Name: Limagerie tridimensionnelle de nociceptifs fibres nerveuses intra-épidermiques dans des biopsies de peau humaine (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2013-04-29T13:00:00.000+00:00
Duration: 11 min 22 s
Description: Découvrez l'imagerie tridimensionnelle des fibres nerveuses nociceptives intra-épidermiques dans des biopsies de peau humaine par immunohistochimie et microscopie confocale. Cette méthode permet d'étudier les changements morphologiques associés aux neuropathies douloureuses.

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Ce travail a été financé par les Instituts de subventions de la Santé nationale K08 NS061039-01A2, le Programme de recherche en neurologie et Discovery, et l&#39;Institut Alfred Taubman Medical Research de l&#39;Université du Michigan. Ce travail utilise la morphologie et l&#39;analyse des images de base de la recherche sur le diabète Michigan et centre de formation, financée par les National Institutes of Health subvention 5P90 DK-20572 de l&#39;Institut national du diabète et des maladies digestives et rénales. Les auteurs tiennent à remercier Robinson Singleton et Gordon Smith (Université de l&#39;Utah) pour leur généreux don d&#39;échantillons de peau humaine pour soutenir le développement initial de la technique d&#39;immunohistochimie de biomarqueurs nociceptive.

Partie A: immunohistochimie Préparation de la plaque de 96 puits et la prévention de fond coloration biopsies de peau sont recueillies auprès de sujets humains et incubé pendant 12-24 heures dans la solution de fixation (paraformaldéhyde à 2% avec une solution de L-lysine 0,75 M (pH 7,4) et 0,05 mM periodate de sodium) à 4 ° C comme précédemment décrit 8. Les échantillons sont ensuite cryoprotégés en phosphate salin (PBS) tamponné avec 20% de glycérol à 4 ° C pendant 1 semaine, ancrée dans les milieux de montage de la température de coupe optimale (OCT), puis découpé en 50 sections um d&#39;épaisseur sur un cryostat. Le protocole décrit ci-dessous est destiné à huit coupes de peau, le nombre maximal de coupes de peau possible de subir immunohistochimie flottant librement dans une plaque à 96 puits. JOUR 1: 1. Prévention des Immunoréactivité non spécifique dans le stratum corneum <ol><li> Étiquette plaque 96 ainsi que le montre la figure 1. </li&gt; <li> Ajouter 150 pi de Image-IT FX Signal (Image-IT), efficace pour bloquer la coloration de fond 11,12, dans chaque puits dans la rangée 1 de la plaque de 96 puits. </li><li> Ajouter 150 pi de PBS 1X dans chaque puits dans la rangée 2 et 3 de la plaque de 96 puits. </li><li> L&#39;acquisition de deux sections de 50 um par patient: une section de la biopsie prise à DL, une section de la biopsie prise à PT. Une anse (LeLoop) est utilisé pour transférer des sections d&#39;un rinçage à l&#39;autre pour éviter d&#39;endommager morphologique. Transférer délicatement chaque section de 50 um, en utilisant une anse, dans un puits individuel de rang 1, contenant l&#39;image-IT. Incuber les coupes dans l&#39;image-IT pendant 30 min à température ambiante sur un rocker plat. </li><li> Rincer sections deux fois avec du PBS 1X (lignes 2 et 3) pendant 10 min à température ambiante. Placer la plaque et sur un rocker plat entre rinçages. </li></ol> 2. Préparation de 5% de BSA Solution de blocage et 1% solution de rinçage <ol><li> Alors que des coupes de biopsies sont en incubation dans Image-IT, préparer 5% blocage solutiontion (5% de BSA, 0,3%-100 TX, 0,1 M solution PBS-BSA Vortex jusqu&#39;à dissolution complète). </li><li> Ajouter 150 pi de solution de blocage de BSA 5% dans chaque puits de la rangée 4. </li><li> En utilisant une anse, transférer sections dans des puits individuels d&#39;une solution de blocage de 5% de BSA. Incuber les coupes dans une solution de blocage de BSA 5% pendant 1-2 heures à la température ambiante sur une bascule plat. </li></ol> 3. Préparation de 1% de BSA solution de rinçage et la dilution des anticorps primaires <ol><li> Tandis que les sections sont en incubation dans une solution de blocage de 5% de BSA, préparer une solution de rinçage de 1% (1% de BSA, 0,3% TX-100, 0,1 M solution PBS-BSA Vortex jusqu&#39;à dissolution complète). </li><li> Tandis que les sections sont en incubation dans une solution de blocage de 5% de BSA, diluer anticorps primaires dans 1% solution de rinçage. <ol><li> Pendant huit sections (8 x 150 pi = 1,200 pi), un total de 1.200 pi est nécessaire. Les anticorps primaires sont constitués en 1500 pl (sur un volume supplémentaire de 20%). </li><li> Les dilutions des anticorps primaires: PGP, 1:500; Trk A,1:500 à 1% de BSA solution de rinçage. </li></ol></li></ol> 4. L&#39;incubation des biopsies sectionné Anticorps primaire <ol><li> Ajouter 150 ul d&#39;anticorps primaires dilués dans les puits désignés de la plaque de 96 puits (ligne 5). </li><li> Transfert sections de solution de blocage de 5% (Ligne 4) dans les puits d&#39;anticorps primaires désignées (ligne 5). </li><li> Sceller la plaque de 96 puits avec du parafilm et du papier d&#39;aluminium pour éviter le dessèchement et exposition à la lumière. </li><li> Incuber la plaque à 96 puits O / N à 4 ° C sur une bascule plat. </li></ol> JOUR 2: 5. Rincer biopsies dans 1% BSA solution de rinçage <ol><li> Ajouter 150 pi de solution de rinçage de BSA 1% dans chaque puits dans la rangée 6, 7 et 8. </li><li> Rincer sections trois fois avec une solution de rinçage