Différenciation isolement, caractérisation et comparative de l'homme dentaires cellules souches de pulpe Dérivé de dents permanentes à l'aide de deux méthodes différentes

L’objectif global de cette procédure est d’isoler, de caractériser et de différencier les cellules souches humaines du pouls gentil des dents permanentes en utilisant deux méthodes. Ceci est accompli en collectant des dents de sagesse incluses saines, en les coupant autour du ciment jusqu’à la jonction de l’émail au début. Les cellules souches dentaires D sont isolées par deux méthodes différentes.

Dans la première méthode, les tissus polypes sont digérés par voie enzymatique en incubant dans une solution de collagénase de type un plus un espace disque. Ici, nous les appelons ed. Si l’on considère la méthode d’isolement de la deuxième méthode, les tissus palpes ne sont placés dans le ballon qu’sans aucune digestion.

De cette façon, les dpss commencent à migrer du tissu dans le flacon. Ces cellules nommées OG font référence à la méthode d’isolement de l’excroissance. La deuxième étape de la procédure est l’identification des cellules souches à l’aide de la cytométrie d’automne.

La troisième étape de la procédure est l’induction de la différenciation des odontoblastes, et la dernière étape de la procédure est l’évaluation comparative de la différenciation des odontoblastes entre deux groupes par coloration rouge et QBCR. Je m’appelle RA Kde et je travaille au Département de cellules souches et de biologie du développement de l’Institut Rian. Aujourd’hui, je vais vous montrer l’isolement, la caractérisation et la différenciation comparative des cellules souches mésenchymateuses humaines en utilisant deux méthodes.

Bonjour, je suis le Dr Rezaian de l’Institut Rio. Nous travaillons sur un projet lié aux cellules souches de la pulpe dentaire humaine. Ces cellules sont des sortes de cellules souches méchyses, qui sont faciles à obtenir avec un minimum de douleur et de morbidité.

Les cellules souches méchy spécifient avec la capacité d’aran plastique, la formation de colonies et la capacité de différenciation multiple. Bonjour, je suis le Dr Ami du Département des cellules souches. À l’institut, nous utilisons cette procédure dans notre laboratoire pour isoler les cellules souches à des fins d’études de recherche et d’applications futures.

En médecine régénérative, la toute première étape de l’utilisation de cette source de cellules souches pour la future thérapie à base de cellules souches est de choisir le meilleur protocole pour isoler les cellules souches des tissus humains. Afin d’atteindre cet objectif, il est crucial d’étudier certains aspects du comportement cellulaire dans différentes conditions d’isolement des cellules souches. Tout d’abord, je vais isoler les cellules souches de la pulpe dentaire humaine en utilisant soit la dissociation enzymatique de la pulpe, soit la croissance des cellules souches des implants tissulaires.

Ensuite, caractérisez-les et différenciez-les en ogen blast. Alors commençons. La première façon, l’espace et la collagénase de type un dissolvent les deux dans PBS.

Ensuite, filtrez-les à l’aide d’un filtre à seringue de 0,2 micron. Tirez les deux dans un tube conique. Ajoutez ensuite du pener et du PBS pour obtenir la concentration finale.

Transférez des dents de sagesse saines dans le laboratoire dans le milieu basique froid sous l’état d’acier. Nettoyez la surface de la dent avec de l’éthanol à 70 % avant d’étudier. Assurez-vous de nettoyer la brise de la surface de la dent.

Coupez la dent autour de la jonction de l’émail de ciment à l’aide d’un disque dentaire stérilisé pour révéler la chambre pulpaire. Il faut tenir compte du fait que le processus de coupe doit être effectué lentement pour réduire la surchauffe des tissus dentaires. Ensuite, séparez doucement le tissu pulpaire de la couronne, c’est-à-dire le tissu pulpaire en morceaux d’un à deux millimètres avec la lame Scarpa.

Transférez de petits morceaux de tissus pulpaires dans une solution enzymatique d’un millilitre pendant une heure à 37 degrés Celsius toutes les 30 minutes pour aider à briser les tissus pulpaires. Ensuite, retirez les gros agrégats en les faisant passer à travers une souche cellulaire de 70 microns. Ajoutez ensuite les centrifugeuses PENER contenant du PBS à 1 200 tr/min pendant cinq minutes.

Retirez le supernat avec précaution. Ensuite, nous suspendons la plaque dans le milieu de prolifération pm, la transférons dans le flacon de culture et ajoutons le milieu. Puis incuber, incuber.

Changez de milieu tous les trois jours jusqu’à ce que la confluence cellulaire soit atteinte pour la méthode de travail à l’extérieur. Répétez le processus de coupe. Après avoir coupé la dent, les tissus éclatent en un à deux millimètres de fragment.

