Name: Lélevage et de linjection de Manduca sexta pour évaluer la virulence bactérienne (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2012-12-11T12:00:00.000+00:00
Duration: 9 min 4 s
Description: Découvrez l'évaluation de la virulence bactérienne chez les larves de Manduca sexta par injection directe dans l'hémocèle. Cette méthode permet d'analyser les interactions hôte-pathogène et de comparer la pathogénicité des souches.

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Les auteurs tiennent à remercier les anciens membres du laboratoire de Goodrich-Blair: Samantha Orchard, Kimberly Cowles, Erin Herbert-Tran, Greg Richards, Megan Menard, et Youngjin parc pour leurs contributions à l&#39;élaboration de ce protocole. Ce travail a été financé par la National Science Foundation subvention IOS-0950873 et le National Institutes of Health NRSA FAI084441Z bourse.

1. Stérilisation des oeufs d&#39;insectes et d&#39;élevage <ol><li> Préparer l&#39;alimentation d&#39;abord autoclave 15 g de gélose fournie dans 900-1000 ml H O. 2 Immédiatement après passage à l&#39;autoclave, le mélange avec 166 g de nourriture de germe de blé et bien mélanger dans un mélangeur de laboratoire. Verser dans un plat (ou des plats) pour refroidir, puis transfert à l&#39;alimentation du papier d&#39;aluminium, enveloppez hermétiquement et conserver à 4 ° C. </li><li> À l&#39;arrivée, stériliser M. oeufs sexta avec 250 ml d&#39;eau de Javel 0,6% pendant 2-3 min dans un porte-filtre en verre et appareils fiole à vide avec un papier filtre de 90 mm, en remuant de temps en temps. </li><li> Mettez à vide pour purger l&#39;eau de Javel et laver les oeufs 3-4 fois avec 250 ml stérile distillée H 2 O par lavage. </li><li> Transfert des œufs frais à papier de 90 mm filtre placé dans une boîte de Pétri couvercle et laissez-les sécher jusqu&#39;à ce qu&#39;ils ne collent ensemble (environ 20-30 min). </li><li> Transférer les oeufs sur le fond des récipients en plastique avec un régime alimentaire des insectes, placer environ 40 oeufs dans chaque récipient(Figure 1A). Les oeufs sont séparés de l&#39;alimentation pour empêcher l&#39;humidité provoquée par la contamination fongique. Maintenir les œufs à 26 ° C avec une lumière 16 h: 8 h obscurité photopériode. Oeufs permettra d&#39;alléger d&#39;une couleur blanc-jaune avant l&#39;éclosion. </li><li> Fois l&#39;éclosion terminée, transférez environ 25 larves de chaque dans de nouveaux conteneurs avec un régime alimentaire sur le fond (figure 1B). Il est important de ramasser chaque larve par la longue corne noire à l&#39;aide des pinces pour éviter de les endommager pendant leurs premiers stades de développement fragiles. Incuber pendant 2 jours que ci-dessus. Alors que la mort des larves est inhabituel à ce stade, certains étaient morts ou, plus probablement, un retard de croissance des larves de développement peuvent être observés. Ces insectes devraient être exclus de l&#39;étude plus loin et sacrifiés par le gel. </li><li> Pour éviter les comportements cannibales, les larves transférer dans des contenants individuels avec des petits morceaux de nourriture (figure 1C) et incuber comme ci-dessus. Surveiller le développement des insectes, les excréments remplacer la nourriture et le nettoyage oust de conteneurs tous les deux jours jusqu&#39;à ce qu&#39;ils subissent la mue des larves troisième (habituellement 6-9 jours après l&#39;éclosion). Il s&#39;agit de la 4 ème étape stade larvaire, caractérisé par l&#39;apparition de noir de crochet en forme de crochets de chaque proéminence proleg et l&#39;augmentation de bandes le long du corps de l&#39;insecte (figure 1D). Les larves peuvent varier considérablement en taille, mais pèsent généralement de 0,15 à 0,4 g à l&#39;entrée du stade 4 e stade larvaire. Les larves de taille similaire doit être choisi pour l&#39;injection. </li></ol> 2. Préparation des bactéries pour injection <ol><li> Croître la souche bactérienne (s) pour être testés conformément aux procédures standard de la phase de croissance que vous souhaitez tester. </li><li> Pellet 500 ul de chaque souche bactérienne à tester en faisant tourner pendant 2 min dans une