Name: Deux enregistrements électrophysiologiques des synapses-réponses évoquées astrogliales et neuronales aiguës dans des coupes dhippocampe (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2012-11-26T12:00:00.000+00:00
Duration: 16 min 38 s
Description: Découvrez l'enregistrement électrophysiologique simultané des astrocytes et neurones dans des coupes d'hippocampe aiguës. Cette méthode révèle les interactions neurogliales et la modulation synaptique en temps réel.

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Les auteurs tiennent à remercier Dana Kamalidenova, Morgan Autexier, et Roch Chopier, qui a fait la vidéo et des animations, ainsi que Florian Beck pour les photos et la post-production de la vidéo voice-over. Ce travail a été financé par Olympus et soutenu par des subventions du HFSPO (Career Development Award), l&#39;ANR (programme Jeunes Chercheurs et le Programme Blanc neurosciences), le FRC (Fédération pour la Recherche sur le Cerveau), l&#39;INSERM et La Pitié Salpêtrière (recherche translationnelle contrat) à NR, du français Ministère de la Recherche et de bourses post-doctorales Deutsche Forschungsgemeinschaft pour UP, et des doctorants des écoles &quot;Frontiers in Science de la vie», Université Paris Diderot, Bettencourt Schuller fondation, et FRM (Fondation pour la Recherche Médicale) bourse de doctorat à JS

