Name: La migration des cellules dendritiques de surveillance utilisant limagerie par résonance 19F / 1H magnétique (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2013-03-20T13:00:00.000+00:00
Duration: 8 min 12 s
Description: Découvrez le suivi de la migration des cellules dendritiques par IRM au fluor 19F chez la souris. Cette méthode non invasive permet de visualiser le mouvement cellulaire vers les ganglions lymphatiques drainants en immunologie.

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Cette étude a été financée par la Deutsche Forschungsgemeinschaft à SW (DFG WA 2804) et une bourse universitaire pour SW à partir du Centre de recherche expérimentale et clinique, une coopération du Centre Max Delbrück de médecine moléculaire et de la faculté de médecine Charité à Berlin. Les bailleurs de fonds n&#39;ont joué aucun rôle dans la conception de l&#39;étude, la collecte de données et d&#39;analyse, la décision de publier ou de la préparation du manuscrit. Nous remercions M. Robert Westphal pour le support technique lors de son stage dans notre laboratoire.

<ol><li>Yeh, T. C., Zhang, W., Ildstad, S. T., Ho, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((In+vivo+dynamic+MRI+tracking+of+rat+T-cells+labeled+with+superparamagnetic+iron-oxide+particles%5BTitle%5D)+AND+%22Magn.+Reson.+Med%22%5BJournal%5D)">In vivo dynamic MRI tracking of rat T-cells labeled with superparamagnetic iron-oxide particles.</a> Magn. Reson. Med. 33 (2), 200-208 (1995).</li>
<li>Weissleder, R., Cheng, H. C., Bogdanova, A., Bogdanov, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Magnetically+labeled+cells+can+be+detected+by+MR+imaging%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Magn.+Reson.+Imaging%22%5BJournal%5D)">Magnetically labeled cells can be detected by MR imaging.</a> J. Magn. Reson. Imaging. 7 (1), 258-263 (1997).</li>
<li>Franklin, R. J., Blaschuk, K. L., Bearchell, M. C., Prestoz, L. L., Setzu, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Magnetic+resonance+imaging+of+transplanted+oligodendrocyte+precursors+in+the+rat+brain%5BTitle%5D)+AND+%22NeuroReport%22%5BJournal%5D)">Magnetic resonance imaging of transplanted oligodendrocyte precursors in the rat brain.</a> NeuroReport. 10 (18), 3961-3965 (1999).</li>
<li>de Vries, I. J., Lesterhuis, W. J., Barentsz, J. O., Verdijk, P., van Krieken, J. H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Magnetic+resonance+tracking+of+dendritic+cells+in+melanoma+patients+for+monitoring+of+cellular+therapy%5BTitle%5D)+AND+%22Nat.+Biotechnol%22%5BJournal%5D)">Magnetic resonance tracking of dendritic cells in melanoma patients for monitoring of cellular therapy.</a> Nat. Biotechnol. 23 (11), 1407-1413 (2005).</li>
<li>Liu, W., Frank, J. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Detection+and+quantification+of+magnetically+labeled+cells+by+cellular+MRI%5BTitle%5D)+AND+%22Eur.+J.+Radiol%22%5BJournal%5D)">Detection and quantification of magnetically labeled cells by cellular MRI.</a> Eur. J. Radiol. 70 (2), 258-264 (2009).</li>
<li>Ahrens, E. T., Flores, R., Xu, H., Morel, P. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((In+vivo+imaging+platform+for+tracking+immunotherapeutic+cells%5BTitle%5D)+AND+%22Nat.+Biotechnol%22%5BJournal%5D)">In vivo imaging platform for tracking immunotherapeutic cells.</a> Nat. Biotechnol. 23 (8), 983-987 (2005).</li>
<li>Holland, G. N., Bottomley, P. A., Hinshaw, W. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((F-19+Magnetic-Resonance+Imaging%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Magnetic+Resonance%22%5BJournal%5D)">F-19 Magnetic-Resonance Imaging.</a> Journal of Magnetic Resonance. 28 (1), 133-136 (1977).</li>
<li>Partlow, K. C., Chen, J., Brant, J. A., Neubauer, A. M., Meyerrose, T. E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((19F+magnetic+resonance+imaging+for+stem%2Fprogenitor+cell+tracking+with+multiple+unique+perfluorocarbon+nanobeacons%5BTitle%5D)+AND+%22FASEB+J%22%5BJournal%5D)">19F magnetic resonance imaging for stem/progenitor cell tracking with multiple unique perfluorocarbon nanobeacons.</a> FASEB J. 21 (8), 1647-1654 (2007).</li>
<li>Ruiz-Cabello, J., Walczak, P., Kedziorek, D. A., Chacko, V. P., Schmieder, A. H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((In+vivo+%22hot+spot%22+MR+imaging+of+neural+stem+cells+using+fluorinated+nanoparticles%5BTitle%5D)+AND+%22Magn.+Reson.+Med%22%5BJournal%5D)">In vivo "hot spot" MR imaging of neural stem cells using fluorinated nanoparticles.</a> Magn. Reson. Med. 60 (6), 1506-1511 (2008).</li>
<li>Srinivas, M., Morel, P. A., Ernst, L. A., Laidlaw, D. H., Ahrens, E. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Fluorine-19+MRI+for+visualization+and+quantification+of+cell+migration+in+a+diabetes+model%5BTitle%5D)+AND+%22Magn.+Reson.+Med%22%5BJournal%5D)">Fluorine-19 MRI for visualization and quantification of cell migration in a diabetes model.</a> Magn. Reson. Med. 58 (4), 725-734 (2007).</li>
