Name: Séparation de Plasmodium falciparum Late Phase érythrocytes infectés par des moyens magnétiques (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2013-03-02T14:00:00.000+00:00
Duration: 5 min 20 s
Description: Découvrez la séparation magnétique des érythrocytes infectés par Plasmodium falciparum en phase tardive grâce aux propriétés paramagnétiques de l'hémozoine. Cette méthode rapide et efficace préserve la capacité invasive des parasites pour des études parasitologiques précises.

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Ce travail a été financé par des subventions PRB-009 à CS et une bourse de doctorat à LC, de la Secretaría Nacional de Ciencia y Tecnología (SENACYT), Panama.

Toutes les étapes du protocole, à l&#39;exception des centrifugations, doit être effectuée sous une hotte pour garder l&#39;échantillon stérile. 1. Isolation Late Stage de P. érythrocytes infectés par P. falciparum Tous les stades de Plasmodium érythrocytes infectés peuvent être séparés par cette méthode, car hémozoïne, qui confère paramagnétisme sur le parasite, est un métabolite commun au genre. Une parasitémie élevée (3-10%) dans la culture est recommandé d&#39;obtenir de meilleurs rendements avec ce protocole, bien que d&#39;une culture typique contiendra hématocrite 2-4% (pourcentage en volume de globules rouges) et la parasitémie 1-8% (pourcentage des personnes infectées globules rouges). Les parasites peuvent être cultivées comme décrit par Trager et Jansen 1. <ol><li> Une simple configuration multi-parties doivent être assemblées pour chaque procédure d&#39;isolement schizonte. Pour cela, colonnes LS, un séparateur magnétique MidiMACS et un Multistand MACS de Miltenyi Biotec (figure 1 </strong&gt;) sont utilisés. Tout d&#39;abord, placer le séparateur magnétique pour support en métal, puis placez la colonne magnétique sur le séparateur. </li><li> Dans un tube séparé (utiliser 50 ml coniques, tout au long), mélanger 23,2 ml de RPMI 1640 et 750 pi de bicarbonate de sodium à 7,5% pour créer la solution de travail. Ont des tubes supplémentaires à la main pour écarter et à recueillir le produit d&#39;écoulement de la culture de parasites. </li><li> Ajouter 3 ml de la solution de travail à la colonne pour s&#39;équilibrer, et jeter le accréditives dans un tube. </li><li> Ajouter 8 ml de la p falciparum culture de la colonne, en veillant à ce que, dès que la dernière partie de la solution de travail a été poussé hors de la colonne par la culture, le tube de réception est remplacée par la collecte de commencer une reprise de la culture non lié. Cela est nécessaire pour éviter de diluer la culture plus loin. </li><li> Une fois que le flux de la culture à travers la colonne a cessé, ajouter 1 ml de la solution de travail pour pousser les globules rouges restants de la colonne. </li><li> Étape de lavage: 3 ml Ajouter une solution de travail à la colonne et recueillir le liquide qui s&#39;écoule dans le &quot;rejet&quot; tube afin d&#39;éviter la dilution de la culture est enregistrée en tant que flux continu dans l&#39;autre tube. </li><li> Elution: Une