1. Préparation du liquide céphalo-rachidien artificiel et la solution intracellulaire <ol><li> Avant de commencer l&#39;expérience, on a besoin de préparer la solution interne pour les enregistrements de patch-clamp, de même que le fluide céphalo-rachidien artificiel (ACSF) pour la préparation hippocampe. Vous devez en outre un kit de dissection composé de ciseaux chirurgicaux et bien ciseaux iris, deux spatules et pinces (outils scientifiques Arts), un dispositif de gazage verre (micro-filtre à bougies, ROBU Allemagne) et la grille de tissu (moustiquaire nylon ou serré), ainsi que la superglue (Dent Uhu). La configuration de l&#39;installation de patch électrophysiologie tranche a été décrit par Finkel &amp; Bookman, 2001 1. </li><li> Pour la solution interne, dissoudre (en mM): 105 K-gluconate, 30 KCl, 10 HEPES et 0,3 EGTA dans de l&#39;eau déminéralisée (dans 70-80% du volume final). Refroidir la solution à 4 ° C et ajouter (en mM): 4 ATP-Mg, 0,3 Tris-GTP et 10 phosphocréatine. Ajuster le pH à 7,4 avec KOH et de remplissage up avec de l&#39;eau déminéralisée au volume final. (Osmolaritiy: ~ 280 mOsm). Filtrer cette solution (taille des pores de 0,2 um). Poolées solution est stable pendant 3-4 semaines à - 20 ° C. Pour une journée expérimentale, ~ 1 ml de solution interne est nécessaire. </li><li> Sauf indication contraire, l&#39;ACSF utilisé pour la préparation hippocampe et des enregistrements de cellules dans la région CA1, contient (en mM): 119 NaCl, 2,5 KCl, 2,5 CaCl2, 1,3 MgSO 4, 1 NaH 2 PO 4, 26,2 NaHCO 3 et 11 glucose. Dissoudre ces sels dans l&#39;eau désionisée (320 mOsm Osmolarité ~) et oxygéner cette solution pendant au moins 10 minutes (pH ~ 7,3 - 7,4) avec carbogène (95% O 2 et 5% de CO 2). Préparer au moins 1 litre de solution par expérience. Une attention particulière doit être prise pour la préparation du tissu hippocampique qui sera utilisé pour effectuer des expériences dans la région CA3 de l&#39;hippocampe. En effet, cette région est sujette à épileptiformes activité et après la mort neuronale. Ainsi SYNAPTic activité devrait être fortement réduit au cours de la préparation de tranche, et ceci est réalisé en effectuant la dissection hippocampe dans une solution glacée de saccharose contenant (en mM): 87 NaCl, 2,5 KCl, 0,5 CaCl 2, 7 MgCl 2, 1 NaH 2 PO 4 , 25 NaHCO 3, 10 et 75 Saccharose Glucose. Dans cette solution, la combinaison de la faible teneur en sodium, calcium et magnésium concentrations élevées de réduire massivement tir présynaptique et la probabilité de libération, ainsi que postsynaptique activité des récepteurs NMDA, ce qui réduit l&#39;activité spontanée et la mort cellulaire. Une fois préparée, des coupes d&#39;hippocampe utilisés pour les enregistrements de cellules provenant de la région CA3 sont perfusés avec mise à jour ACSF, contenant 4 mM CaCl 2 et 4 MgSO 4, afin de minimiser l&#39;activité polysynaptique. </li></ol> 2. Préparation aiguë Slice hippocampe <ol><li> Refroidir ~ 300 ml d&#39;ACSF pour la chambre de découpage, ainsi que pour la préparation de 4 ° C, tandis que l&#39;oxygénation constante aveccarbogène. Préparer un petit becher avec ACSF à température ambiante (RT) pour le stockage de tranche, qui est également oxygéné avec carbogène (Figure schéma 1). </li><li> Anesthésier la souris sous un capot avec une serviette en papier imbibée petite avec 1 ml isoflurane qui est ajouté dans la cage. </li><li> Après la souris est profondément anesthésié, couper la tête et de l&#39;ajouter directement dans une petite assiette avec de la glace-froid ACSF oxygénée. Enlever le cuir chevelu avec un petit ciseau et transférer sur la tête de tissu pour les étapes ultérieures. Début de disséquer l&#39;hippocampe, comme illustré et décrit dans la figure 1. </li><li> Couper 300-400 microns d&#39;épaisseur coupes transversales à faible vitesse (3 um / s) et la fréquence de vibration de 70 Hz à froid glace oxygénée ACSF, et les transférer dans une chambre de stockage. Laisser reposer à température ambiante pendant tranches au moins 1 heure d&#39;enregistrement préalable. Tranches de CA3 expériences sont stockés 25 min à 34 ° C et au moins 30 min à température ambiante, pour se remettre de l&#39;opération de tranchage. </li></ol&gt; 3. Double enregistrement des courants évoqués astrogliale et potentiels de champs neuronaux Nous décrivons ici comment enregistrer synaptique évoquée par les réponses neuronales et astrocytaires, c.-à-réponses induites par l&#39;activation des synapses grâce à la stimulation afférence en utilisant une électrode extracellulaire. <ol><li> Perfuser constamment avec la chambre d&#39;enregistrement oxygéné ACSF (1.5-2 ml / min, RT), contenant 100 uM de la picrotoxine (antagoniste GABA A) afin d&#39;isoler des réponses excitatrices. Transfert d&#39;un morceau sur une poly-L-lysine (1,5 à 3 mg / ml) lamelle enduite, trempez le liquide pour obtenir une adhérence bonne tranche et ajouter une goutte de la FCSA sur le dessus de la tranche. Placez la lamelle dans la chambre d&#39;enregistrement. Le blocage de la transmission inhibitrice par la picrotoxine peut entraîner une activité épileptiforme, soit spontanée, tir synchrone des populations neuronales, ce qui faussera la mesure des événements évoqués. Ainsi, pour empêcher l&#39;activité épileptiforme, faire unecoupe à plat (seulement la surface) entre les régions CA1 et CA3 pour empêcher la propagation via les collatérales de Schaffer (comme indiqué dans la figure 2a). </li><li> Strate astrocytes radiatum peuvent être identifiés par leur taille soma petite (~ 10 m) et processus d&#39;assemblage stellaire. Choisissez une cellule au moins 20-30 um en dessous de la surface de la tranche. Monter une électrode de stimulation de verre (résistance à la pointe ~ 1 M) sur le fil d&#39;argent qui est relié à la boîte d&#39;isolation stimulus et la terre dans le bain (simplement en enroulant le fil d&#39;argent autour de la seconde pipette en verre). Placer l&#39;électrode de stimulation dans la région collatérale de Schaffer, comme indiqué sur la figure 2A, à une distance de 200-300 um loin de l&#39;astrocyte choisi. Monter l&#39;électrode d&#39;enregistrement de terrain (~ 2-5 MQ) sur un fil d&#39;argent chlorée connecté à la headstage de l&#39;amplificateur. Les deux électrodes sont remplies avant avec ACSF. Choisissez dans MultiClamp le mode I = 0, ce qui désactive com externemande d&#39;entrée et de placer l&#39;électrode ~ 50 um loin de l&#39;astrocyte dans la région stratum radiatum (Figure 2A). Enregistrer les réponses avec gain de 2 à 10 et un filtre à 2 kHz filtre de Bessel. Injection de courant électrique dans la tranche cerveau déclenche des potentiels d&#39;action dans les axones qui entourent collatérale de Schaffer et la libération subséquente émetteur aux bornes présynaptiques ce projet de post-synaptiques neurones pyramidaux CA1. Les transmetteurs libérés va déclencher un flux de charge positive dans les cellules post-synaptiques par les récepteurs ionotropiques, qui est mesurable extracellulaire comme un potentiel légèrement négatif. Ce champ de potentiel d&#39;excitation post-synaptique (fEPSP) intègre l&#39;activité d&#39;un groupe de neurones actifs simultanément, alors que la transmission est bloquée inhibiteur pharmacologique. Appliquez quelques impulsions de test (0,1 msec) pour évoquer un fEPSP, certains repositionnement de l&#39;électrode de stimulation pourrait contribuer à accroître la fEPSP. Un type CA1 strate Radiateuh fEPSP est illustré dans la figure 2B. De plus amples détails sur le positionnement et la réponse formes d&#39;onde peuvent être trouvés dans Yuan et al. 2003 2. L&#39;amplitude fEPSP dans une tranche saine hippocampe devrait normalement être plus de deux fois plus grande que l&#39;amplitude de la salve de fibres. Pour une quantification précise de l&#39;amplitude fEPSP ou la pente, la reponse devrait être évoquée monosynaptique, l&#39;activité polysynaptique (détectable comme une réponse multi-crête) indique une activité synaptique indépendante de la stimulation électrique, qui pourrait être un signe pour hyperexcitabilité. Pour les expériences réalisées dans la région CA3 de l&#39;hippocampe, de stimulation et d&#39;enregistrement pipettes sont positionnés comme illustré à la figure 3C. Pour identifier clairement les intrants fibres moussues, qui sont fortement facilitant, jumelé à impulsions de stimulation (50 ms d&#39;interruption d&#39;intervalle) et 1 Hz stimulation pendant quelques secondes sont appliqués à améliorer massivement l&#39;amplitude initialement faible évoqué fEPSP responses.At la finde l&#39;expérience, DCGIV, un antagoniste des récepteurs mGluR2 / 3, peuvent être lavés dans de plus vérifier que les entrées de fibres moussues effet ont été stimulées. L&#39;application de cette antagoniste doit diminuer la fEPSP par ~ 90% en raison de la forte expression de mGluR2 / 3 récepteurs, l&#39;inhibition présynaptique de libération boutons fibres moussues. </li><li> Remplir une pipette de patch (~ 2-5 MQ) avec une solution interne filtré et le monter sur un fil d&#39;argent chlorée reliée à la seconde headstage, appliquer une pression positive avec une seringue, qui est relié par une tubulure à votre porte-pipette. Constamment appliquer une impulsion de 20 ms essai de 10 mV et déplacez la pipette dans le tissu jusqu&#39;à ce que vous atteigniez la surface de la cellule et une déviation de la membrane devient visible. Zéro la pipette offset, enlever la pression positive, et serrer la membrane - mV 80. Attendez jusqu&#39;à ce qu&#39;un gigaseal (au moins 1 GΩ) est atteint (il ne devrait pas prendre plus de quelques secondes). Application douce de quelque pression négative pourrait aider à atteindre agigaseal. Percer dans la cellule est réalisée par une application d&#39;une pression négative à court ou moyen de la fonction de zap multipince. Démarrez l&#39;enregistrement simultané de la collatérale de Schaffer évoqué fEPSP et la réponse astrogliale dans la pince de tension (Vhold - 80 mV; gain de fréquence de 0,1 Hz, filtre de Bessel 2 kHz, 10). La réponse astrogliale actuelle est biphasique: d&#39;abord, vous verrez un rapide courant transitoire vers l&#39;extérieur, ce qui reflète fEPSPs générés par les cellules pyramidales adjacentes. Elle est suivie par une hausse lente décomposition et intérieurs actuels (qui persistent pendant plusieurs secondes (&gt; 10 sec) après la cessation des réponses neuronales). Ce courant est principalement due à l&#39;entrée de potassium dans les astrocytes, après la libération en entourant dépolarisées terminaux post-synaptiques. Une fois activé transporteur du glutamate rapide courant transitoire (GLT), déclenchée par la libération de glutamate présynaptique est masqué par le courant potassique. Le potentiel de maintien de l&#39;astrocyte, ainsi que la résistance d&#39;accès du patch devrait être monitored tout au long de l&#39;expérience et ne doit pas varier de plus de ~ 20%, afin d&#39;éviter la surveillance inexacte des reponses astrogliales raison de changements dans les conditions d&#39;enregistrement. Seuls les astrocytes avec un potentiel initial de détention&gt; -70 mV doivent être examinées pour étudier les cellules saines. </li><li> Passez de tension à courant pince pour enregistrer la dépolarisation de la membrane évoqué astrocytaire. Isoler le transporteur du glutamate glial (GLT) actuelle par perfusion de l&#39;acide ionotropiques du glutamate bloqueur des récepteurs kynurénique (5 mM), jusqu&#39;à ce que le fEPSP est complètement bloquée et l&#39;amplitude GLT a atteint un plateau. Pour identifier clairement le courant GLT, appliquez l&#39;antagoniste spécifique DL-thréo-β-Benzyloxyaspartatic acide (DL-TBOA, 200 uM). Augmenter la résistance à la stimulation par le 2-pli à 5-fois pour enregistrer les réponses neuronales et astrocytaires à force synaptique différent, et appliquer deux stimuli étroitement espacés (50 ms d&#39;intervalle) pour étudier les réponses à l&#39;impulsion de stimulation appariées. Stabilité de série resistance potentiel et de la membrane de la cellule gliale doit être contrôlée tout au long de l&#39;enregistrement. </li><li> À visualiser la mesure de l&#39;écart-jonction médiée réseaux astrocytaires, des expériences de couplage de colorant doit être effectué dans le mode courant de fixation, sans injection de courant, pour permettre la diffusion passive de faible colorants moléculaire (&lt;1,5 kDa), tels que sulforhodamine-B, par la voie des jonctions lacunaires. Afin de minimiser les retombées colorant dans les tissus environnants, pression positive doit être appliquée par la pipette de patch juste en entrant dans le tissu et le patch devrait être atteint dès que possible. </li></ol>