microcentrifugeuse à 13.000 rpm à température ambiante. </li><li> Resuspendre les cellules dans 1 ml de phosphate 1x solution saline stérile tamponnée (PBS) et une pastille de nouveau comme ci-dessus. </li><li> Resuspendre les cellules dans 0,5 ml de PBS stérile 1x et mesurerque la densité optique (DO) de la suspension. Diluer les suspensions à la même OD, si nécessaire. Un milieu de croissance stérile peut également être utilisé pour la remise en suspension des cellules et de dilution en place de PBS 1x, si on le souhaite. </li></ol> 3. L&#39;injection de 4 e stade larvaire <ol><li> Préparer série de 10 dilutions de la première souche bactérienne dans 6 puits d&#39;une microplaque de 96 puits dans du PBS stérile 1x, en utilisant une pointe de pipette propre pour chaque dilution (figure 2A). Le volume final de suspension cellulaire dans chaque puits doit excéder le volume nécessaire pour l&#39;injection (10 pi par les insectes), plus 20 ul de plaque de l&#39;inoculum (voir les étapes 3,2 et 3,7). </li><li> 10 ul de chaque tache de 5 dilutions (10 -2 à travers 10 -6) le long de la partie supérieure d&#39;une boîte de Pétri contenant un milieu de croissance approprié. Incliner la plaque pour que les taches s&#39;étendent vers le centre (figure 2B). </li><li> Retirez l&#39;alimentation des insectes et des excréments d&#39;insectes et placer dans des contenants sur la glace pendantenviron 5 min. </li><li> Stériliser l&#39;aiguille de la seringue par un rinçage 3 fois chacune dans 2 tubes d&#39;éthanol 70-100%, suivis par un tube stérile de H 2 O (figure 2C). Le volume de liquide doit être suffisant pour submerger l&#39;aiguille. </li><li> Quantifier les suspensions de cellules diluées au microscope en utilisant un hémocytomètre. Selon l&#39;inoculum désiré, dessiner 10 pl de la microplaque convient bien (figure 2D). </li><li> Écouvillon la surface d&#39;insecte avec de l&#39;éthanol 95%, et injecter la suspension dans 10 ml de cellules de l&#39;insecte à un angle (inférieure à 45 °) l&#39;une derrière des fausses pattes abdominales. Prenez soin de ne pas percer le tube digestif et injecter le contenu juste sous la couche épidermique (figure 2E). Alors que certains la perte d&#39;hémolymphe (clair, vert-bleu liquide) est normal, les particules et le liquide jaune émergeant du site d&#39;injection sont révélateurs de la perforation intestinale. Dans ce cas, sacrifier l&#39;insecte et obtenir une nouvelle larve à nouveaule placer. </li><li> Répéter l&#39;étape pour chaque insecte 3,6 restante dans le groupe d&#39;injection premier. Aiguille stérilisation n&#39;est pas nécessaire entre chaque insecte injecte avec la même dilution et la souche de bactéries à moins de contamination. Alternativement, un distributeur de répéter peut être utilisé pour une plus grande cohérence dans le volume d&#39;injection entre les échantillons. </li><li> Après l&#39;injection chaque insecte avec la première souche de bactéries, répéter l&#39;étape 3,2, cette fois spotting suspensions cellulaires au milieu de la plaque et de les laisser s&#39;écouler vers le bas (figure 2F). Incuber les plaques à la température appropriée et compter les colonies d&#39;énumérer l&#39;inoculum. Cette deuxième étape de placage est utilisé pour vérifier que les échantillons n&#39;étaient pas contaminés pendant le processus d&#39;injection, comme cela se traduirait par le nombre de colonies disparates entre les premier et deuxième placages. </li><li> Répétez les étapes 3.1 à 3.8 pour chaque souche de bactéries dans l&#39;expérience. Enfin, injecter 3-5 insectes stériles avec 1x PBS à l&#39;aide d&#39;un monstreaiguille ile comme un groupe témoin négatif. Incuber les insectes à 26 ° C avec une lumière 16 h: 8 h obscurité photopériode. </li><li> Surveiller la survie des insectes au cours du temps après l&#39;injection. Mort de l&#39;insecte se caractérise par un manque de mouvement volontaire lors de la stimulation. Insectes présentent souvent une perte d&#39;appétit, diarrhée (aqueuse, excréments jaune), et / ou de perte d&#39;eau («transpiration») au cours de l&#39;infection avant son décès; ces caractéristiques est intéressant de noter que bien. </li></ol>