<li>Waiczies, H., Lepore, S., Janitzek, N., Hagen, U., Seifert, F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Perfluorocarbon+particle+size+influences+magnetic+resonance+signal+and+immunological+properties+of+dendritic+cells%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+ONE%22%5BJournal%5D)">Perfluorocarbon particle size influences magnetic resonance signal and immunological properties of dendritic cells.</a> PLoS ONE. 6 (7), e21981(2011).</li>
<li>Matheu, M. P., Sen, D., Cahalan, M. D., Parker, I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Generation+of+Bone+Marrow+Derived+Murine+Dendritic+Cells+for+Use+in+2-photon+Imaging%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Vis.+Exp%22%5BJournal%5D)">Generation of Bone Marrow Derived Murine Dendritic Cells for Use in 2-photon Imaging.</a> J. Vis. Exp. (17), e773(2008).</li>
<li>Inaba, K., Inaba, M., Romani, N., Aya, H., Deguchi, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Generation+of+large+numbers+of+dendritic+cells+from+mouse+bone+marrow+cultures+supplemented+with+granulocyte%2Fmacrophage+colony-stimulating+factor%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Experimental+Medicine%22%5BJournal%5D)">Generation of large numbers of dendritic cells from mouse bone marrow cultures supplemented with granulocyte/macrophage colony-stimulating factor.</a> Journal of Experimental Medicine. 176 (6), 1693-1702 (1992).</li>
<li>Lanzavecchia, A., Sallusto, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Ralph+M.+Steinman.+1943-2011%5BTitle%5D)+AND+%22Cell%22%5BJournal%5D)">Ralph M. Steinman. 1943-2011.</a> Cell. 147 (6), 1216-1217 (1943).</li>
<li>Srinivas, M., Turner, M. S., Janjic, J. M., Morel, P. A., Laidlaw, D. H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((In+vivo+cytometry+of+antigen-specific+t+cells+using+19F%5BTitle%5D)+AND+%22MRI.+Magn.+Reson.+Med%22%5BJournal%5D)">In vivo cytometry of antigen-specific t cells using 19F.</a> MRI. Magn. Reson. Med. 62 (3), 747-753 (2009).</li>
<li>Srinivas, M., Heerschap, A., Ahrens, E. T., Figdor, C. G., de Vries, I. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((%2819%29F+MRI+for+quantitative+in+vivo+cell+tracking%5BTitle%5D)+AND+%22Trends+Biotechnol%22%5BJournal%5D)">(19)F MRI for quantitative in vivo cell tracking.</a> Trends Biotechnol. 28 (7), 363-370 (2010).</li>
<li>Lammermann, T., Bader, B. L., Monkley, S. J., Worbs, T., Wedlich-Soldner, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Rapid+leukocyte+migration+by+integrin-independent+flowing+and+squeezing%5BTitle%5D)+AND+%22Nature%22%5BJournal%5D)">Rapid leukocyte migration by integrin-independent flowing and squeezing.</a> Nature. 453 (7191), 51-55 (2008).</li>
<li>Liu, M. S., Long, D. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Perfluoroctylbromide+as+a+diagnostic+contrast+medium+in+gastroenterography%5BTitle%5D)+AND+%22Radiology%22%5BJournal%5D)">Perfluoroctylbromide as a diagnostic contrast medium in gastroenterography.</a> Radiology. 122 (1), 71-76 (1977).</li>
<li>Kwiatkowska, K., Sobota, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Signaling+pathways+in+phagocytosis%5BTitle%5D)+AND+%22Bioessays%22%5BJournal%5D)">Signaling pathways in phagocytosis.</a> Bioessays. 21 (5), 422-431 (1999).</li>
<li>Mitragotri, S., Lahann, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Physical+approaches+to+biomaterial+design%5BTitle%5D)+AND+%22Nat.+Mater%22%5BJournal%5D)">Physical approaches to biomaterial design.</a> Nat. Mater. 8 (1), 15-23 (2009).</li>
<li>Hoult, D. I., Richards, R. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+signal-to-noise+ratio+of+the+nuclear+magnetic+resonance+experiment%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Magn.+Reson%22%5BJournal%5D)">The signal-to-noise ratio of the nuclear magnetic resonance experiment.</a> J. Magn. Reson. 24 (1), 71-85 (1976).</li>
<li>Kovacs, H., Moskau, D., Spraul, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cryogenically+cooled+probes+-+a+leap+in+NMR+technology%5BTitle%5D)+AND+%22Prog.+Nucl.+Magn.+Reson.+Spectrosc%22%5BJournal%5D)">Cryogenically cooled probes - a leap in NMR technology.</a> Prog. Nucl. Magn. Reson. Spectrosc. 46 (2-3), 131-155 (2005).</li>
<li>Waiczies, H., Millward, J. M., Lepore, S., Infante-Duarte, C., Pohlmann, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Identification+of+Cellular+Infiltrates+during+Early+Stages+of+Brain+Inflammation+with+Magnetic+Resonance+Microscopy%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+ONE%22%5BJournal%5D)">Identification of Cellular Infiltrates during Early Stages of Brain Inflammation with Magnetic Resonance Microscopy.</a> PLoS ONE. 7 (3), e32796(2012).</li>
<li>Haacke, E. M. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aHaacke%2C+EM+%22Magnetic+resonance+imaging+physical+principles+and+sequence+design%22">Magnetic resonance imaging physical principles and sequence design</a>. , John Wiley & Sons. (1999).</li>
</ol>