de BSA à 1% (lignes 6, 7 et 8) pendant 1 heure à chaque fois à température ambiante. Couvrir la plaque et de papier d&#39;aluminium et placer sur rocker plat entre rinçages. </li></ol> 6. La dilution des anticorps secondaires &lt;ol&gt; <li> Tandis que les sections sont incubés dans le dernier rinçage de solution de rinçage de BSA à 1% (Ligne 8), diluer Anticorps secondaires dans la solution de rinçage BSA à 1%: <ol><li> Pendant huit sections (8 x 150 pi = 1,200 pi), un total de 1.200 pi est nécessaire. Les anticorps secondaires sont constitués en 1500 pl (sur un volume supplémentaire de 20%). </li><li> Des dilutions des anticorps secondaires: pour PGP (Alexa Fluor 488 âne anti-lapin, 1:250), pour Trk A (Alexa Fluor 647 âne anti-chèvre, 1:250) dans une solution de rinçage de la BSA 1%. </li></ol></li></ol> 7. L&#39;incubation des biopsies sectionné Anticorps secondaires <ol><li> Ajouter 150 ul d&#39;anticorps secondaires dilués dans leurs puits désignés de la plaque de 96 puits (Ligne 9). </li><li> Transfert sections de solution à 1% de BSA blocage (Ligne 8) en anticorps secondaire bien (Ligne 9). </li><li> Sceller la plaque de 96 puits avec du parafilm et du papier d&#39;aluminium pour éviter le dessèchement et exposition à la lumière. </li><li> Incuber les coupes dans l&#39;anticorps secondaire désigné O/ N à 4 ° C sur une bascule plate. </li></ol> 8. Rincer biopsies dans 1% BSA solution de rinçage <ol><li> Ajouter 150 pi de solution de rinçage de BSA 1% dans chaque puits dans la rangée 10, 11 et 12. </li><li> Rincer sections trois fois avec une solution de rinçage de BSA à 1% (lignes 10, 11, et 12) pendant 1 heure à chaque fois à température ambiante. Couvrir la plaque et de papier d&#39;aluminium et placer sur un rocker plat entre rinçages. </li></ol> 9. Préparation des lames de microscope et de montage biopsies sectionnés <ol><li> Alors que des coupes de biopsies sont en incubation dans la dernière eau de rinçage de la solution de rinçage BSA 1% (ligne 12), préparer des lames de microscope. </li><li> Placez 50 pi de 1% solution de rinçage BSA sur une diapositive à l&#39;autre. </li><li> Supprimer des sections de 1% de solution de rinçage BSA (Ligne 12), et le placer dans la chute de 50 pi de solution de rinçage de BSA 1% sur la lame du microscope désigné. Après l&#39;optimisation de la position de la section, enlever l&#39;excès de solution de rinçage de BSA 1% avec une pipette en verre bulbe, en prenant des précautionspour éviter de toucher l&#39;échantillon. </li></ol> NOTE: Assurez-vous que la section ne soit pas plié; l&#39;échantillon doit être à plat sur ​​la surface de la lame de microscope. <ol start="4"><li> Placer 1 goutte d&#39;or Prolongez antifade réactif montage avec DAPI près de la biopsie sur la lame du microscope. Jetez un microscope mm lamelle de verre 22x22 et placer délicatement sur une biopsie et une goutte de réactif Prolongez antifade or avec une chute DAPI. Répétez l&#39;opération pour chaque section. </li><li> Laissez lames de microscope sec O / N à température ambiante dans l&#39;obscurité. </li></ol> NOTE: Retirer les bulles d&#39;air à l&#39;aide d&#39;une pipette. Essuyez l&#39;excès de prolonger réactif antifade d&#39;or. Partie B: imagerie confocale 10. Imagerie confocale <ol><li> signaux de fluorescence de l&#39;image en utilisant un Olympus FluoView 500 microscope confocal à balayage laser avec une immersion dans l&#39;huile (1,3 NA) objectif et le zoom à deux reprises avec le logiciel version 5.0 de FluoView 40X. </li&gt; <li> Utilisation Alexa Fluor 488 et Alexa Fluor 647 pour exciter le 543-nm laser HeNe vert et le laser HeNe rouge 633 nm, respectivement. Le signal Alexa Fluor 488 est représentée par un aspect vert table de consultation (LUT) et l&#39;Alexa Fluor 647 par une LUT rouge. </li><li> Définissez les ouvertures confocale pour chaque détecteur à 400 um à améliorer les signaux. Balayages séquentiels devraient être prises à une résolution de 1024 x 1024 pour maximiser la séparation du signal. </li><li> Capturer trois dimensions Z-série en utilisant 1,2 um d&#39;intervalles z étape (basé sur l&#39;unité de numérisation optimale calculée par le logiciel FluoView) avec Kalman moyenne (deux cadres). </li></ol> Partie C: visualisation en trois dimensions et d&#39;animation 11. Trois dimensions (3D) Visualisation et animation <ol><li> Ouvrez des fichiers FluoView dans le logiciel Imaris x64 (version 7.3, Bitplane AG) pour visualiser les ensembles d&#39;images 3D. </li><li> Réglez afficher au besoin pour améliorer le contraste du signal spécifique nerf. </li><li> Créer un surface de visualiser la limite dermo-épidermique. Utilisez l&#39;outil de contour en mode DRAW pour dessiner la frontière. </li><li> Attribuez une surface semi-transparente à la frontière afin de voir les signaux fluorescents sous-jacents. </li><li> Capturer des images fixes des signaux de fluorescence 3D pour créer des images instantanées de l&#39;animation 3D. </li><li> Utilisez la fonction d&#39;animation pour créer un film en 3D. Les images peuvent être tournés de 360 degrés à plusieurs reprises de montrer chaque signal séparément et fusionnés (figures 2, 3 et 4). Réglez animation pour créer des films constitués de 200 images animées à 15 images par seconde. Enregistrez chaque film comme un fichier AVI brut. </li><li> Compresser le film AVI finale avec le logiciel VirtualDub (version 1.9.4). </li></ol>