<ol><li>Bintrim, S. B., Ensign, J. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Insertional+inactivation+of+genes+encoding+the+crystalline+inclusion+proteins+of+Photorhabdus+luminescens+results+in+mutants+with+pleiotropic+phenotypes%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Bacteriol%22%5BJournal%5D)">Insertional inactivation of genes encoding the crystalline inclusion proteins of Photorhabdus luminescens results in mutants with pleiotropic phenotypes.</a> J. Bacteriol. 180, 1261-1269 (1998).</li>
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<li>Cowles, K. N., Cowles, C. E., Richards, G. R., Martens, E. C., Goodrich-Blair, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+global+regulator+Lrp+contributes+to+mutualism%2C+pathogenesis+and+phenotypic+variation+in+the+bacterium+Xenorhabdus+nematophila%5BTitle%5D)+AND+%22Cell.+Microbiol%22%5BJournal%5D)">The global regulator Lrp contributes to mutualism, pathogenesis and phenotypic variation in the bacterium Xenorhabdus nematophila.</a> Cell. Microbiol. 9, 1311-1323 (2007).</li>
<li>Cowles, K. N., Goodrich-Blair, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Expression+and+activity+of+a+Xenorhabdus+nematophila+haemolysin+required+for+full+virulence+towards+Manduca+sexta+insects%5BTitle%5D)+AND+%22Cell.+Microbiol%22%5BJournal%5D)">Expression and activity of a Xenorhabdus nematophila haemolysin required for full virulence towards Manduca sexta insects.</a> Cell. Microbiol. 7, 209-219 (2005).</li>
<li>Goodrich-Blair, H., Clarke, D. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mutualism+and+pathogenesis+in+Xenorhabdus+and+Photorhabdus%3A+two+roads+to+the+same+destination%5BTitle%5D)+AND+%22Mol.+Microbiol%22%5BJournal%5D)">Mutualism and pathogenesis in Xenorhabdus and Photorhabdus: two roads to the same destination.</a> Mol. Microbiol. 64, 260-268 (2007).</li>
<li>Eleftherianos, I., Baldwin, H., ffrench-Constant, R. H., Reynolds, S. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Developmental+modulation+of+immunity%3A+changes+within+the+feeding+period+of+the+fifth+larval+stage+in+the+defence+reactions+of+Manduca+sexta+to+infection+by+Photorhabdus%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Insect+Physiol%22%5BJournal%5D)">Developmental modulation of immunity: changes within the feeding period of the fifth larval stage in the defence reactions of Manduca sexta to infection by Photorhabdus.</a> J. Insect Physiol. 54, 309-318 (2008).</li>
<li>Kavanagh, K., Reeves, E. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Exploiting+the+potential+of+insects+for+in+vivo+pathogenicity+testing+of+microbial+pathogens%5BTitle%5D)+AND+%22FEMS+Microbiol.+Rev%22%5BJournal%5D)">Exploiting the potential of insects for in vivo pathogenicity testing of microbial pathogens.</a> FEMS Microbiol. Rev. 28, 101-112 (2004).</li>
</ol>

Aucun conflit d&#39;intérêt déclaré.

L&#39;injection directe de M. larves avec des bactéries entomopathogènes sexta, comme décrit ici, sert comme un moyen simple et efficace pour analyser la virulence bactérienne. La méthode est également très adaptable à différents sujets de l&#39;expérience et / ou des conditions. Les bactéries peuvent être préparés de diverses façons avant l&#39;injection. Dans le cas de X. nematophila, les cellules de type sauvage cultivées dans riche en nutriments Luria-Bertani (LB) à la mi-phase logarithmiq...

<table border="1"><tbody><tr><td> Réactif </td><td> Entreprise </td><td> Numéro de catalogue </td><td> Commentaires </td></tr><tr><td> 90 Papier filtre mm </td><td> Whatman </td><td> 1001 090 </td><td></td></tr><tr><td> Porte-filtre en verre </td><td> Millipore </td><td> XX1004700 </td><td></td></tr><tr><td> Manduca sexta oeufs </td><td> Caroline biologique Alimentation </td><td> 143880 </td><td></td></tr><tr><td> Diet spongieuse + agar </td><td> MP Biomédical </td><td> 0296029301 </td><td></td></tr><tr><td> 5,5 oz contenants et couvercles de plastique </td><td> Solo Cup Company </td><td> URC55-0090-0090 PL4 </td><td></td></tr><tr><td> 1 oz contenants et couvercles de plastique </td><td> DART Container Corporation </td><td> 100PC 100PCL25 </td><td></td></tr><tr><td> 1x PBS </td><td></td&gt; <td></td><td> 137 mm de NaCl, 2,7 mM de KCl, 8 mM Na 2 HPO 4, 1,46 mM KH 2 PO 4, pH 7,4 </td></tr><tr><td> Seringue </td><td> Hamilton </td><td> 80208 </td><td> Calibre 30, 0,375 &quot;style de point de longueur, 2 </td></tr></tbody></table>