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</ol>

Aucun conflit d&#39;intérêt déclaré.

Double enregistrement des synaptique induite par les réponses neuronales et gliales est une méthode utile pour étudier les altérations en ligne à des activités pré-et post-synaptiques associés à des changements dans les propriétés astrogliales. La dépolarisation de la membrane synaptique évoquée par des cellules gliales est une mesure directe de la hausse de potassium extracellulaire 8, en partie à cause du potentiel d&#39;action présynaptique de tir, mais surtout à la dépolarisation postsynaptique 7. Par conséquent, les enregistrements de la dynamique gliales potentiel de membrane peut être utilisée pour étudier les modifications de l&#39;excitabilité postsynaptique présynaptique, l&#39;activité, le volume de l&#39;espace extracellulaire et des capacités de mise en mémoire tampon de potassium 6, 8. Le courant de glutamate astrogliale transporteur est une mesure sensible de la libération de glutamate présynaptique, en mesure de surveiller changements à court terme dans 3 probabilité de libération, 5, 9. Il peut en outre être utilisée pour caractériser les fonctionnelles synapse-glie interactions au niveau des synapses différents ou à st développement différentâgés de 10 ans. Il convient de souligner que GLTs sont très sensibles température 11 et sont entraînés par le gradient électrochimique de Na +, K + et H +12. Ainsi, l&#39;amplitude et la cinétique du courant GLT dépendra fortement des conditions expérimentales choisies. En outre, le cours du temps réel de jeu glutamate astrogliale dérivé du courant GLT enregistré est connu pour être partiellement obstrué. Cela est dû au filtrage des courants GLT par des facteurs tels que les propriétés électrotoniques d&#39;astrocytes ou la libération émetteur asynchrone, qui faussent leur cinétique 13. Méthodes d&#39;extraction des caractéristiques temporelles des mécanismes de filtrage ont été développés et peuvent être utilisées pour dériver le cours réel du glutamate espace temps dans des situations physiologiques ou pathologiques, comme recenly effectué 6,13,14. En outre, l&#39;enregistrement simultané de la dépolarisation de la membrane astrogliale, en cours de serrage, peut fournir INSIGhts dans altérations possibles de extracellulaires transitoires de potassium. Astrocytes simples avec jusqu&#39;à 100.000 synapses des neurones ~ 100 différentes, et ne donc intégrer et de moduler l&#39;activité des réseaux neuronaux locaux. Lorsque vous utilisez la technique présentée ici, à savoir l&#39;enregistrement électrophysiologiques de cellules entières réponses astrocytes de mieux comprendre les activité synaptique basale, il faut garder à l&#39;esprit que dans les astrocytes, patch-clamp au niveau soma permettent aux courants détection pour la plupart en provenance du corps cellulaire ou processus proximaux. En effet, les courants détectés au niveau du soma que partiellement provenir de beaux processus distaux quand une forte activation des récepteurs et canaux qui se produisent dans de multiples processus fines peuvent générer des courants se propagent au soma cellulaire. Ainsi récepteur de base et l&#39;activité des canaux individuels dans les petites astrogliales processus couvrant compartiments synaptiques est difficilement détectable. Cela est dû en partie à la limité naissaincontrôle ial et temporelle des courants et des tensions membranaires par la cellule entière patch-clamp du astrocytes in situ. Cependant, il faut noter que la surface des abondantes minuscules processus astrocytaires dépasse de loin la surface de la membrane des processus et soma principale. En outre, ces microdomaines périsynaptiques astrogliales contiennent les récepteurs fonctionnellement pertinents et les canaux, ce qui a probablement jouer un rôle important dans la communication neurogliale et la régulation synaptique. La technique que nous avons présenté ici est donc surtout utile pour étudier l&#39;intégration astrocytaire de l&#39;activité synchrone à partir des ensembles neuronaux, survenant notamment lors de la stimulation afférence. Il ne devrait pas être utilisé pour étudier le dialogue entre les synapses individuelles et fines adjacentes processus astrocytaires qui se produisent au cours de l&#39;activité spontanée de la base. Une autre méthode pour étudier les réponses locales astrogliales induites par l&#39;activité synaptique basale serait d&#39;effectuer des enregistrements de patch-clamp de processus fines, comme dune dendrites en 15. Bien que ces processus de correction fines astrogliales est probablement difficile en raison de leur petite taille, il s&#39;agit probablement d&#39;une voie à suivre pour démêler dialogue plus intime entre microdomaines astrogliales et des synapses individuelles. Cependant, les petites électrophysiologiques susceptibles réponses astrogliales résultant de processus individuels fines astrogliales peut être inférieure à détection de seuil, car le bruit électrique atteint en moyenne 5.3 pA dans le patch-clamp enregistrements. Une autre méthode pour étudier les réponses astrogliales à l&#39;activité synaptique est l&#39;imagerie calcique, depuis l&#39;activation de récepteurs membranaires ou des transporteurs astrocytaires par des substances neuro peut déclencher transitoires calciques intracellulaires. Cependant, le chargement en vrac des astrocytes avec des indicateurs de calcium peut également reflètent principalement l&#39;activité somatique 16. La combinaison de l&#39;imagerie électrophysiologie et de calcium permet également de détecter des signaux calciques petits à partir de fines astrogliales processus, que ce soit survenant spontanément ou déclenché by stimulation minimal synaptique 17, 18. Cependant, il faut garder à l&#39;esprit que les indicateurs de calcium de haute affinité pourrait agir comme tampons calciques, inhibiteurs calciques voies de signalisation importantes, alors que les indicateurs de faible affinité pourrait fonctionner en dessous du niveau de détection. Enfin, une technique élégante et non invasive pour étudier les événements de calcium dans les processus astrocytaires fines, qui contourne également le lavage des molécules de signalisation intracellulaire lors de la cellule entière de patch-clamp, consiste à utiliser un capteur de calcium membrane cible, qui peut être exprimé dans les astrocytes in situ, ainsi que in vivo 19. Cependant, l&#39;imagerie calcique ne peut fournir des informations sur une molécule de signalisation, qui est impliquée dans de nombreux, mais pas toutes les activités cellulaires, alors que la cellule entière de patch-clamp fournit des informations quantitatives sur les différents courants ioniques déclenchés sur le canal et l&#39;activation du récepteur. Par conséquent simultanées enregistrements électrophysiologiques de neurones et les astrocytessont une méthode unique et puissante pour percer en ligne de la dynamique de la signalisation ionique neurogliale et son traitement de l&#39;information le rôle du cerveau.