<ol><li>Lauria, G., Holland, N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Epidermal+innervation%3A+changes+with+aging%2C+topographic+location%2C+and+in+sensory+neuropathy%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Neurol.+Sci%22%5BJournal%5D)">Epidermal innervation: changes with aging, topographic location, and in sensory neuropathy.</a> J. Neurol. Sci. 164 (2), 172-178 (1999).</li>
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<li>Lauria, G., Morbin, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Axonal+swellings+predict+the+degeneration+of+epidermal+nerve+fibers+in+painful+neuropathies%5BTitle%5D)+AND+%22Neurology%22%5BJournal%5D)">Axonal swellings predict the degeneration of epidermal nerve fibers in painful neuropathies.</a> Neurology. 61 (5), 631-636 (2003).</li>
<li>Herrmann, D. N., McDermott, M. P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Epidermal+nerve+fiber+density%2C+axonal+swellings+and+QST+as+predictors+of+HIV+distal+sensory+neuropathy%5BTitle%5D)+AND+%22Muscle+Nerve%22%5BJournal%5D)">Epidermal nerve fiber density, axonal swellings and QST as predictors of HIV distal sensory neuropathy.</a> Muscle Nerve. 29 (3), 420-427 (2004).</li>
<li>Navarro, X. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Chapter+27%3A+Neural+plasticity+after+nerve+injury+and+regeneration%5BTitle%5D)+AND+%22Int.+Rev.+Neurobiol%22%5BJournal%5D)">Chapter 27: Neural plasticity after nerve injury and regeneration.</a> Int. Rev. Neurobiol. 87, 483-505 (2009).</li>
</ol>