l&#39;élevage et de l&#39;injection de<em&gt; manduca sexta</emles larves&gt; pour évaluer la virulence bactérienne

Rearing and Injection of Manduca sexta Larvae to Assess Bacterial Virulence

Manduca sexta, communément connu sous le sphinx du tabac, est considéré comme un ravageur agricole important, se nourrissant de plantes solanacées, dont le tabac et la tomate. La susceptibilité de M. larves sexta à une grande variété d&#39;espèces bactériennes entomopathogènes 1-5, ainsi que la richesse des informations disponibles sur le système immunitaire de l&#39;insecte 6-8, et la séquence du génome attente 9 rendent un organisme bon modèle pour une utilisation dans l&#39;étude des interactions hôte-microbe au cours de la pathogenèse. En outre, M. larves sexta sont relativement grands et faciles à manipuler et à entretenir dans le rapport de laboratoire sensibles à d&#39;autres espèces d&#39;insectes. Leur grande taille facilite aussi efficace tissus / hémolymphe d&#39;extraction pour l&#39;analyse de la réponse de l&#39;hôte à l&#39;infection. La méthode présentée ici décrit l&#39;injection directe de bactéries dans le hémocèle (cavité sang) de M. larves sexta. Cette approchepeut être utilisé pour analyser et comparer les caractéristiques de virulence de diverses espèces bactériennes, les souches, ou des mutants par simple surveillance du temps de mort de l&#39;insecte après l&#39;injection. Cette méthode a été développée pour étudier la pathogénicité de Xenorhabdus et des espèces Photorhabdus qui associent généralement avec les nématodes vecteurs comme un moyen de gagner l&#39;entrée dans l&#39;insecte. Les nématodes entomopathogènes infectent généralement les larves via digestive naturelle ou orifices respiratoires, et de libérer leurs contenus symbiotiques bactériens dans l&#39;hémolymphe des insectes (sang) peu de temps après 10. Le procédé d&#39;injection décrits ici contourne la nécessité d&#39;un nématode vecteur, ainsi découpler les effets des bactéries et des nématodes sur les insectes. Cette méthode permet à l&#39;énumération précise des matières infectieuses (cellules ou protéines) dans l&#39;inoculum, ce qui n&#39;est pas possible à l&#39;aide d&#39;autres méthodes existantes pour l&#39;analyse entomopathogenesis, y compris entaille 11 et des essais de toxicité orale 12 <em&gt;. Aussi, les essais de toxicité orale face à la virulence des toxines sécrétées introduites dans le système digestif des larves, alors que la méthode d&#39;injection directe porte sur la virulence de la cellule entière inoculums. L&#39;utilité de la méthode d&#39;injection directe comme décrit ici est d&#39;analyser la pathogenèse bactérienne en surveillant la mortalité des insectes. Cependant, cette méthode peut facilement être étendu pour une utilisation dans l&#39;étude des effets de l&#39;infection sur la M. sexta système immunitaire. L&#39;insecte réagit à l&#39;infection par les deux réponses humorales et cellulaires. La réponse humorale comprend la reconnaissance de bactéries associées aux modèles et la production subséquente de plusieurs peptides anti-microbiens 7; l&#39;expression de gènes codant pour ces peptides peut être surveillée à la suite de l&#39;infection directe par l&#39;intermédiaire d&#39;extraction d&#39;ARN et PCR quantitative 13. La réponse cellulaire à l&#39;infection implique la nodulation, l&#39;encapsulation et la phagocytose des agents infectieux par les hémocytes 6 </sup&gt;. Pour analyser ces réponses, les insectes injectés peuvent être disséqués et visualisées par microscopie 13, 14.