<table border="1"><tbody><tr><td> Nom du réactif </td><td> Entreprise </td><td> Numéro de catalogue </td><td> Commentaires (optionnel) </td></tr><tr><td> Picrotoxine </td><td> Sigma </td><td> P1675 </td><td> dissoudre dans du DMSO </td></tr><tr><td> Acide kynurénique </td><td> Tocris </td><td> 0223 </td><td> dissoudre à 34 ° C sous agitation ou sonication </td></tr><tr><td> DL-TBOA </td><td> Tocris </td><td> 1223 </td><td> DCG IV Tocris 0975 </td></tr></tbody></table>

deux enregistrements électrophysiologiques des synapses-réponses évoquées astrogliales et neuronales aiguës dans des coupes d&#39;hippocampe

Dual Electrophysiological Recordings of Synaptically-evoked Astroglial and Neuronal Responses in Acute Hippocampal Slices

Les astrocytes forment ensemble avec les synapses des neurones tripartites, où ils intègrent et moduler l&#39;activité neuronale. En effet, les astrocytes sentir entrées neuronales par l&#39;activation de leurs canaux ioniques et des récepteurs de neurotransmetteurs, et traiter l&#39;information en partie grâce à l&#39;activité dépendante de la libération de gliotransmetteurs. Par ailleurs, les astrocytes constituent le système d&#39;absorption principale du glutamate, contribuer à tampon spatiale de potassium, ainsi que la clairance de GABA. Ces cellules donc constamment surveiller l&#39;activité synaptique, et ce sont des indicateurs sensibles pour des altérations de glutamate synaptique du GABA libéré,-et extracellulaire des niveaux de potassium. En outre, des modifications de l&#39;activité ou l&#39;absorption astrogliale capacité tampon peut avoir des effets graves sur les fonctions neuronales, et peut être négligée lors de la caractérisation des situations physiopathologiques ou des souris knock-out. Double enregistrement des activités neuronales et astrocytaires est donc une méthode importante pour étudier les altérations dansla force synaptique associée aux modifications concomitantes de l&#39;absorption et des capacités de mise en mémoire tampon astrogliale. Nous décrivons ici la façon de préparer des coupes d&#39;hippocampe, comment identifier les strates astrocytes radiatum, et comment enregistrer simultanément neuronales et astrocytaires réponses électrophysiologiques. En outre, nous décrivons comment isoler les courants synaptiques pharmacologiquement-astrogliales évoqués.