Aucun conflit d&#39;intérêt à déclarer.

Mesure de IENFD a été largement utilisé pour déterminer le degré de neuropathies périphériques 13,14. À l&#39;heure actuelle, le protocole le plus couramment utilisé ne mesure que les densités de fibres nerveuses qui traversent la membrane basale de l&#39;épiderme, elle ne tient pas compte de branchement axonal et / ou les modifications morphologiques des nerfs. En outre, l&#39;analyse IENFD actuelle n&#39;a pas été montré une corrélation IENFD avec la présence de la douleur chez PN 15. <p clas...

À l&#39;heure actuelle, il est de pratique courante pour les médecins de quantifier la densité des fibres nerveuses intra-épidermique (IENFD) à partir de biopsies de peau poinçon, qui peuvent être utilisés pour diagnostiquer les petits neuropathies de fibres 3, 6-8. Les biopsies sont prises à partir de la jambe distale (DL), 10 cm au-dessus de la malléole externe, et la cuisse proximale (PT), 20 cm en dessous du épine iliaque antérieure 9. Tous IENF sont marquées d&#39;utiliser le produit de gène de la protéine 9.5 (PGP), un marqueur neuronal pan 10-12. À l&#39;heure actuelle, il est de pratique courante pour diagnostiquer petits neuropathies de fibres en utilisant IENFD déterminé par coloration avec PGP brightfield microscopie 6. En outre, plusieurs groupes de recherche ont utilisé des protocoles d&#39;immunofluorescence pour PGP immunohistochimie 7-9. Neuropathie des petites fibres est souvent associée à la douleur neuropathique. Afin de mieux comprendre le rôle de IENF indispensables pour le traitement de la douleur, nous avons développé une technique de co-label IENF totale avec des fibres qui génèrent des douleurs. Nociceptive IENF, spécifiquement Aδ et les fibres de carbone, peuvent être étudiés à travers le co-marquage de IENF avec PGP et le marqueur nociceptive, tropomyosin-récepteur-kinase A (Trk A) 5. Trk A est le récepteur de haute affinité pour le facteur de croissance du tissu nerveux qui est essentiel pour le développement de la nociception. Les fibres nerveuses nociceptives A-positifs sont des fibres Trk peptidergiques qui expriment la substance P (SP) et la calcitonine de peptide lié au gène de (CGRP). Auparavant, Lauria et ses collègues ont appliqué la technique du double étiquetage pour étudier PN, co-marquage IENF PGP-positif avec un marqueur nociceptive 10. Dans notre précédente étude, nous avons démontré que Trk IENF A-positif, mais pas Trk IENF A-négatif, ont été régulés à la hausse dans un modèle animal de la neuropathie diabétique douloureuse 5. Cette technique de co-marquage permet de comparer la quantification des IENFD nociceptive au total IENFD et la possibilité d&#39;étudier les changements morphologiques associés à PN. La capacité de visualiser nociceptive IENF et sociétésre quantification de IENFD total à IENFD nociceptive pourrait fournir une preuve objective de la présence de la douleur, et peut-être un aperçu de la gravité de la douleur associée à la PN. Cette technique est également applicable à la peau des modèles animaux. En comparaison avec les études précédentes, le protocole actuel décrit les méthodes d&#39;analyse d&#39;image 3D, créant la possibilité d&#39;éviter des erreurs qui pourraient se produire dans l&#39;analyse d&#39;images 2D.