fois le 3 ml ont traversé la colonne, retirez celle-ci de son support et placez-le au-dessus d&#39;un tube de 15 ml. </li><li> Encore une fois, ajouter 3 ml de solution de travail à la colonne. Cette étape élue les érythrocytes infectés par des parasites stade avancé qui ont été pris au piège dans les perles de la colonne. </li></ol> Remarque: À ce stade, et en fonction de la quantité de parasites nécessaire, démarrer un autre cycle / s de collecte, de toute évidence, dans les limites de la parasitémie dans la culture d&#39;origine. La colonne peut être réutilisé à condition que l&#39;écoulement maintient un état d&#39;équilibre. <ol start="9"><li> La concentration des parasites collectés: Centrifuger le tube de 15 ml contenant l&#39;éluat pendant 5 min à 150 xg à la température ambiantepour former un culot de sombre hématies parasitées. </li><li> Eliminer le surnageant en laissant assez de liquide pour prendre un très petit échantillon et déterminer la concentration et le rendement total par microscopie (voir étape 2 ci-dessous). </li><li> En ce moment, si l&#39;isolement et la capture des parasites au stade fin est accompli de façon satisfaisante, incuber la culture recueilli à nouveau avec du milieu frais. </li><li> Diluer les parasites recueillis dans le volume et la solution nécessaire pour les expériences ultérieures. </li></ol> 2. Pureté et analyse de rendement <ol><li> Vérifier la concentration de parasites obtenus en utilisant un hémocytomètre et compter au microscope optique. Pour compter, ajouter 10 ul du mélange des parasites collectés et les médias sous la lamelle de l&#39;hémocytomètre. Comptez le nombre de parasites dans les quatre quadrants de la hémocytomètre et divisez le nombre total de 4. Multipliez ce nombre par 10 4 pour obtenir la concentration de l&#39;e infectérythrocytes par ml. </li></ol> Notes: a) La concentration du mélange sera décidé par l&#39;utilisateur au moment de la remise en suspension du culot, en ajoutant plus ou moins à moyen terme. Une concentration de travail proposé est de 5,5 x 10 4 schizontes par ul (ce qui est généralement obtenu en ajoutant 100 à 300 ul aux parasites collectés). Si 20 ul de cette concentration est ajouté à un volume final de 100 ul mélange des médias et des érythrocytes, une parasitémie d&#39;environ 1% dans une culture hématocrite 4% type sera obtenue. b) Comptage sous la hémocytomètre doit être rapide, puisque les érythrocytes commencer à lyser les échantillons sèche à l&#39;intérieur de la chambre. Érythrocytes infectés, ce qui devrait être la majorité, affiche une tache sombre à l&#39;intérieur, ce qui les différencie de ceux non infectés. <ol start="2"><li> Effectuer une Giemsa couche mince tache d&#39;évaluer la pureté de la collection en fixant les lames très rapidement dans le méthanol 10%, à les sécher, et l&#39;immersion de tourlet dans une solution à 20% de Giemsa dilué à l&#39;eau distillée. Colorer les lames pendant 10 minutes, après quoi ils peuvent être séchés par l&#39;air et examinés au microscope. Une parasitémie bien au-dessus de 70% devrait être réalisable. </li></ol>