Un enregistrement simultané de représentant-synaptique réponses évoquées astrogliales et neuronale (fEPSPs) dans la région CA1 de l&#39;hippocampe est illustré à la figure 2 AB. Le courant est évoqué astroglial biphasique, c&#39;est à dire qu&#39;il se compose d&#39;un courant transitoire vers l&#39;extérieur et un courant décroissant lentement vers l&#39;intérieur (&gt; 10 sec) (Figure 2B). Le courant sortant reflète la fEPSP évoqué, et est bloqué après l&#39;inhibition des récepteurs du glutamate ionotropiques par l&#39;acide kynurénique (gris foncé trace, Figure 2B) 3. La majorité du courant entrant lent reflète l&#39;entrée de potassium dans la dépolarisation postsynaptique astrocytes qui suit, car il est aussi supprimée par l&#39;acide kynurénique, qui inhibe l&#39;activité des récepteurs post-synaptiques du glutamate ionotropiques (figure 2B et 2C Figure 1) 3-6, connu pour représenter le principal source (80%) de la libération de potassium 7. Le reste de l&#39;augmentation rapide d&#39;uned courante en décomposition intérieure est inhibée par l&#39;antagoniste GLT DL-TBOA (gris clair trace, Figure 2B et 2C Figure 2). Post-hoc soustraction du courant reste lente dans TBOA (gris clair trace) du courant dans l&#39;acide kynurénique (gris foncé trace) permet d&#39;isoler le transporteur du glutamate astrogliale pur courant (trace noire), comme illustré à la figure 2C 2. La persistance lentement en décomposition actuelle en acide kynurénique et TBOA (gris clair trace, Figure 2B et 2C Figure 2) peut être bloqué par TTX (données non présentées), et reflète probablement l&#39;accumulation de K + extracellulaire libéré pendant la cuisson afférente présynaptique 3. Modérée stimulation unique de Schaffer collatéraux induit un courant relativement important synaptiquement-évoqué astroglial par rapport à la dépolarisation petit évoquée enregistrés dans la même cellule (figure 2D). Cela est dû à larésistance de la membrane à faible des astrocytes. Enregistrement des synapses-évoqués astrogliales dynamique potentiels de membrane, comme illustré sur la figure 2D, est une mesure directe du taux de potassium extracellulaire locales 8. Normalisation des réponses évoquées astrogliales à l&#39;activité neuronale sous-jacente permet la comparaison directe des différentes expériences, comme l&#39;a récemment montré 6. Astrogliales courants peuvent par ailleurs suivre de manière très fiable des altérations de la transmission excitatrice, que le courant total de synapses-évoqué astroglial suit linéairement l&#39;augmentation de la fEPSP (2E figure). Courants astrogliales aussi refléter court terme plasticité synaptique, car ils montrent, comme les neurones, jumelé à impulsions facilitation (figure 2F). Couplé à cellules entières d&#39;enregistrement d&#39;une cellule pyramidale CA1 et un astrocyte révéler très différente comportement électrophysiologique dans les deux types de cellules, depuis des potentiels neuronaux l&#39;action d&#39;affichage en réponse à une impulsion de dépolarisation,tandis que l&#39;astrocyte voisin est silencieux (Figure 3A-B). Cependant, la stimulation modérée des collatérales de Schaffer peut évoquer en même temps un potentiel excitateur rapide posynaptic dans la cellule pyramidale CA1 et un rapide aller et lent des courants entrants dans l&#39;astrocyte adjacente (figure 3B 2). Deux enregistrements de synaptiquement-évoqués réponses neuronales et astrocytaires peuvent également être enregistrées dans la zone CA3 de l&#39;hippocampe, comme le montre la figure 3C. En effet, la stimulation unique de CA3 fibres moussues évoque dans des conditions basales très petites réponses neuronales, enregistrées fEPSPs locaux, associés à de petits rapides et lents extérieurs courants entrants dans les astrocytes (figure 3D 1). En revanche, 1 Hz stimulation des fibres moussues CA3 pendant quelques secondes potentialise fortement l&#39;fEPSP, alors qu&#39;il modérément augmente la réponse astrogliale (figure 3D 2). Figure isolement Hippocampus 1. Préparer coupes transversales. À disséquer le cerveau, le crâne découpé le long de la ligne médiane (A). Effectuer une coupe coronale au niveau du bulbe olfactif (b) et par la suite au niveau du cervelet (c). Retirez délicatement le crâne à l&#39;aide d&#39;une pince (d), séparer les deux hémisphères avec une lame (e), et de les transférer sur une petite cuillère en froid oxygéné ACSF (f). Après équilibrage ~ 5 min, placer un hémisphère sur le tissu sec avec la face médiale jusqu&#39;à (g). Avec l&#39;aide de deux cuillères à retirer le diencéphale (hj). L&#39;hippocampe est maintenant visible, comme illustré par les lignes en pointillés (k). Disséquer l&#39;hippocampe avec une cuillère, à partir de la fimbria, visible en tant que structure de blanc (lm). Transfert de l&#39;hippocampe de nouveau dans l&#39;ACSF froid. Préparer un petit bloc d&#39;agarose, la position du deux hippocampes avec le côté alveus et l&#39;hippocampe ventralnous sommes confrontés au bord du bloc de gélose, et imprégnez soigneusement tout liquide loin de permettre une bonne fixation de la gélose (n). L&#39;hippocampe colle fixée au bloc de gélose sur la partie ventrale (o). <img src="/files/ftp_upload/4418/4418fig2.jpg" alt="Figure 2" fo:content-width="5in" fo:src="/files/ftp_upload/4418/4418fig2highres.jpg"/> Figure 2. Simultanées réponses neuronales et astrocytaires évoqués-synaptique dans la région CA1 de l&#39;hippocampe. A) Schéma de la tranche hippocampique illustrant l&#39;agencement de l&#39;électrode de stimulation, pour activer collatérales de Schaffer (SC), l&#39;électrode de pipette de patch, de suivre les courants astrocytaires, et l&#39;électrode extracellulaire, pour enregistrer fEPSP, provoquée par la stimulation de la SC hippocampique région CA1. B) représentatifs des traces des enregistrements simultanés de fEPSPs (panneau supérieur) et les courants astrocytaires (panneau inférieur)-synaptique évoquée par stimulation SC dans le presence de médicaments pharmacologiques. Les réponses sont d&#39;abord enregistrées dans la présence d&#39;un bloqueur des récepteurs de GABA A (picrotoxine, 100 pM, des traces noires) pour isoler les réponses excitatrices. L&#39;application ultérieure d&#39;un bloqueur des récepteurs ionotropiques du glutamate (acide kynurénique, 5 mM, sombres traces de gris), inhibe la fEPSP et la majeure partie du courant de longue durée astrogliale, démasquant un petit élément et transitoire rapide de la réponse astrocytaire courant, qui est sensible à un inhibiteur transporteur du glutamate (TBOA, 200 uM, des traces gris clair). La barre d&#39;échelle, fEPSP 0,1 mV, astrocytaire actuel de 15 pA, 10 msec. C 1). Échantillon de la trace de potassium astroglial courant (1-2), qui peut être isolé à partir de la réponse évoquée, montre B (panneau inférieur, trace noire), par soustraction de la composante de courant qui reste dans l&#39;acide kynurénique (2) à partir du courant total ( 1). La barre d&#39;échelle, 20 pA, 1 sec. Exemple trace C 2) du transporteur du glutamate de courant (2-3), obtenue par soustraction de la i TBOAnsensitive composante lente (3) à partir du courant dans l&#39;acide kynurénique (2). La barre d&#39;échelle, 2,5 pA, 25 msec. D) Exemples de traces d&#39;un courant entrant enregistré en voltage-clamp (panneau inférieur) et la dépolarisation de la membrane correspondante enregistrée en courant de serrage (panneau supérieur) induite dans un astrocyte par la stimulation SC. La barre d&#39;échelle, courant de serrage 1,5 mV, voltage-clamp 5 pA, 1 sec. E) d&#39;entrée-sortie des courbes illustrant la relation entre les volées de fibre présynaptique (entrée) et le courant total astrogliale (sortie) enregistrées simultanément en réponse à la stimulation SC (n = 6). Les augmentations actuelles astrogliales linéairement avec les salves de fibre accrues, comme le fEPSP neuronale. F) des traces d&#39;exemples de la réponse neuronale (fEPSP) et le courant sont présentés pour astrocytaire appariées impulsion de stimulation à un intervalle de 40 ms entre impulsions. Les synapses-évoqués astrogliales expositions en cours, comme les neurones, double choc de facilitation. La barre d&#39;échelle, 0,1 mV, 5 pA, 20 msec. <p class="jove_content" fo:keep-together.within-page = &quot;always&quot;&gt; <img src="/files/ftp_upload/4418/4418fig3.jpg" alt="Figure 3" fo:content-width="3.75in" fo:src="/files/ftp_upload/4418/4418fig3highres.jpg"/> La figure 3. Enregistrements doubles de synapses neuronales induites par les réponses et astroglial dans les zones CA1 et CA3 de l&#39;hippocampe. A) la reconstruction d&#39;une cellule pyramidale CA1 injecté avec sulforhodamine B (rouge, 0,1%) et un astrocyte rempli avec de la fluorescéine dextrane (vert, 0,1%), en utilisant l&#39;ensemble des cellules de patch-clamp technique. La barre d&#39;échelle, 10 pm. B 1) représentatifs de traces simultanées de cellules entières enregistrements de potentiels de membrane enregistrées dans le courant de serrage d&#39;une cellule pyramidale CA1 et un astrocyte adjacent. Neuronale cuisson potentiel d&#39;action (trace noire), provoquée par l&#39;injection d&#39;un PA 20 dépolarisant impulsion de courant, évoque sans réponse dans l&#39;astrocyte adjacent (gris trace). La barre d&#39;échelle, 20 mV, 10 pA, 100 msec. Traces d&#39;exemples B 2) de deux cellules entières des enregistrements d&#39;une cellule pyramidale CA1-courant dans palourdep et un astrocyte voisine de voltage-clamp après stimulation SC en présence de picrotoxine (100 pM). SC stimulation évoque un potentiel postsynaptique excitateur (PPSE, trace noire), associée à un faible courant et de longue durée astrocytaire (gris trace). La barre d&#39;échelle, 5 mV, 10 pA, 100 msec. C) Schéma de la tranche hippocampique représentant dans le gyrus denté (DG) et les zones CA3 la disposition de l&#39;électrode de stimulation, pour activer les fibres moussues, l&#39;électrode de pipette de patch (gris), pour enregistrer les courants astrocytaires, et l&#39;électrode extracellulaire, à fEPSP dossier, évoqué par la stimulation des fibres moussues CA3. Traces représentatives D, E) d&#39;enregistrements appariés de CA3 fEPSPs (panneaux supérieurs, des traces noires dans D 1 et D 2) et astrocytaires cellules entières réponses (panneaux inférieurs, des traces grises D 1 et D 2) à une stimulation unique de mousse CA3 fibres à 0,02 Hz (zoom dans l&#39;encart) (D 1) ou à 1 Hz de fréquence de stimulation (D 2). La barre d&#39;échelle D <sub&gt; 1 et D 2, 0,2 mV, 15 pA, temps: D 1 1 s; D 2 100 msec. Barre d&#39;échelle en médaillon, 0,1 mV, 100 msec.