<table><tbody><tr><td>10X PBS</td><td>Fisher Scientific</td><td>BP399-4</td><td>Pour constituer 1X PBS</td></tr><tr><td>Image-IT FX Signal</td><td>Invitrogen</td><td>I36933</td><td>Image-IT</td></tr><tr><td>Protein Gene Product 9.5 (Lapin polyclonal)</td><td>AbD Serotec</td><td>7863-0504</td><td>PGP</td></tr><tr><td>Tropomyosin Related-Kinase A (Chèvre polyclonale)</td><td>R& D Systems</td><td>AF1056</td><td>Trk A</td></tr><tr><td>Alexa Fluor 488 âne &alpha ;-lapin</td><td>Invitrogen</td><td>A21206</td><td>AF488 âne &alpha ;-chèvre</td></tr><tr><td>Alexa Fluor 647 âne &alpha ;-chèvre</td><td>Invitrogen</td><td>A21447</td><td>AF647 âne &alpha ;-chèvre</td></tr><tr><td>Albumine, à partir de sérum bovin</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>A7906-100</td><td>BSA</td></tr><tr><td>Triton X- 100</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>T9284</td><td>TX-100</td></tr><tr><td>Boucle non calibrée</td><td>LeLoop</td><td>MP</td><td>199025 inoculation Boucle</td></tr><tr><td>Plaque d’essai à 96 puits</td><td>Corning Incorporated</td><td>3603</td><td>Plaque à puits</td></tr><tr><td>Réactif anti-décoloration Prolong Gold avec DAPI</td><td>Invitrogen</td><td>P36931</td> Couvercle de microscope <td>DAPI</td></tr><tr><td>Verre 22x22 mm</td><td>Fisher Scientific</td><td>12-541-B</td><td>Lamelles</td></tr> de <tr><td>traitement Superfrost Plus Lames de microscope</td><td>Fisher Scientific</td><td>12-550-15</td><td>Lames de microscope</td></tr><tr><td>Olympus Fluoview Laser Scanning Microscope confocal</td><td>Olympus</td><td>FV500</td><td></td></tr><tr><td>Température de coupe optimale</td><td>Sakura</td><td>4583</td><td>OCT</td></tr><tr><td>Cryostat Leica</td><td>Leica</td><td>CM1850</td><td>Cryostat</td></tr></tbody></table>

l&#39;imagerie tridimensionnelle de nociceptifs fibres nerveuses intra-épidermiques dans des biopsies de peau humaine

Three-dimensional Imaging of Nociceptive Intraepidermal Nerve Fibers in Human Skin Biopsies

Une biopsie de la peau est couramment utilisé pour quantifier la densité des fibres nerveuses intraépidermiques (IENFD) pour le diagnostic de neuropathie périphérique 1,2. À l&#39;heure actuelle, il est de pratique courante de collecter 3 biopsies cutanées mm de la jambe distale (DL) et la cuisse proximale (PT) pour l&#39;évaluation des polyneuropathies dépendant de la longueur 3. Toutefois, en raison de la nature multidirectionnelle de IENFs, il est difficile d&#39;examiner chevauchement structures nerveuses à travers l&#39;analyse de l&#39;imagerie en deux dimensions (2D). Alternativement, l&#39;imagerie en trois dimensions (3D) pourrait fournir une meilleure solution à ce dilemme. Dans le présent rapport, nous présentons les méthodes d&#39;application de l&#39;imagerie 3D pour étudier neuropathie douloureuse (PN). Afin d&#39;identifier IENFs, des échantillons de peau sont traités pour l&#39;analyse d&#39;immunofluorescence d&#39;un produit de gène de la protéine 9.5 (PGP), un marqueur neuronal casserole. À l&#39;heure actuelle, il est de pratique courante pour diagnostiquer petits neuropathies de fibres en utilisant IENFD dissuaderminées par PGP immunohistochimie en utilisant la microscopie en fond clair 4. Dans la présente étude, nous avons appliqué double analyse d&#39;immunofluorescence pour identifier IENFD totale, en utilisant PGP, et IENF nociceptive, grâce à l&#39;utilisation d&#39;anticorps qui reconnaissent la tropomyosine-récepteur-kinase A, le récepteur (Trk A) une forte affinité pour le facteur de croissance nerveuse 5. Les avantages de IENF co-marquage avec PGP et Trk anticorps de prestations de l&#39;étude des PN par coloration clairement fibres PGP-positives, nociceptifs. Ces signaux de fluorescence peuvent être quantifiés pour déterminer les changements IENFD et morphologiques nociceptifs de IENF associés à PN. Les images fluorescentes sont acquises par microscopie confocale et traitées pour l&#39;analyse 3D. 3D-imagerie fournit des capacités de rotation pour analyser plus avant les modifications morphologiques associées à PN. Pris dans leur ensemble, fluorescent co-marquage, l&#39;imagerie confocale et l&#39;analyse 3D bénéficient clairement de l&#39;étude des PN.