<ol><li>Jensen, J. B., Trager, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Plasmodium+falciparum+in+culture%3A+use+of+outdated+erythrocytes+and+description+of+the+candle+jar+method%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Parasitology%22%5BJournal%5D)">Plasmodium falciparum in culture: use of outdated erythrocytes and description of the candle jar method.</a> J. Parasitology. 63 (5), 883-886 (1977).</li>
<li>Guzman, I. Y., Francis, S. E., Oksman, A., Smith, C. E., Duffin, K. L., Goldberg, D. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Order+and+specificity+of+the+Plasmodium+falciparum+hemoglobin+degradation+pathway%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Clin.+Invest%22%5BJournal%5D)">Order and specificity of the Plasmodium falciparum hemoglobin degradation pathway.</a> J. Clin. Invest. 93, 1602-1608 (1994).</li>
<li>Rosenthal, P. J., Meshnick, S. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Hemoglobin+catabolism+and+iron+utilization+by+malaria+parasites%5BTitle%5D)+AND+%22Mol.+Biochem.+Parasitol%22%5BJournal%5D)">Hemoglobin catabolism and iron utilization by malaria parasites.</a> Mol. Biochem. Parasitol. 83 (2), 131-139 (1996).</li>
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<li>Hebbel, R. P., Eaton, J. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Pathobiology+of+heme+interaction+with+the+erythrocyte+membrane%5BTitle%5D)+AND+%22Semin.+Hematol%22%5BJournal%5D)">Pathobiology of heme interaction with the erythrocyte membrane.</a> Semin. Hematol. 26 (2), 136-149 (1989).</li>
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<li>Hempelmann, E., Marques, H. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Analysis+of+malaria+pigment+from+Plasmodium+falciparum%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Pharmacol.+Toxicol.+Methods%22%5BJournal%5D)">Analysis of malaria pigment from Plasmodium falciparum.</a> J. Pharmacol. Toxicol. Methods. 32 (1), 25-30 (1994).</li>
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<li>Spadafora, C., Gerena, L., Kopydlowski, K. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Comparison+of+the+in+vitro+invasive+capabilities+of+Plasmodium+falciparum+schizonts+isolated+by+Percoll+gradient+or+using+magnetic+based+separation%5BTitle%5D)+AND+%22Malaria+J%22%5BJournal%5D)">Comparison of the in vitro invasive capabilities of Plasmodium falciparum schizonts isolated by Percoll gradient or using magnetic based separation.</a> Malaria J. 10, 96(2011).</li>
<li>Jackson, K. E., Spielmann, T., Hanssen, E., Adisa, A., Separovic, F., Dixon, M. W., Trenholme, K. R., Hawthorne, P. L., Gardiner, D. L., Gilberger, T., Tilley, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Selective+permeabilization+of+the+host+cell+membrane+of+Plasmodium+falciparum-infected+red+blood+cells+with+streptolysin+O+and+equinatoxin+II%5BTitle%5D)+AND+%22Biochem.+J%22%5BJournal%5D)">Selective permeabilization of the host cell membrane of Plasmodium falciparum-infected red blood cells with streptolysin O and equinatoxin II.</a> Biochem. J. 403, 167-175 (2007).</li>
<li>Goodyer, I. D., Johnson, J., Eisenthal, R., Hayes, D. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Purification+of+mature-stage+Plasmodium+falciparum+by+gelatine+flotation%5BTitle%5D)+AND+%22Ann.+Trop.+Med.+Parasitol%22%5BJournal%5D)">Purification of mature-stage Plasmodium falciparum by gelatine flotation.</a> Ann. Trop. Med. Parasitol. 88 (2), 209-211 (1994).</li>
<li>Pasvol, G., Wilson, R. J., Smalley, M. E., Brown, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Separation+of+viable+schizont-infected+red+cells+of+Plasmodium+falciparum+from+human+blood%5BTitle%5D)+AND+%22Ann.+Trop.+Med.+Parasitol%22%5BJournal%5D)">Separation of viable schizont-infected red cells of Plasmodium falciparum from human blood.</a> Ann. Trop. Med. Parasitol. 72, 87-88 (1978).</li>
<li>Pertoft, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Fractionation+of+cells+and+subcellular+particles+with+Percoll%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Biochem.+Biophys.+Methods%22%5BJournal%5D)">Fractionation of cells and subcellular particles with Percoll.</a> J. Biochem. Biophys. Methods. 44 (1-2), 1-30 (2000).</li>
<li>Paul, F., Roath, S., Melville, D., Warhurst, D. C., Osisanya, J. O. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Separation+of+malaria-infected+erythrocytes+from+whole+blood%3A+use+of+a+selective+high-gradient+magnetic+separation+technique%5BTitle%5D)+AND+%22The+Lancet%22%5BJournal%5D)">Separation of malaria-infected erythrocytes from whole blood: use of a selective high-gradient magnetic separation technique.</a> The Lancet. 318, 70-71 (1981).</li>
<li>Trang, D. T., Huy, N. T., Kariu, T., Tajima, K., Kamei, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((One-step+concentration+of+malarial+parasite-infected+red+blood+cells+and+removal+of+contaminating+white+blood+cells%5BTitle%5D)+AND+%22Malar.+J%22%5BJournal%5D)">One-step concentration of malarial parasite-infected red blood cells and removal of contaminating white blood cells.</a> Malar. J. 3, 7(2004).</li>
<li>Nillni, E. A., Londner, M. V., Spira, D. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+simple+method+for+separation+of+uninfected+erythrocytes+from+those+infected+with+Plasmodium+berghei+and+for+isolation+of+artificially+released+parasites%5BTitle%5D)+AND+%22Z.+Parasitenkd%22%5BJournal%5D)">A simple method for separation of uninfected erythrocytes from those infected with Plasmodium berghei and for isolation of artificially released parasites.</a> Z. Parasitenkd. 64, 279-284 (1981).</li>
</ol>