Les auteurs déclarent n&#39;avoir aucun conflit d&#39;intérêts financiers.

Cette méthode d&#39;employer 19 F / 1 H IRM pour suivre le mouvement de DC dans le ganglion lymphatique donne l&#39;occasion d&#39;étudier les schémas de migration des cellules immunitaires in vivo. Les cellules dendritiques sont d&#39;excellents exemples de la migration rapide des cellules immunitaires qui sont capables de manœuvrer à travers des structures tridimensionnelles sans bien adhérentes à des substrats spécifiques 17. Bien que la faible résolution spatiale (échelle du...

Le suivi des cellules in vivo est un aspect crucial dans plusieurs domaines de la biomédecine. Pour cela, les techniques d’imagerie non invasives qui peuvent localiser sélectivement les cellules sur une période de temps sont extrêmement précieuses. Avant le développement de l’imagerie par résonance magnétique (IRM) tridimensionnelle, le suivi de la migration des cellules immunitaires se limitait à des analyses microscopiques ou à des biopsies tissulaires. Le suivi cellulaire à l’aide de l’IRM a suscité une immense attention au cours des dernières années, non seulement pour les immunologistes qui étudient le comportement des cellules immunitaires in vivo, mais aussi pour les chercheurs cliniques et les chercheurs sur les cellules souches. Au milieu des années 90, les premières études sur les nanoparticules d’oxyde de fer 1 ont déclenché une cascade de développements pour le suivi des cellules par IRM. Les particules d’oxyde de fer raccourcissent le temps de relaxation IRM (T2*) des cellules marquées et provoquent ainsi l’épuisement du signal dans les images IRM. Les particules d’oxyde de fer ont été utilisées pour marquer les macrophages 2, les progéniteurs d’oligodendrocytes 3 et de nombreux autres types de cellules. Certaines de ces particules ont également été cliniquement approuvées par la FDA pour l’étiquetage des vaccins cellulaires chez les patients atteints de mélanome 4. Étant donné que le marquage in vivo ou ex vivo des cellules avec des particules d’oxyde de fer repose sur un raccourcissement du signal T2* et que ce dernier pourrait également être provoqué par des effets T2* liés à la susceptibilité in vivo tels que des micro-saignements, des dépôts de fer ou des bulles d’air, il pourrait être difficile d’identifier les cellules marquées in vivo à partir d’autres extinctions du signal T2* de fond 5.
Dans cet article, nous décrivons une technique de suivi des cellules dendritiques (DC) in vivo en utilisant l’imagerie par résonance magnétique (IRM) 19F/1H. Cette technologie de suivi cellulaire n’a été introduite qu’en 2005 6, plusieurs années après que les premières applications reconnues du 19F en IRM aient été signalées 7. Un avantage important du 19F par rapport au marquage cellulaire des particules d’oxyde de fer est la faible occurrence biologique du 19F dans les tissus ; Cela permet de suivre les cellules de manière très sélective avec des images pratiquement sans arrière-plan. De plus, il est possible de superposer le signal IRM 19F des cellules marquées transplantées avec des images anatomiques obtenues à partir d’IRM 1H conventionnelles. 