Nous avons appliqué le protocole actuel pour étudier la morphologie des IENF dans PT et DL biopsies cutanées de patients atteints de PN. La peau, à partir de trois sujets, ont été recueillis à l&#39;Université de l&#39;Utah pour démontrer la pathomorphologie associé avec PN. Les sujets suivants: Cas 1: un homme de 51 ans avec une histoire de PN du diabète de type 2 (durée: 14 mois; score de douleur: 51); Cas 2: un homme de 56 ans avec une histoire de PN du diabète de type 2 (durée: 108 mois; score de douleur: 47) et Cas...

Afin d&#39;étudier les changements de fibres nerveuses nociceptives (intraépidermiques IENFs) dans les neuropathies douloureuses (PN), nous avons développé des protocoles qui pourraient examiner directement les modifications morphologiques tridimensionnels observés dans IENFs nociceptifs. Analyse tridimensionnelle de IENFs a le potentiel d&#39;évaluer les changements morphologiques des IENF en PN.

L&#39;imagerie tridimensionnelle de nociceptifs fibres nerveuses intra-épidermiques dans des biopsies de peau humaine

A punch biopsy of the skin is commonly used to quantify intraepidermal nerve fiber densities (IENFD) for the diagnosis of peripheral polyneuropathy 1,2. ...