Un exemple représentatif d&#39;un essai mortalité des insectes est représenté dans la figure 3. Dans cette expérience, les insectes ont été injectés avec environ 50 unités formant colonies (UFC) de l&#39;une de type sauvage (ATCC19061) ou une souche mutante atténuée (lrp 13) de Xenorhabdus nematophila grandi au milieu de la phase logarithmique (n = 6 insectes par souche). Les insectes ont été observés pendant environ 72 heures, et le pour cent des insectes injectés encore en...

La méthode décrite ici utilise l&#39;injection directe de bactéries entomopathogènes dans le hémocèle de<em&gt; Manduca sexta</em&gt; Les larves d&#39;insectes.<em&gt; M. sexta</em&gt; Est un insecte disponible dans le commerce et bien étudié. Ainsi, cette méthode représente une approche simple pour analyser les interactions hôte-bactéries du point de vue de l&#39;un ou des deux partenaires.

L&#39;élevage et de l&#39;injection de<em&gt; Manduca sexta</emLes larves&gt; pour évaluer la virulence bactérienne

Manduca sexta, communément appelé le sphinx du tabac, est considéré comme un ravageur agricole important, se nourrissant de plantes solanacées, notamment le tabac et ...

L'objectif général de cette procédure est d'évaluer la pathogénicité bactérienne vis-à-vis des larves d'insectes en utilisant Manduca sexta comme organisme modèle. Cela est réalisé en élevant d'abord les larves d'insectes à partir d'œufs stérilisés jusqu'à la phase de quatrième stade larvaire. Dans une deuxième étape, les échantillons bactériens sont préparés pour injection.Ensuite, les bactéries sont injectées dans les larves de manduka seca au quatrième stade larvaire. À la dernière étape, la mort des insectes est surveillée au fil du temps suivant l'injection. Finalement, le délai de mortalité des insectes est enregistré et utilisé pour évaluer la virulence bactérienne.Cette méthode peut aider à aborder des aspects clés dans le domaine de la symbiose, notamment la découverte de nouveaux pathogènes insectes et la détermination des différences de virulence entre espèces ou souches bactériennes. Commencez par stériliser à l'autoclave 15 grammes d'agar dans 900 à 1000 millilitres d'eau. Immédiatement après la stérilisation à l'autoclave.Mélanger la térébenthine avec 166 grammes de régime à base de germe de blé. Dans un mélangeur de laboratoire, verser le régime pour insectes mixé dans un récipient. Une fois refroidi, transférer le régime du récipient sur un morceau de papier d’aluminium.Enveloppez-le hermétiquement et conservez-le à quatre degrés Celsius. À réception, placez les mâles sur les œufs dans un support de filtration en verre et un appareil à flacon à vide muni d'un papier filtre de 90 millimètres. Ensuite, versez 250 millilitres de solution d'eau de Javel à 0,6 % sur les œufs pendant deux à trois minutes en remuant occasionnellement.Maintenant, activez le vide pour évacuer la solution d'eau de Javel, puis lavez les œufs stérilisés trois à quatre fois avec 250 millilitres d'eau distillée stérile par lavage. Ensuite, placez un morceau neuf de papier filtre de 90 millimètres dans le couvercle d'une boîte de Pétri, puis transférez les œufs sur le papier filtre afin de les laisser sécher dans une hotte à flux laminaire jusqu'à ce qu'ils ne collent plus entre eux. Placez maintenant le milieu de culture pour insectes récemment préparé sur un bouchon en caoutchouc fixé au fond de plusieurs récipients en plastique, puis transférez environ 40 œufs dans chaque récipient, en séparant les œufs du milieu de culture pour éviter toute contamination fongique induite par l'humidité.Conserver les œufs à 26 degrés Celsius avec un photopériode de 16 heures de lumière et 8 heures d'obscurité. Les œufs deviendront d'une couleur blanc jaunâtre avant l'éclosion, qui sera alors complète. À l'aide de pinces, prendre chaque larve par le long cornet noir et transférer soigneusement environ 25 larves dans de nouveaux récipients contenant du milieu nutritif au fond.Incubez les larves pendant deux jours dans les mêmes conditions que pour les œufs ; bien que la mortalité larvaire soit inhabituelle à ce stade, certaines larves mortes ou, plus probablement, des larves dont le développement est ralenti peuvent être observées. Transférez ensuite les larves dans des récipients individuels contenant de petits morceaux de nourriture afin d'éviter les comportements cannibales, puis remettez-les en incubation. Remplacez la nourriture et retirez les déjections des récipients tous les deux jours jusqu'à ce que les insectes subissent la troisième mue