19L’IRM F/1H est donc considérablement pertinente pour les études portant sur la migration cellulaire in vivo. Les cellules étudiées avec cette méthode sont marquées avec 19particules riches en F. Les perfluorocarbures (PFC) d’origine synthétique, constitués principalement d’atomes de carbone et de fluor, sont couramment utilisés pour préparer les particules. Ces composés sont insolubles dans l’eau et doivent être émulsionnés avant d’être appliqués in vitro ou in vivo. La taille habituelle des particules PFC qui ont été utilisées par d’autres groupes pour les expériences de suivi in vivo 19F-MRI varie entre 100 nm et 245 nm 6,8-10. Nous avons cependant montré que l’efficacité du marquage des cellules dendritiques avec des particules de perfluoro-15-couronne-5-éther (PFCE) augmente avec l’augmentation de la taille des particules (>560 nm). 11

<table border="1"><tbody><tr><td></td><td></td><td></td><td> REACTIFS </td></tr><tr><td> Souris C57BL / 6 </td><td> Charles River, Berlin </td><td></td><td></td></tr><tr><td> RPMI </td><td> Gibco </td><td> 21875-091 </td><td></td></tr><tr><td> FBS supérieure </td><td> Biochrom AG </td><td> S 0615 </td><td></td></tr><tr><td> HEPES </td><td> Gibco Invitrogen- </td><td> 15630-056 </td><td></td></tr><tr><td> Pénicilline-streptomycine </td><td> Gibco </td><td> 15140-122 </td><td></td></tr><tr><td> L-glutamine </td><td> Gibco </td><td> 25030-024 </td><td></td></tr><tr><td> PBS Dulbecco </td><td> Sigma Aldrich </td><td> D8662 </td><td></td></tr><tr><td> PFA </td><td> Santa Cruz </td><td> sc-281692 </td><td></td></tr><tr><td> Perfluoro-15-couronne-5-éther </td><td> ChemPur </td><td> 391 -1996 </td><td></td></tr><tr><td> Pluronic F-68 </td><td> Sigma Aldrich </td><td> P5556 </td><td></td></tr><tr><td> Des boîtes de Pétri (35 x 10 mm) </td><td> VWR, Allemagne </td><td> 391-1996 </td><td></td></tr><tr><td> 27 ½ seringues G </td><td> VWR, Allemagne </td><td> 612-0151 </td><td></td></tr><tr><td> Tamis en nylon de cellules um (100 mesh) </td><td> VWR, Allemagne </td><td> 734-0004 </td><td></td></tr><tr><td> RMN tubes </td><td> VWR, Allemagne </td><td> 634-0461 </td><td></td></tr><tr><td></td><td></td><td></td><td> ÉQUIPEMENT </td></tr><tr><td> Outils de dissection </td><td> FST </td><td></td><td></td></tr><tr><td> Incubateur à CO 2 </td><td> Liant </td><td></td><td></td></tr><tr><td> Petit animal MR système </td><td> Bruker BioSpin </td><td></td><td> 9.4T BioSpec 94/20 USR,Acquisition ParaVision et de logiciels de traitement </td></tr><tr><td> 1 H / 19 F à double bobine RF accordable de volume </td><td> Rapid Biomed, Würzburg, Allemagne </td><td></td><td> 35 mm de diamètre intérieur, 50 mm de longueur </td></tr><tr><td> 19 bobine spectroscopie F </td><td> interne </td><td></td><td> air / match bobine en boucle, 4 tours, diamètre intérieur 5 mm, 10 mm de long, deux condensateurs pour le réglage et l&#39;appariement </td></tr><tr><td> Système d&#39;inhalation d&#39;isoflurane </td><td> Föhr Medical Instruments GmbH </td><td></td><td></td></tr><tr><td> Modèle du système de surveillance des animaux 1025 </td><td> SA Instruments Inc, New York, USA </td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