La préparation de coupes de cerveau de courte durée isolé hippocampes, ainsi que les enregistrements électrophysiologiques simultanées d&#39;astrocytes et les neurones dans<em&gt; Stratum radiatum</em&gt; Lors de la stimulation des collatérales de Schaffer est décrite. L&#39;isolement pharmacologique de potassium astrogliale et courants du transporteur du glutamate est démontrée.

Deux enregistrements électrophysiologiques des synapses-réponses évoquées astrogliales et neuronales aiguës dans des coupes d&#39;hippocampe

Les astrocytes forment, avec les neurones, des synapses triparties, au sein desquelles ils intègrent et modulent l'activité neuronale. En effet, les astrocytes perçoivent les entrées neuronales...

Classiquement, la communication entre les éléments pré- et post-synaptiques implique un potentiel d'action arrivant au terminal présynaptique, qui déclenche, par une augmentation du calcium, la libération de glutamate activant les récepteurs postsynaptiques. Cependant, l'observation selon laquelle les astrocytes entourent étroitement les synapses et expriment des récepteurs de neurotransmetteurs a modifié cette vision, conduisant au concept de la synapse tripartite. La transmission glutamatergique en cours va donc également activer l'astrocyte et déclencher une augmentation du calcium intracellulaire.La libération des transmetteurs gliaux, qui peuvent ensuite se lier à des récepteurs extra-synaptiques ou synaptiques, module les activités pré- et post-synaptiques. De plus, les astrocytes expriment le principal système de captage du glutamate libéré au niveau synaptique. En outre, ils éliminent le potassium, qui est libéré lors de la génération du potentiel d'action et de l'activation postsynaptique subséquente, à partir des terminaisons pré- et postsynaptiques via leurs canaux potassiques.Ce potassium est ensuite transporté intracellulairement vers des sites où la concentration extracellulaire en potassium est plus faible, lieu où il est libéré ou diffuse via les jonctions communicantes vers les astrocytes adjacents. Ainsi, en contrôlant la concentration extracellulaire de substances neuroactives ainsi qu’en libérant des neurotransmetteurs, les astrocytes jouent un rôle important dans la définition de l’intensité de l’activité synaptique. Mon laboratoire étudie le rôle des interactions neurogliales dans la physiopathologie cérébrale.Nous avons donc largement utilisé et perfectionné cette technique afin de percer le rôle des astrocytes dans la transmission synaptique de moment en moment. En effet, cette technique est puissante car elle permet de surveiller en ligne et simultanément les réponses électrophysiologiques dynamiques des neurones. Et comme le montre aujourd'hui Osteocytes Evap clinic, Ash et Jeremy Siebel, membres du laboratoire, vous montreront comment réaliser cette technique et vous expliqueront comment elle nous aide, nous, le cing, à comprendre le dialogue intime entre neurones et astrocytes.J'ai étudié l'impact des réseaux d'astrocytes sur les neurones, la transmission synaptique et la plasticité en réalisant des enregistrements doubles de l'activité neuronale et de l'occurrence du transport du potassium et du glutamate par les astrocytes, et j'ai découvert que le couplage en réseau des astrocytes facilite l'élimination extracellulaire du potassium et du glutamate durant l'activité neuronale. J'ai examiné les propriétés et la plasticité des astrocytes en lien avec la neurophysiologie. Lors de l'enregistrement de l'activité évoquée des astrocytes et des neurones, j'ai pu identifier que la réponse des astrocytes à l'activation neuronale se produit principalement par l'intermédiaire des courants de potassium.Ces courants possèdent leur propre plasticité électrophysiologique, qui ne régule pas l'excitabilité et la plasticité neuronales. En d'autres termes, le compte à rebours des astrocytes, celui qui est très excité. Neuros. Nous présenterons ici une méthode importante permettant d'étudier simultanément l'activité urinaire et astrogliale dans des tranches hippocampiques aiguës, en réalisant des enregistrements doubles des courants membranaires astrocytaires et des potentiels de réponse urinaires induits par la stimulation des fibres présynaptiques.En outre, nous effectuerons des enregistrements appariés de neurones individuels et d'astrocytes adjacents afin d'étudier les réponses gly des ASTO lors de l'activité neuronale. Nous avons choisi l'hippocampe car cette région présente une compartimentalisation anatomique et fonctionnelle marquée et est bien caractérisée en ce qui concerne les circuits neuronaux ainsi que l'activité et la plasticité synaptiques. Commencez les expériences en préparant des tranches cérébrales hippocampiques ; pour cela, préparez d'abord de la glace appelée oxygénée.Fluide céphalo-rachidien artificiel, anesthésiez profondément vos souris et découpez rapidement la tête, puis transférez-la dans du FCR. Ouvrez le crâne à l’aide de trois incisions afin de séparer les deux hémisphères. Enfin, transférez-les dans du FCR oxygéné.Laissez-le tresser uniformément pendant environ cinq minutes. Commencez maintenant par un hémisphère. La dissection de l'hippocampe commence par l'ablation du mésencéphale.La dissection détaillée de l'hippocampe est maintenant illustrée sur cette figure. Placez d'abord l'hémisphère séparé sur son site cortical afin d'accéder au mésencéphale. À l'aide de deux cuillères, retirez le mésencéphale.Maintenant, l'hippocampe sera visible, comme indiqué par les lignes en pointillés. Dissez l'hippocampe à l’aide d’une cuillère en partant du fia, qui apparaît comme une structure large. Insérez une cuillère sous l'hippocampe et, à l’aide d’une deuxième cuillère, détachez le cortex adjacent à l'hippocampe.Transférez l'hippocampe dans une petite boîte de culture contenant du A CSF oxygéné et procédez avec l'hémisphère suivant. Placez les deux hippo sur un petit bloc AGA avec le côté alveo vers le haut. Aspirez maintenant le DS A CSF. Collez l'hippo sur votre dispositif de chambre de coupe.Transférez l'hippocampe dans la chambre de découpe et réalisez des tranches de 300 ou 400 micromètres. Ramassez les tranches dans une chambre de stockage oxygénée et laissez-les reposer au moins une heure avant l'enregistrement, à température ambiante, afin d'effectuer des enregistrements globaux sur des astrocytes uniques. Placez votre tranche d'hippocampe sur un coverslip recouvert de polylysine.Éliminer l'excès de LCR A pour permettre l'attachement de la tranche d'hippocampe sur le coverslip recouvert de poly et réajouter ensuite du LCR A par-dessus la tranche. Transférer la tranche dans la chambre d'enregistrement, qui est constamment perfusée avec du LCR A oxygéné à une vitesse de perfusion d'un à deux millilitres par minute. Pour identifier les astrocytes, des souris exprimant EGFP sous le promoteur spécifique des astroglies GFAP peuvent être utilisées pour des enregistrements en patch-clamp.Remplissez une pipette en verre ayant une résistance de quatre à six mégohms avec une solution intracellulaire froide filtrée en utilisant une solution intracellulaire contenant du rodda dron ; vous pouvez ainsi visualiser en rouge l'astrocyte soumis à l’enregistrement en patch, et en vert les astrocytes environnants. Vous observez les astrocytes voisins exprimant EGFP. Sous le promoteur GFAP, les astrocytes peuvent être identifiés par la petite taille de leur corps cellulaire, d’environ 10 micromètres, ainsi que par la ramification de leurs principaux prolongements, comportant généralement trois à quatre branches.Une seringue reliée par un tube au pipet permet d'appliquer une pression positive tout en descendant dans le tissu. Dans la fenêtre de commande, déclenchez une impulsion test