dans une large mesure nucléées. Par ailleurs, les cardiomyocytes sont dans une large mesure polyploïdes. Cette méthode décrite ici permet de surmonter tous ces obstacles.Avant de commencer la procédure, enduire les tubes d'ultracentrifugation avec 10 millilitres d'une solution de revêtement contenant 1 % de BSA dans du PBS. Après avoir fait tourner les tubes pendant 30 minutes, éliminer la solution de revêtement et les laisser sécher à l'air.Commencez la procédure d'isolement des noyaux cardiaques en utilisant un scalpel pour disséquer le ventricule gauche d'un cœur de souris congelé rapidement. Taillez l'échantillon disséqué en petits segments, puis transférez les morceaux de tissu dans un tube conique de 50 millilitres contenant 15 millilitres de tampon de lyse. Ensuite, homogénéisez le tissu cardiaque à l'aide d'un homogénéisateur à sonde à 24 000 tr/min pendant 10 secondes, puis diluez l'homogénat avec un volume équivalent de tampon de lyse jusqu'à 30 millilitres. Transférez l'homogénat dans un homogénéisateur en verre à piston en effectuant huit mouvements avec un pilon à jeu large afin de libérer les noyaux.Ensuite, faites passer les noyaux bruts à travers un tamis à cellules de 100 microns, puis à travers un tamis à cellules de 70 microns, dans un nouveau tube conique de 50 millilitres. Centrifugez maintenant l'isolat de noyaux bruts pendant 10 minutes à 700 ×g et à 4 °C.Retournez le tube pour éliminer soigneusement le surnageant, puis essuyez l'intérieur du tube avec un papier absorbant, en prenant soin de ne pas perturber le culot de noyaux. Passez la solution plusieurs fois dans la pipette afin de resuspendre les noyaux bruts.Isoler dans cinq millilitres de tampon au saccharose, puis ajouter 25 millilitres supplémentaires de tampon au saccharose à la suspension de noyaux. Ensuite, ajouter 10 millilitres de tampon au saccharose fraîchement préparé dans l'un des tubes d'ultracentrifugation revêtus préparés précédemment. Puis recouvrir délicatement le tampon avec la solution de culot de noyaux remis en suspension.Après avoir équilibré le tube dans un rotor à pendulums, placer le rotor dans une centrifugeuse à grande vitesse et centrifuger l'échantillon de noyaux pendant 60 minutes à 13 000 ×g et à 4 °C. Une fois la centrifugation terminée, retirer soigneusement les tubes du rotor et les retourner à nouveau. Pour éliminer le surnageant, essuyer les résidus restants à l'intérieur du tube avec un papier absorbant comme précédemment, puis resuspendre le culot de noyaux dans un millilitre de tampon de stockage des noyaux.Avant de commencer la procédure de coloration immunohistochimique, transférez un aliquot de 20 microlitres de l'échantillon de noyaux dans un tube fax. Ajoutez 980 microlitres de tampon de conservation des noyaux à l'aliquot et étiquetez le tube comme témoin négatif. Ajoutez ensuite l'anticorps anti-PCM1 aux échantillons de noyaux et aux tubes témoins négatifs à une dilution de 1/500.Incubez ensuite les deux tubes à quatre degrés Celsius pendant la nuit. Le jour suivant, après avoir lavé les tubes avec le tampon de conservation des noyaux et avoir éliminé le surnageant, resuspendez les culots de noyaux dans un autre millilitre de tampon de conservation des noyaux.Ensuite, ajoutez un anticorps secondaire fluorescent anti-rabique aux échantillons cellulaires à une dilution de un à cent et incubez-les à quatre degrés Celsius pendant une heure. Après avoir lavé les tubes avec un tampon de conservation des noyaux, resuspendez les culots dans un millilitre de tampon de conservation des noyaux pour le tri et l'analyse cytométriques en flux, après avoir recouvert les noyaux et les tubes de collecte de BSA et de PBS comme au début de la vidéo, commencez par filtrer l'échantillon et le témoin négatif à travers des filtres cellulaires individuels de 30 microns. Juste avant le chargement, ajoutez un colorant d'ADN.Ajoutez une dilution de un à 500 pour l'identification des populations de noyaux. Chargez le témoin négatif sur le cytomètre en flux. Utilisez les paramètres de diffusion avant et latérale pour placer la première grille afin de définir les noyaux cardiaques, de manière similaire au diagramme DOT illustré ici.Ensuite, utilisez les paramètres de diffusion avant et de largeur d'impulsion de diffusion avant pour créer une deuxième fenêtre autour des noyaux en monoploïdie, similaire au graphique DOT illustré ici. Chargez maintenant l'échantillon marqué par immunofluorescence et placez une troisième fenêtre pour distinguer les noyaux de cardiomyocytes PCM1 positifs des noyaux de non-cardiomyocytes PCM1 négatifs. Utilisez la coloration nucléaire de l'ADN pour analyser la teneur en ADN et effectuer une analyse du cycle cellulaire, similaire à l'analyse illustrée par cet histogramme.Après avoir trié les noyaux en fonction de leur positivité pour PCM1, placez les noyaux triés sur de la glace et réanalysez un aliquot de chaque échantillon trié afin de déterminer la pureté du tri. Enfin, centrifugez les noyaux triés dans leurs tubes de collecte pendant 15 minutes à 1500 × g et à 4 °C. Après avoir éliminé les surnageants, resuspendez les culots de noyaux dans un tampon compatible avec l'application en aval souhaitée.Dans cette première figure, un cœur de souris adulte a été marqué avec un colorant nucléaire et des anticorps dirigés contre PCM1, le facteur de transcription cardiaque NKX2.5 et la chaîne lourde de myosine ou MHC. Ici, un agrandissement du chevauchement provenant de la figure précédente est présenté. Remarquez comment les noyaux marqués par PCM1 en blanc expriment le facteur de transcription NKX2.5 en rouge et sont entourés par le cytoplasme des cardiomyocytes en vert.Ces données démontrent conjointement la précision avec laquelle la coloration par PCM un identifie les noyaux de cardiomyocytes. L'encart met en évidence le motif de coloration épinitronucléaire de PCM un dans les noyaux des myocytes, comme indiqué en outre par les flèches dans l'expérience illustrée dans les trois figures suivantes, où des isolats de noyaux cardiaques ont été colorés avec la coloration de l'ADN DRAC cinq et avec des anticorps dirigés contre PCM un. Ici, la superposition des deux figures précédentes montre à nouveau, grâce aux flèches, le motif de coloration épinitronucléaire de PCM un dans les noyaux de cardiomyocytes isolés.Ce diagramme en points montre qu'environ 30 % des noyaux isolés par cette méthode sont des noyaux de cardiomyocytes, comme l'indique leur marquage par PCM1. Enfin, comme le montrent ces histogrammes, les noyaux de cardiomyocytes de souris sont principalement diploïdes, indiqué par le pic à 2N, et seule une petite sous-population est tétraploïde, indiquée par le pic plus petit à 4N. L'un des avantages de cette technique est qu'elle peut facilement être adaptée à d'autres espèces.Chez les humains.

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