Ensuite, placez-les dans la culture. Flash à prolifération, moyen et incubé. Il faut tenir compte du fait que le volume total du milieu de prolifération doit être pris en charge par la fixation de tous les morceaux pour une nouvelle prolifération cellulaire.

Changez de milieu après avoir observé l’excroissance, puis tous les trois jours jusqu’à ce que la confluence cellulaire soit atteinte. Pour l’immunophénotypage, incubez les deux types de CSP D avec des anticorps conjugués PE ou FITC pendant 30 minutes à quatre degrés Celsius dans l’obscurité. Ajoutez ensuite les vues PBS et centi à 1 200 tr/min pendant cinq minutes.

Retirer le surnageant et le réusus, suspendre la plaque dans le PBS et enfin évaluer les marqueurs de surface en utilisant une sous-culture de cytomètre en flux, les deux types de DPC pour trois passages. Ensuite, trébuche dans de la glace et transfère-les dans six boîtes de culture rouge à 60 % de fluidité Co, remplace PM par un milieu odontogène. Trois puits sont restés comme un contrôle négatif par l’ajout de pm.

Changez de milieu tous les trois jours au 21e jour : lavez les cellules avec du PBS. Ensuite, fixez-les d’un millilitre par puits. 10 % hauteur de gel formelle pendant 15 minutes à température domestique.

Après 15 minutes, retirez soigneusement le fixateur et ventez les cellules trois fois avec de l’eau distillée. Remplacez ensuite l’eau par un millilitre par alza rouge dans une solution de coloration rouge. Après 20 minutes, nous enlevons l’excès de colorant et lavons les cellules quatre fois avec de l’eau désionisée.

Ajoutez ensuite un millimètre par eau de puits pour éviter que les cellules ne sèchent. Après la coloration, vous pouvez voir trois rails supérieurs devenir rouges par rapport aux commandes au microscope, vous pouvez voir l’absorption de la couleur autour de la cellule par un grand grossissement pour la quantification d’une coloration rouge. Après avoir retiré l’eau, ajoutez un millilitre par puits, 10 % d’acide acide, puis incubez pendant 30 minutes en secouant.

Ensuite, grattez doucement les cellules de la plaque à l’aide d’un grattoir à cellules. Transférez-les ensuite dans les tubes séparés. Le VOR prend vigoureusement pendant 30 secondes.

Ensuite, chauffez-les à 85 degrés Celsius pendant 10 minutes. Pour éviter l’évaporation des tubes d’étanchéité avec le tube de transfert ParaView sur la glace pendant cinq minutes, ils les ont utilisés à 20 000 G pendant 15 minutes. Pendant ce temps, faites de la dilution en série standard du rouge Alzheimer selon le protocole de la région.

Après la centrifugation, retirez les carottes et transférez-les dans les nouveaux tubes. Neutralisez le pH avec 10 % d’hydrocyte d’ammonium. Ensuite, ajoutez des étalons et des échantillons dans 96.

Mesurez ensuite l’absorbance à 405 nanomètres et analysez les données selon la dilution en série standard. Ici, vous pouvez voir les DPC, qui sont isolés par dissociation enzymatique les jours 10, 15 et 18, et qui sont également dépassés les jours cinquième, 10, 13 et 18. Les résultats de l’immunophénotypage montrent la présence de marqueurs de cellules souches mésenchymateuses tels que CD 44, CD 73 et CD 19, et l’absence de marqueurs hématopoïétiques et endothéliales tels que CD 34, CD 45 et CD 11 B.Il est intéressant de noter que les expressions de CD 1 0 5 et CD 146 sont plus nombreuses dans les cellules souches souches d dégrossies par rapport à D-P-S-C-E-D, la quantification de la coloration enzymatique rouge au 21e jour de la différenciation des odontoblastes montre plus de dépôts de calcium dans D-P-S-C-E-D par rapport à l’absence de sommet dentaire des cellules souches.

Les résultats de la QPCR indiquent également des expressions significativement plus élevées de MEP et A LP en tant que marqueurs de minéralisation dans D-P-S-C-D par rapport à la denture sortante des cellules souches. Pendant ce temps, les deux gènes sont régulés pendant la différenciation et l’expression du DSPP car le marqueur odontogène, a augmenté pendant la différenciation. Cependant, il n’y a pas de variation significative dans l’expression de DSVP dans les cellules différenciées entre les groupes ED et OG.

Nous venons de vous montrer comment isoler les cellules souches de parties dentaires humaines en utilisant soit la dissociation enzymatique de la pulpe, soit l’excroissance des cellules souches de l’explan tissulaire. Donc c’est tout. Je vous souhaite bonne chance pour essayer d’utiliser cette procédure dans votre expérience.

Merci.