de 10 millivolts et réajustez le courant de maintien. Ensuite, déplacez le pipet à l’aide du micromanipulateur dans le tissu afin de vous approcher de la cellule. Lorsque nous atteignons la surface cellulaire, nous avançons davantage jusqu’à observer un affaissement, visible sous forme d’une déviation de la lumière, indiquant que nous déformons légèrement la surface de la cellule.En raison de l'application d'une pression positive, la membrane de la cellule astrocytaire va maintenant s'obturer étroitement contre l'ouverture de la pipette en verre, ce qui peut être observé par une augmentation de la résistance lorsque le scellement gigaohm est atteint. Effectuez la compensation de la capacité et passez en configuration de perforation par l'application douce d'une pression négative, tout en surveillant les parties du test dans la fenêtre de commande. La rupture dans la cellule sera visible par le passage d'un courant à travers la membrane.L'application d'une série d'escaliers de tension hyperpolarisants et dépolarisants permet la caractérisation des propriétés de la membrane cellulaire que présentent normalement les astrocytes. L'injection de courant en mode courant imposé ne provoque pas de potentiel d'action, ce qui constitue une confirmation supplémentaire que vous avez bien enregistré un astrocyte. L'ajout d'un traceur tel que le soufre ou la domine B à votre pipette de patch permet la visualisation de l'astrocyte enregistré.En outre, la diffusion passive du traceur pendant 20 minutes en mode de blocage de courant permet de visualiser les astrocytes voisins interconnectés par des jonctions communicantes afin d'effectuer des enregistrements doubles de la transmission excitatrice neuronale et des courants astrocytaires subséquemment induits. Nous bloquons d'abord la transmission inhibitrice à l'aide de précunitoïne afin d'éviter l'hypersensibilité, qui survient en l'absence de transmission GABAergique. Nous sectionnons les connexions médiées par les collatérales écharpées entre CS trois et C un à l'aide d'un petit bistouri à iridectomie.Nous positionnons ensuite une électrode de stimulation du champ CSF, une électrode d'enregistrement du champ et l'électrode de patch-clamp astrocytaire. Dans la tranche d'hippocampe, nous choisissons un astrocyte et plaçons l'électrode de champ à 5, 200 micromètres de celui-ci afin de garantir que l'astrocyte intègre bien l'activité enregistrée ; la stimulation des collatérales de Schaffer par l'électrode de champ induira un potentiel de champ excitateur. Ce potentiel de champ est composé de la réponse des fibres, reflétant le nombre d'axones stimulés, et de la dépolarisation postsynaptique ultérieure, permettant d'effectuer des enregistrements doubles des potentiels d'entrée neuronaux et des réponses en courant en mode cellule entière des astroglies.Commencez par positionner votre électrode d’enregistrement extracellulaire à environ 50 micromètres d’un astrocyte choisi. Ensuite, déplacez votre électrode de patch vers le soma astrocytaire et réalisez un enregistrement en mode « patch clamp » ; la cellule sélectionnée est confirmée comme étant un astrocyte par ses propriétés passives de membrane. En stimulant maintenant les Shaer Cs, nous pouvons enregistrer simultanément l’activité neuronale et un courant astrocytaire subséquent, qui se manifeste par une réponse durable pouvant atteindre 50 picomètres, en raison de la connectivité de leur réseau et du fait qu’un astrocyte unique est en contact avec les synapses de jusqu’à 100 neurones.Ces cellules intègrent l'activité d'un grand nombre de synapses activées simultanément afin d'effectuer des enregistrements simultanés en configuration tout-enregistrement de neurones individuels et d'astrocytes adjacents à l'aide de deux électrodes de patch qui descendent dans la zone du stratum du tissu hippocampique. Identifier dans la région C un neurone d'intérêt, puis, à la même profondeur, à environ 20 à 60 micromètres de distance, un astrocyte ; positionner ensuite les deux pipettes à environ 10 micromètres au-dessus de chaque cellule tout en appliquant une pression positive. La pipette d'enregistrement astrocytaire doit être positionnée aussi près que possible de l'astrocyte ciblé afin d'éviter tout mouvement mécanique supplémentaire.Tout d'abord, obtenez le scellement gga sur le neurone. Passez ensuite au patchage de l'astrocyte, qui scelle généralement plus lentement que les neurones. Pour résumer les étapes importantes à effectuer lors des enregistrements doubles en mode whole-cell, abaissez d'abord les deux pipettes d'enregistrement dans la tranche.Approchez le soma de l'astrocyte, puis effectuez le scellement gga sur le neurone et terminez en réalisant le scellement gga sur l'astrocyte. Les neurones présentent généralement une résistance membranaire beaucoup plus élevée que les astrocytes, atteignant pour les neurones pyramidaux environ 200 à 500 mégaohms. Ayant les deux cellules maintenant en mode de blocage de tension T et en hyperpolarisation, la membrane active des courants sodiques transitoires dans le neurone et des réponses passives au potassium dans l'astrocyte. Nous montrons ici que l'induction de potentiels postsynaptiques excitateurs rapides par stimulation des collatérales shaa provoque une réponse en courant ultérieure prolongée.Dans l'astrocyte adjacent, l'inhibition des récepteurs ionotropes du glutamate par l'acide rémic révèle que la majeure partie du courant astro-glycique est due à une activation postsynaptique excitatrice. La réponse restante à la B AIC comprend l'occurrence rapide et transitoire du transport du glutamate, sensible au TBOA, et un faible courant de longue durée, probablement dû à la libération présynaptique de potassium pendant l'potentiel d'action. Le courant ascitique surveille de manière très fiable l'activité postsynaptique, puisque les deux augmentent linéairement avec l'augmentation de l'activité présynaptique.De plus, les courants astrocytaires présentent, à l'instar des réponses neuronales, une facilitation à la stimulation double. Une stimulation modérée unique des collatéraux partagés induit un courant astrocytaire évoqué synaptiquement relativement important par rapport à la faible dépolarisation évoquée enregistrée dans la même cellule en mode de blocage de courant. Ceci est dû à la faible résistance membranaire des astrocytes.L'enregistrement des dynamiques du potentiel membranaire gly TTO induites synaptiquement constitue une mesure directe des concentrations extracellulaires locales de potassium. En réalisant des enregistrements appariés d'un neurone et d'un astrocyte adjacent, nous n'avons observé aucune réponse en courant dans l'astrocyte pendant que le neurone déchargeait des potentiels d'action, ce qui indique qu'ils n'étaient pas couplés électriquement. Les potentiels postsynaptiques excitateurs induits dans la région CS trois déclenchent également des réponses en courant dans les astrocytes. De plus, une stimulation her a fortement potentialisé la réponse neuronale dans la région CS trois, mais n'a augmenté que modérément le courant astrocytaire.Après avoir visionné cette vidéo, nous devrions avoir une meilleure compréhension de la manière de mettre en place et de réaliser des enregistrements électrophysiologiques doubles de neurones et de cytes. En utilisant cette technique, vous pouvez étudier en temps réel la signalisation dynamique entre neurones et astrocytes pour la réponse électrophysiologique qui vous intéresse. En particulier, vous pouvez examiner si de nouvelles interactions GL impliquant les fonctions et les modulations des canaux ioniques contribuent à définir des situations physiologiques ou pathologiques.Merci d'avoir regardé et bonne chance avec votre expérience.