Nous n&#39;avons rien à déclarer.

Des cultures in vitro de la malaria parasite P. falciparum présentent une parasitémie limitée, avec plus de la moitié des globules rouges non infectés au point le plus élevé de prolifération de la culture. Pour la plupart des expériences de recherche, il est souhaitable de travailler uniquement avec les érythrocytes infectés. À cette fin, une technique de séparation est nécessaire de diviser la culture en fonction de l&#39;infection. Méthodes utiles comprennent l&#39;utilisation de streptolysi...

<table border="1"><tbody><tr><td> Nom du réactif </td><td> Entreprise </td><td> Numéro de catalogue </td><td> Commentaires (optionnel) </td></tr><tr><td> RPMI 1640 Hepes modification </td><td> Sigma-Aldrich </td><td> R4130 </td><td> Supplémenté avec du sérum humain à 10%, glucose 2%, du bicarbonate de sodium et 0,2% </td></tr><tr><td> Séparateur MidiMACS </td><td> MACS Miltenyi Biotec </td><td> 130-042-302 </td><td></td></tr><tr><td> MACS Multistand </td><td> MACS Miltenyi Biotec </td><td> 130-042-303 </td><td></td></tr><tr><td> Colonnes LS </td><td> MACS Miltenyi Biotec </td><td> 130-042-401 </td><td></td></tr><tr><td> Hémacytomètre </td><td> Grafco </td><td> Grafco Neubauer Chambre </td><td> On peut trouver par le biais de nombreux autres fournisseurs </td></tr></tbody></table>

séparation de<em&gt; plasmodium falciparum</em&gt; late phase érythrocytes infectés par des moyens magnétiques

Separation of Plasmodium falciparum Late Stage-infected Erythrocytes by Magnetic Means

Contrairement aux autres espèces de Plasmodium, P. falciparum peuvent être cultivées en laboratoire, ce qui facilite son étude 1. Alors que la parasitémie atteint peut atteindre la limite ≈ 40%, le chercheur conserve généralement le pourcentage d&#39;environ 10%. Dans de nombreux cas, il est nécessaire d&#39;isoler les cellules du parasite contenant globules rouges (hématies) de ceux non infectés, afin d&#39;enrichir la culture et de procéder à une expérience donnée. Lorsque P. falciparum infecte les érythrocytes, le parasite se dégrade et se nourrit de l&#39;hémoglobine 2, 3. Cependant, le parasite doit faire face à un groupement hème contenant du fer très toxique 4, 5. Le parasite échappe de sa toxicité en transformant l&#39;hème en un polymère à cristaux inertes appelé hémozoïne 6, 7. Cette molécule contenant du fer est stocké dans sa vacuole alimentaire et le métal en elle possède un état ​​d&#39;oxydation différent de l&#39;une à l&#39;hème 8. L&#39;état ferrique en fer de l&#39;hèmeozoin lui confère une propriété paramagnétique absente dans les érythrocytes non infectés. Comme le parasite envahit atteint sa maturité, le contenu de hémozoïne augmente également 9, qui confère paramagnétisme encore plus sur les derniers stades de P. falciparum à l&#39;intérieur du globule rouge. Sur la base de cette propriété paramagnétique, les dernières étapes de P. falciparum cellules sanguines infectée-rouge peuvent être séparées par le passage de la culture à travers une colonne contenant des billes magnétiques. Ces billes se magnétique lorsque les colonnes les contenant sont placés sur un support d&#39;aimant. Globules rouges infectés, en raison de leur paramagnétisme, sera alors coincé à l&#39;intérieur de la colonne, tandis que le flux continu contiendra, pour la plupart, les érythrocytes non infectés et les stades précoces contenant du parasite. Ici, nous décrivons la méthode d&#39;enrichir la population de parasites stade avancé avec des colonnes magnétiques, ce qui maintient la viabilité du parasite bon 10.Après avoir effectué cette procédure, la culture libre peut être renvoyé dans un incubateur pour permettre aux parasites restants de continuer à croître.