L'objectif général de cette procédure est d'effectuer une immunohistochimie sur des sections de biopsies cutanées humaines afin d'étudier, par imagerie tridimensionnelle, les modifications morphologiques des fibres nerveuses intra-épidermiques associées à la neuropathie douloureuse. Cet objectif est atteint en appliquant d'abord un protocole d'immunohistochimie en sections flottantes sur des sections individuelles de biopsie cutanée humaine, sur une période de trois jours. La deuxième étape consiste à acquérir des images de sections cutanées de 50 microns d'épaisseur à l'aide d'un microscope confocal.Ensuite, les fichiers d'images en mode flux sont traités avec le logiciel MRS afin de créer un fichier vidéo tridimensionnel des images immunofluorescentes d'origine. L'étape finale consiste à utiliser le logiciel vdw ou un logiciel similaire pour compresser le fichier vidéo. En définitive, les résultats d'imagerie tridimensionnelle permettent d'étudier les changements morphologiques associés à la neuropathie douloureuse.Actuellement, la densité des fibres nerveuses épidermiques en intraopératoire est utilisée comme méthode quantitative pour diagnostiquer la neuropathie. La double marquage de ces fibres nerveuses intradermiques avec le biomarqueur de la nociception pourrait permettre de mieux comprendre la douleur associée à cette complication. Le protocole d'imagerie bidimensionnel actuel présente plusieurs limites, notamment le recouvrement des fibres nerveuses.En revanche, l'imagerie tridimensionnelle offre la possibilité d'effectuer une analyse plus poussée des modifications morphologiques associées à la neuropathie, telles que le gonflement et le blanchissement axonals, ainsi que des mesures du volume axonal. Il est important de noter qu'il est nécessaire de prendre certaines précautions afin d'obtenir des images de qualité permettant de générer des animations tridimensionnelles significatives, car cette méthode peut fournir des informations sur la neuropathie douloureuse. Elle peut également être appliquée à d'autres échantillons, tels que des cultures organiques épaisses ou des cultures cellulaires tridimensionnelles, afin d'examiner et de mesurer des modifications complexes de la morphologie tridimensionnelle.Après avoir fixé et sectionné des biopsies de peau humaine comme décrit dans la partie écrite de ce protocole, étiquetez une plaque de 96 puits à utiliser pour la coloration, comme indiqué sur cette image. Ajoutez ensuite 150 microlitres de signal ITFX dans chaque puits de la première rangée de la plaque de 96 puits étiquetée, puis pipetez 150 microlitres de un XPBS dans tous les puits des deuxième et troisième rangées. Utilisez un anneau d’ensemencement pour transférer une section de 50 millimètres prélevée sur la biopsie de jambe distale d’un patient vers l’un des puits contenant l’image.Transférez ensuite une section de 50 millimètres prélevée sur la partie proximale du cinq du même patient vers le puits suivant contenant le réactif d'imagerie. Répétez cette procédure avec les sections du segment distal de la jambe et de la cuisse proximale provenant de trois autres patients. Incubez les sections dans le réactif d'imagerie sur un agitateur plat pendant 30 minutes ; pendant que les sections de biopsie s'incubent dans le réactif d'imagerie, préparez une solution de blocage à 5 % et vortexez la solution jusqu'à ce que l'albumine sérique bovine (BSA) soit complètement dissoute. Une fois les 30 minutes écoulées, poursuivez.Transférez les sections dans le PBS de la rangée deux et agitez pendant 10 minutes, puis rincez dans le PBS de la rangée trois pendant 10 minutes. Ensuite, à l’aide d’un agitateur, ajoutez 150 microlitres de solution de blocage 5 % BSA dans chaque puits de la rangée quatre et transférez les sections dans ces puits. Incubez les sections dans la solution de blocage 5 % BSA pendant une à deux heures à température ambiante sur un agitateur plat. Pendant cette incubation, préparez une solution de rinçage 1 % en vortexant jusqu’à dissolution complète de la BSA, puis diluez les anticorps primaires à la concentration requise dans cette solution.Ensuite, ajouter 150 microlitres d'anticorps primaires dilués dans les puits de la rangée cinq de la plaque de 96 puits. Après la période d'incubation, transférer les sections depuis la solution de blocage vers les puits appropriés contenant les anticorps primaires. Puis, sceller la plaque avec du parafilm et du papier d'aluminium afin d'éviter l'évaporation et l'exposition à la lumière, et incuber toute la nuit à quatre degrés Celsius sur un agitateur plat. Le jour suivant, ajouter 150 microlitres de solution de rinçage contenant 1 % de BSA dans chaque puits des rangées six, sept et huit, puis faire passer les sections dans ces rinçages pendant une heure sous agitation à température ambiante, en veillant à protéger la plaque de la lumière durant chaque étape de rinçage. Pendant que les sections sont en incubation dans le dernier rinçage avec la solution de rinçage contenant 1 % de BSA, diluer les anticorps secondaires dans cette même solution selon les instructions fournies dans la partie écrite des protocoles.Une fois le temps d'incubation écoulé, ajoutez 150 microlitres d'anticorps secondaires dilués dans les puits désignés de la ligne neuf de la plaque 96. Transférez les sections dans ces puits, couvrez la plaque avec du paraforme et du papier d'aluminium, puis