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Nous fournissons un protocole détaillé pour l'induction de la potentialisation à long terme dans la région CA1 de l'hippocampe et l'isolement subséquent de fractions enrichies à partir de la zone nucléaire tétanisée de la tranche. Cette approche peut être utilisée pour déterminer l'activité dépend énormément des importations de protéines nucléaires dans des modèles cellulaires de l'apprentissage et de la mémoire.

Isolement de CA1 nucléaires enrichies fractions de coupes d&#39;hippocampe pour étudier l&#39;activité dépendante nucléaire importation de Synapto nucléaires protéines Messenger

Nous décrivons ici une adaptation des protocoles utilisés pour induire la plasticité homéostatique dans les neurones de l'étude de la plasticité des G récepteurs couplés à la protéine astrocytaires. Récemment utilisé pour examiner les changements dans le groupe I mGluR astrocytes chez les souris jeunes, la méthode peut être appliquée pour mesurer l'échelle des différents RCPG astrocytaires, dans les tissus de souris adultes in situ et in vivo, et d'avoir une meilleure appréciation de la...

Induire la plasticité de Astrocytic récepteurs neuronaux par manipulation des taux de combustion

Les enregistrements de paires sont des enregistrements simultanés de cellules entières à partir de deux neurones synaptiquement connectés, permettant une caractérisation électrophysiologique et pharmacologique précise des synapses entre les neurones individuels. Nous décrivons ici la méthodologie détaillée et les exigences pour établir cette technique dans les cultures de coupes organotypiques d’hippocampe dans tout laboratoire équipé pour l’électrophysiologie.

Appariés enregistrements de cellules entières dans organotypiques coupes d&#39;hippocampe

Cet article vidéo décrit des procédures expérimentales pour étudier la plasticité à long terme et ses processus associatifs tels que le marquage synaptique, la capture et le marquage croisé dans les neurones pyramidaux CA1 à l’aide de coupes aiguës d’hippocampe de rongeurs.

Enquête de Synaptic étiquetage / capture et de la Croix-capture à l&#39;aide aiguë coupes d&#39;hippocampe des rongeurs

Ce protocole décrit la stabilisation du niveau d’oxygène dans un petit volume de tampon recyclé et aspects méthodologiques de la plasticité synaptique activité dépendante d’enregistrement dans des tranches d’hippocampe aiguës immergés.

Enregistrement de la plasticité synaptique dans des tranches d’hippocampe aiguës maintenues dans un petit volume recyclage - Perfusion- et système de chambre de Submersion-type

Nous avons utilisé des électrodes d'enregistrement et de stimulation dans des tranches de cerveau hippocampal longitudinales et des électrodes d'enregistrement et de stimulation positionnelles longitudinale dans l'hippocampe dorsal in vivo pour évoquer les potentiels postsynaptiques extracellulaires et démontrer plasticité synaptique à long terme le long de l'interlamellar longitudinal CA1.

Investigating Long-term Synaptic Plasticity in Interlamellar Hippocampus CA1 par Electrophysiological Field Recording

Le protocole présenté décrit le transport et la préparation du tissu hippocampal humain réséqué dans le but ultime d’utiliser des tranches vitales du cerveau comme outil d’évaluation préclinique pour les substances antiépileptiques potentielles.

Préparation de tranches d’hippocampe humaine aiguë pour les enregistrements électrophysiologiques

Ce protocole décrit la préparation des tranches horizontales de cortex hippocampal-entorhinal (HEC) des souris présentant l’activité spontanée d’ondulation d’onde forte. Les tranches sont incubées dans une chambre de rétention d’interface simplifiée et les enregistrements sont effectués dans des conditions submergées avec un fluide céphalo-rachidien artificiel à écoulement rapide pour favoriser l’oxygénation des tissus et l’émergence spontanée de l’activité au niveau du réseau.

Le cerveau aigu de souris tranche pour étudier l’activité spontanée de réseau hippocampal

Découvrez l'enregistrement électrophysiologique simultané des astrocytes et neurones dans des coupes d'hippocampe aiguës. Cette méthode révèle les interactions neurogliales et la modulation synaptique en temps réel.

Deux enregistrements électrophysiologiques des synapses-réponses évoquées astrogliales et neuronales aiguës dans des coupes dhippocampe (Vidéo) | JoVE Journal

Deux enregistrements électrophysiologiques des synapses-réponses évoquées astrogliales et neuronales aiguës dans des coupes d'hippocampe

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