la migration des cellules dendritiques de surveillance utilisant l&#39;imagerie par résonance 19f / 1h magnétique

Monitoring Dendritic Cell Migration using 19F / 1H Magnetic Resonance Imaging

Progrès continus en matière modalités d&#39;imagerie non invasives comme l&#39;imagerie par résonance magnétique (IRM) ont grandement amélioré notre capacité à étudier les processus physiologiques ou pathologiques dans les organismes vivants. IRM s&#39;avère également être un outil précieux pour la capture des cellules transplantées in vivo. Les premières stratégies de marquage cellulaire pour utilisation d&#39;agents de contraste IRM qui influencent les temps de relaxation MR (T1, T2, T2 *) et conduire à une amélioration (T1) ou l&#39;épuisement (T2 *) du signal où les cellules marquées sont présentes. T2 agents d&#39;amélioration * tels que les agents ultrapetites d&#39;oxyde de fer (USPIO) ont été utilisés pour étudier la migration cellulaire et certains ont également été approuvé par la FDA pour une application clinique. Un inconvénient de T2 * agents est la difficulté de distinguer l&#39;extinction du signal créé par les cellules marquées d&#39;autres artefacts tels que des caillots de sang, des saignements ou des micro-bulles d&#39;air. Dans cet article, nous décrivons une nouvelle technique pour le suivi in vivo des cellules quisont basées sur le marquage des cellules avec du fluor (19 F)-particules riches. Ces particules sont préparées par émulsification d&#39;hydrocarbures perfluorés (PFC) et de composés ensuite utilisé pour marquer les cellules, qui peuvent ensuite être visualisées par 19 F IRM. Les avantages importants de PFC pour le suivi des cellules in vivo comprennent (i) l&#39;absence de carbone lié à 19 F in vivo, ce qui donne alors des images sans fond et complète de cellules selectivityand (ii) la possibilité de quantifier le signal de la cellule de 19 F spectroscopie MR .

Dix-huit à vingt et un heures suivant l&#39;application intradermique, 19 F-étiquetés cellules dendritiques (DC) migrent dans le ganglion lymphatique poplité drainant. Le mouvement des DC via les canaux lymphatiques dans le ganglion drainant politeal peut être apprécié par superposition des images 1 H anatomiques avec les 19 images DC F (figure 2A). Nous avons déjà fait état ​​de la migration de ces cellules in vivo, ainsi que l&#39;impact de la 19 F-...

Suivi des cellules en utilisant l&#39;IRM a attiré l&#39;attention remarquable dans les dernières années. Ce protocole décrit le marquage des cellules dendritiques avec le fluor (<sup&gt; 19</sup&gt; Particules F)-riches, l&#39;application in vivo de ces cellules, et la surveillance de l&#39;étendue de leur migration vers le ganglion drainant avec<sup&gt; 19</sup&gt; F /<sup&gt; 1</sup&gt; H IRM et<sup&gt; 19</sup&gt; F MRS.

La migration des cellules dendritiques de surveillance utilisant l&#39;imagerie par résonance 19F / 1H magnétique

Continuous  advancements in noninvasive imaging modalities such as magnetic resonance  imaging (MRI) have greatly improved our ability to study ...