Dans la figure 2, la culture en passant par la colonne magnétique est montré, avant (A) et après la procédure (B). Une à deux érythrocytes infectés sont généralement vus sur un champ de grossissement 100X comme le montre la figure 2, les flèches pointant vers érythrocytes infectés dans la figure 2A. Dans une procédure typique, à commencer par une culture de la parasitémie 5% (figure 2A), la performance de cette procédur...

Les propriétés paramagnétiques de hémozoïne sont utilisés pour isoler les stades tardifs de la<em&gt; Plasmodium falciparum</em&gt;-Globules rouges infectés en culture. La méthode est simple et rapide et ne pas affecter les capacités suivantes invasives des parasites.

Séparation de<em&gt; Plasmodium falciparum</em&gt; Late Phase érythrocytes infectés par des moyens magnétiques

Unlike other Plasmodium species, P. falciparum can be cultured in the lab, which facilitates its study 1. While the parasitemia achieved can reach the ...

Plasmodium falciparum est un parasite humain qui vit exclusivement à l'intérieur des globules rouges. Au cours de sa croissance, il utilise les molécules présentes dans les érythrocytes comme source nutritive ; or, comme les molécules de fer contenues dans l'hémoglobine seraient toxiques pour le parasite, il les convertit en un cristal inerte appelé hémine. Ce cristal d'hème confère aux parasites une certaine paramagnétisme.C’est cette propriété paramagnétique qui est utilisée pour séparer les érythrocytes infectés de ceux qui n’abritent pas de parasite à l’intérieur. À l’aide d’un aimant, une culture présentant un faible pourcentage de parasites peut être concentrée afin d’atteindre presque cent pour cent de parasitémie. Cette séparation des globules rouges infectés des non infectés est très souhaitable dans de nombreuses expériences où un caractère particulier du parasite doit être étudié sans les facteurs de confusion liés à l’excès d’érythrocytes.La méthodologie présentée ici est rapide, simple et sans danger pour le parasite. Aujourd'hui, nous allons décrire la procédure de séparation du stade chizen de Plasmodium falciparum. Cet équipement composé de plusieurs éléments doit ê

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Fonction de mesure d'anticorps est la clé de la compréhension de l'immunité au paludisme à Plasmodium falciparum. Cette méthode décrit la purification de mérozoïtes viables, et la mesure de la phagocytose dépendante de l'opsonisation par cytométrie de flux.

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Méthodes pour étudier le rôle de réglementation de petits ARN ribosomal et l&#39;occupation des<em&gt; Plasmodium falciparum</em

Nous présentons ici un protocole pour la détection et la quantification de Plasmodium falciparum infectés aqueuse globules rouges à l’aide d’un spectromètre infrarouge de la réflexion totale atténuée et analyse de données multivariées.

Détection et Quantification de Plasmodium falciparum dans aqueux globules rouges par atténuée totale réflexion spectroscopie infrarouge et analyse de données

Dans ce travail, nous décrivons les protocoles afin d’étudier le rôle des vésicules extracellulaires (EVs) libéré par les érythrocytes de Plasmodium falciparum infectés. En particulier, nous nous concentrons sur les interactions des véhicules électriques avec des cellules endothéliales.

Évaluation de la fonction vésiculaire extracellulaire au cours de l’Infection palustre

L’objectif global de ce protocole est de fournir des instructions sur la façon de mesurer la capacité des anticorps présents dans les sérums ou le plasma des individus, naturellement exposés à l’infection de Plasmodium falciparum, d’opsoniser et d’induire la phagocytose des érythrocytes infectés par le parasite (EI).

Mesure des anticorps naturels acquis de phagocytose induisant des parasites de plasmodium falciparum par un essai basé sur la cytométrie de flux

Utilisation du broyage par faisceau d’ions focalisés pour produire des lamelles vitreuses sur grille à partir d’échantillons biologiques congelés pour la cryotomographie électronique.

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