larvaire.La troisième mue larvaire correspond au stade larvaire de quatrième instar, caractérisé par l'apparition de crochets noirs en forme de crochet sur chaque prole et par une accentuation des stries le long du corps de l'insecte. Après avoir cultivé les souches bactériennes à tester, centrifuger 500 microlitres de chaque souche bactérienne pendant deux minutes dans une microcentrifugeuse à 17 000 × g à température ambiante. Ensuite, laver les culots dans un millilitre de PBS stérile dans les mêmes conditions.Après avoir resuspendu les cellules dans un autre demi-millilitre de PBS stérile, mesurez la densité optique des suspensions avant de commencer les inoculations, en utilisant une pointe de pipette neuve pour chaque dilution. Préparez six dilutions sérielles dix fois successives de la première souche bactérienne dans du PBS stérile, dans une plaque microtitration à 96 puits. Déposez ensuite 10 microlitres de chaque dilution, allant de 10 à la puissance moins deux à 10 à la puissance moins six, en lignes le long du bord supérieur d'une boîte de Petri contenant le milieu de croissance approprié. Inclinez ensuite la boîte de manière à ce que les gouttes s'étalent vers le centre.Ensuite, après avoir retiré l'aliment et les excréments des insectes, placez les récipients contenant les insectes sur de la glace pendant environ cinq minutes, le temps que les insectes refroidissent. Rincez une aiguille de seringue trois fois dans chacun de deux tubes contenant de l'éthanol à 70 à 100 %, puis une fois dans un tube d'eau stérile. Utilisez ensuite un hémocytomètre pour quantifier les suspensions cellulaires diluées au microscope.En fonction de l'inoculum souhaité, prélevez 10 microlitres à partir du microtitrateur approprié. Ensuite, passez un coton-tige imbibé d'éthanol à 95 % sur la surface de l'insecte à injecter. Il est particulièrement difficile de maintenir l'insecte en position adéquate pour l'injection, tout en manipulant l'aiguille et en prenant soin de ne pas percer l'intestin de l'insecte.En outre, veillez à travailler rapidement afin que l'insecte ne se réchauffe pas et ne commence pas à remuer pendant que vous le maintenez pour l'injection. Injectez la suspension cellulaire de 10 µL dans l'insecte selon un angle inférieur à 45 degrés, juste derrière l'une des pattes prothoraciques abdominales. En prenant soin de ne pas percer l'intestin, injectez le contenu juste sous la couche épidermique.Après avoir injecté chaque insecte avec la première souche de bactéries, réalisez à nouveau l’ensemencement des dilutions de 10 à la puissance moins deux à 10 à la puissance moins six, cette fois-ci au milieu de la boîte. Laissez le liquide s’écouler vers le bas de la boîte. Incubez ensuite les boîtes à la température appropriée, puis dénombrer les colonies afin de quantifier l’inoculum.Après avoir répété le processus de dilution, d'ensemencement et d'injection pour chaque souche bactérienne, injecter trois à cinq insectes avec du PBS stérile pour le groupe témoin négatif. Incuber ensuite tous les insectes à 26 degrés Celsius et soumettre à un cycle photopériodique de 16 heures de lumière et 8 heures d'obscurité. Enfin, surveiller la survie des insectes au fil du temps après les injections ; les insectes présentent souvent une perte d'appétit, des diarrhées aqueuses et jaunâtres, des excréments et/ou une perte d'eau durant l'infection, avant le décès.La mort des insectes est caractérisée par l'absence de mouvement volontaire après stimulation. Dans ce test, les insectes ont été injectés avec environ 50 unités formant des colonies provenant soit d'une souche sauvage, soit d'une souche mutante atténuée de Xer Haus NLA groan en phase logarithmique moyenne. Les insectes ont été observés pendant environ 72 heures et le pourcentage des insectes injectés encore vivants à chaque point temporel a été noté.Dans cette expérience, la souche atténuée a présenté un retard net dans la mise à mort des insectes, tandis que la souche de type sauvage a tué les six larves dans les 30 heures suivant l'injection, avant même la mort de l'une quelconque des larves infectées par le mutant. Les données sont statistiquement distinctes suite à cette procédure. D'autres méthodes, telles que l'extraction d'ARN et la réaction de polymérisation en chaîne en temps réel quantitative, peuvent être réalisées afin de répondre à des questions supplémentaires, comme déterminer si la bactérie est ou non capable de manipuler la réponse immunitaire de l'insecte.

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