L'objectif général de l'expérience suivante est de visualiser la migration de cellules dendritiques vers le ganglion lymphatique drainant à l'aide d'une imagerie par résonance magnétique fluorée non invasive, ou IRM, combinée à une imagerie par résonance magnétique conventionnelle à proton. Ceci est réalisé en préparant d'abord des cellules dendritiques dérivées de moelle osseuse murine, puis en marquant les cellules entièrement différenciées avec des particules riches en fluor. Lors d'une deuxième étape, les cellules marquées au fluor sont administrées par voie intracutanée dans les membres postérieurs d'une souris, assurant ainsi une transmigration efficace des cellules administrées.Ensuite, la région anatomique d'intérêt est imagée par résonance magnétique nucléaire au fluor et au proton afin de suivre la migration des cellules dendritiques depuis la peau jusqu'aux ganglions lymphatiques drainants. En fin de compte, la migration des cellules dendritiques depuis le site d'application vers le ganglion lymphatique drainant peut être visualisée par imagerie par résonance magnétique au fluor. Le principal avantage de cette méthode par rapport à d'autres techniques de traçage cellulaire, comme celles faisant appel à des nanoparticules d'oxyde de fer, réside dans le fait que le fluor lié au carbone est pratiquement absent de tous les organismes vivants.Cela permet d'obtenir des images entièrement exemptes de fond et une sélectivité cellulaire complète après l'administration de cellules marquées au fluor en conditions in vivo. Cette méthode peut aider à répondre à des questions dans le domaine de l'immunologie, comme par exemple quelle est l'influence de candidats moléculaires sur la migration des cellules dendritiques in vivo. La mise en œuvre de la méthode est démontrée par Yulia Kovski, technicienne, et Helma VIIs, scientifique confirmée de mon laboratoire, au jour 10 de la culture de cellules dendritiques à partir de moelle osseuse.Activer les cellules dendritiques avec du LPS pendant 24 heures. Marquer les cellules dendritiques avec des particules de perfluoro 15 crown cinq éther riches en fluor à une concentration de un millimolaire pendant cette période. Pour confirmer que les cellules dendritiques ont été correctement marquées, analyser les caractéristiques physico-chimiques des cellules par cytométrie en flux. Les cellules marquées au fluor sont représentées ici par des événements rouges sur le diagramme de dispersion avant et latéral, tandis que les cellules non marquées apparaissent en bleu.Placez ensuite une souris C57 noire six dans un support, puis chargez une seringue tuberculinique de 0,5 ml équipée d'une aiguille de calibre 26 et demi avec des cellules dendritiques marquées au fluorochrome, dans un volume de 50 à 100 microlitres. Insérez maintenant délicatement l'aiguille dans les couches supérieures de la peau de chacun des membres postérieurs de l'animal afin d'administrer les cellules. Après anesthésie de la souris, positionnez l'animal en décubitus ventral sur le lit pour souris du scanner IRM pour petits animaux.Après avoir fixé l'animal sur le support d'imagerie et raccordé les connexions au système de surveillance, déplacer le support au centre de la bobine RF proton-fluor pour confirmer le positionnement correct de l'animal et du scanner, puis pour planifier ultérieurement la géométrie des coupes d'image. Acquérir des images préliminaires selon trois orientations standard à l'aide de méthodes d'acquisition d'images rapides et à faible résolution dans le logiciel du scanner IRM.Régler la bobine RF à la fréquence de résonance du proton et à la fréquence de résonance du fluor. Utiliser le moniteur de réglage du scanner IRM pour animaux afin d'ajuster l'impédance caractéristique de la bobine à 50 ohms. Ensuite, configurer les paramètres nécessaires des systèmes automatiques, notamment le shiming pour affiner l'homogénéité du champ magnétique, des ajustements de fréquence du système pour régler la RF à la fréquence spécifique du LA du système IRM pour les protons et le gain de référence.Pour régler l'amplitude de l'impulsion RF, configurez un protocole turbo rare en 3D pour l'acquisition protonique, en utilisant un TR de 1500 millisecondes et un TE de 53 millisecondes, une matrice de 400 par 200 par 200 et un facteur rare de 16. Ajustez le champ de vision à l'aide des images pilotes. Lancez