incubez toute la nuit à quatre degrés Celsius sur un agitateur plat. Le lendemain, ajoutez 150 microlitres de solution de rinçage à 1 % BSA dans chaque puit des lignes 10, 11 et 12, et rincez les sections dans cette solution pendant une heure chacune, comme précédemment.Pendant que les sections de biopsie incubent dans le dernier rinçage de la solution de rinçage à 1 % de BSA, préparez les lames de microscope en pipettant 50 microlitres de solution de rinçage à 1 % de BSA sur une lame à la fois. Retirez la section du dernier rinçage et placez-la dans la goutte de 50 microlitres de solution de rinçage à 1 % de BSA sur la lame de microscope désignée. Après avoir optimisé la position de la section, retirez l'excès de solution de rinçage à 1 % de BSA à l'aide d'une pipette en verre munie d'une poire, en prenant soin de ne pas toucher l'échantillon.Déposez une goutte de réactif de montage anti-décoloration prolongé au gold près de la biopsie sur la lame de microscope à l’aide d’un DPI. Ensuite, prenez une lame couvre-objet en verre de 22 par 22 millimètres et placez-la délicatement sur la biopsie et la goutte de réactif de montage. Éliminez les bulles d’air éventuelles à l’aide d’une pointe de pipette et essuyez l’excès de réactif anti-décoloration prolongé au gold.Réactif Antifa. Répétez pour chaque section et laissez les lames de microscope sécher toute la nuit à température ambiante, à l’abri de la lumière, le jour suivant. Visualisez les signaux fluorescents à l’aide d’un microscope confocal, un microscope confocal à balayage laser Olympus Flow View 500 équipé d’un objectif à immersion huile 40 x et d’un grossissement de deux fois, avec le logiciel Flow View version 5.0 utilisé ici.Utilisez Alexa floor 4 88 et Alexa floor 6 47 pour exciter respectivement le laser vert hélium-néon de 543 nanomètres et le laser rouge hélium-néon de 633 nanomètres. Réglez les diaphragmes confocaux de chaque détecteur à 400 microns afin d'améliorer les signaux. Des balayages séquentiels doivent être effectués avec une résolution de 1024 par 1024.Pour maximiser la séparation du signal, acquérez des séries Z tridimensionnelles en utilisant des intervalles de pas Z de 1,2 micron, basés sur l'unité de balayage optimale calculée par le logiciel Flow View avec une moyenne de deux images Kalman ; ouvrez d'abord les fichiers Flow View dans le logiciel MRSX 64 ou un logiciel similaire. Pour visualiser les ensembles d'images 3D, ajustez l'affichage selon les besoins afin d'améliorer le contraste du signal spécifique au nerf. Créez une surface permettant de visualiser la frontière dermo-épidermique.Utilisez l'outil de contour en mode dessin pour tracer la limite. Attribuez une surface semi-transparente à la limite afin de visualiser les signaux fluorescents sous-jacents et capturez des images fixes des signaux fluorescents en 3D. Pour créer des images instantanées du film en 3D, utilisez la fonction d'animation pour créer une animation de film en 3D réglée sur 200 images, animée à 15 images par seconde.Enregistrez chaque vidéo en tant que fichier A VI brut, puis compressez la vidéo A VI finale à l'aide du logiciel VirtualDub ou d'un logiciel similaire. Cette vidéo montre des images en 3D des fibres nerveuses intraépidermiques nociceptives. Cette première image montre les fibres nerveuses intraépidermiques positives pour la PGP, marquées en vert, représentant l'ensemble des fibres nerveuses intraépidermiques, ainsi que les fibres nerveuses intraépidermiques positives pour la marque, marquées en rouge, représentant les fibres nerveuses intraépidermiques nociceptives.Et enfin, l’image obtenue montre des fibres nerveuses nociceptives intra-épidermiques positives pour la PGP dans un échantillon de peau du cas un ; l’échelle représente 20 microns. La vidéo suivante présente des images en 3D de renflements axonaux dans les fibres nerveuses intra-épidermiques observées lors de neuropathies douloureuses. Des renflements axonaux, indiqués par des flèches, peuvent être observés le long des fibres nerveuses intra-épidermiques marquées par la PGP avec un signal vert au sein du plexus sous-épidermique.Dans un échantillon de peau du cas deux, l'échelle représente 10 micromètres. Cette image 3D montre un ramification axonale dans les fibres nerveuses intra-épidermiques observée dans une neuropathie douloureuse. La ramification axonale, indiquée par des flèches, est visible le long des fibres nerveuses intra-épidermiques marquées par la PGP avec un signal vert dans un échantillon de peau du cas trois.La barre d'échelle représente 20 microns. Une fois maîtrisée, cette technique peut être réalisée sur quatre jours, trois heures et demie par jour pour l'immunohistochimie, et 35 minutes par échantillon pour l'imagerie confocale et l'animation 3D. Lors de la réalisation de cette procédure, il est important de bien se rappeler de transférer et de monter correctement les tissus, en prenant des précautions pour éviter de déchirer ou d'abîmer les échantillons de spécimens. Après avoir suivi cette procédure, d'autres méthodes, comme l'analyse tridimensionnelle de la tric pour l'évaluation de l'innervation cutanée, peuvent être effectuées afin de répondre à des questions supplémentaires.Par exemple, la ramification des fibres nerveuses abdominales joue-t-elle un rôle important dans le développement d'une neuropathie douloureuse ?

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