ensuite l'acquisition.Chargez une séquence FID à impulsion unique avec un TR d'au moins 1000 millisecondes, puis ouvrez l'analyse et réglez le noyau sur fluor dans la méthode d'édition de la boîte à outils. Désactivez le gain de référence automatique à l'aide de l'option go setup. Démarrez la mesure sans enregistrer les données afin d'afficher un signal IRM en temps réel.Réglez la fréquence de base afin de centrer le pic spectral du fluor à zéro hertz dans la fenêtre d'acquisition. Ensuite, sélectionnez, appliquez la fréquence de base puis arrêtez maintenant. Clonez le protocole turbo rare 3D à partir du scan proton précédent.Accédez à la méthode d'édition, puis désélectionnez le gain de référence automatique comme indiqué précédemment dans l'édition du balayage. Sélectionnez le noyau de fluor, puis modifiez la matrice à 1 28 par 64 par 64 et le facteur de rareté à au moins 40. Lorsque les balayages sont terminés, retirez le support de souris du scanner IRM et utilisez le menu Affichage pour superposer les images de fluor aux images de proton.Après avoir sacrifié la souris, retirer le ganglion lymphatique poplité d'intérêt et le placer dans un tube RMN de cinq millimètres contenant 100 microlitres de PFA à 2 %. Ensuite, insérer le tube à l'intérieur d'une bobine de spectroscopie de fluor et déplacer la bobine au centre ISO de l'aimant. Régler la bobine RF à la fréquence de résonance du fluor, puis, sur le moniteur de réglage du scanner IRM animal, adapter l'impédance caractéristique de la bobine à 50 ohms à l'aide de la boîte à outils de shimming.Réglez tous les paramètres de shim à zéro et cliquez sur appliquer. Ensuite, chargez une séquence FID à impulsion unique avec un TR d'au moins 1000 millisecondes. Ouvrez l'édition de scan et réglez le noyau sur fluor.Maintenant, à l'aide de la configuration automatique, démarrez la séquence, réglez la fréquence de base de manière à ce que le pic spectral du fluor soit au centre de la fenêtre d'acquisition à zéro hertz, puis appliquez la fréquence de base. Ensuite, réajustez l'atténuateur d'impulsion afin de maximiser le signal pour atteindre une excitation de 90 degrés. Lorsque le signal est maximal, appuyez sur arrêt.Enfin, dans la méthode d'édition, réglez les moyennes entre 64 et 256 selon le signal, puis utilisez le pipeline go. Démarrez l'acquisition 18 à 21 heures après l'application intracutanée. Les cellules dendritiques marquées au fluorin migrent vers le ganglion lymphatique poplité drainant.Le déplacement des cellules dendritiques à travers les canaux lymphatiques vers le ganglion lymphatique drainant peut être observé en superposant les images anatomiques protoniques aux cellules dendritiques fluorées. Sur les images, les cellules dendritiques apparaissent comme un signal fluoré en IRM en rouge, tandis que les ganglions lymphatiques et les canaux lymphatiques sont représentés sur l’image protonique anatomique en IRM en niveaux de gris. Afin de quantifier l’ampleur de la migration des cellules dendritiques vers les ganglions lymphatiques drainants, les ganglions sont extraits et une spectroscopie par résonance magnétique fluorée (RMF) est réalisée comme vient de l’être démontré ; le signal fluoré obtenu à partir de chaque ganglion lymphatique est comparé au signal fluoré provenant de différents nombres de cellules dendritiques marquées par des particules d’éther pentafluorocrown-15, comme illustré par cette courbe d’étalonnage, permettant ainsi de déduire le nombre de cellules dendritiques marquées au fluor qui atteignent le ganglion lymphatique drainant dans cette expérience représentative.On peut estimer que 7,5 × 10⁴ cellules dendritiques non chargées en antigène ont atteint le ganglion lymphatique gauche, tandis que 3,6 × 10⁵ cellules dendritiques chargées en antigène sont parvenues au ganglion lymphatique droit. Bien que cette méthode puisse fournir des informations sur les mécanismes moléculaires de la migration des cellules immunitaires en conditions normales, elle peut également être utilisée dans des modèles animaux, tels que ceux des maladies auto-immunes. En outre, les implications de cette technique s'étendent au domaine de la thérapie anticancéreuse.Toutes les cibles moléculaires identifiées peuvent être utilisées pour manipuler les cellules dendritiques dans le cadre d'un traitement tumoral.

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