Name: Whole Patch Clamp cellulaire pour étudier les mécanismes de la stimulation neurale infrarouge (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2013-07-31T12:00:00.000+00:00
Duration: 8 min 58 s
Description: Découvrez la technique de patch clamp cellulaire pour étudier la stimulation neuronale infrarouge sur des neurones auditifs primaires en culture. Cette méthode permet d'analyser les réponses électriques induites par laser.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Ce travail a été soutenu par le Conseil australien de la recherche sous Linkage subvention projet LP120100264.

1. Culture des neurones du ganglion spiral <ol><li> Stériliser petit tour (par exemple 10 mm de diamètre) des lamelles de verre et pinces courbes dans un autoclave. Transférer les lamelles stérilisés dans des puits individuels d&#39;un 4 anneaux 35 mm boîte de Pétri stérile ou plaque 4 puits, à l&#39;aide des pinces stérilisées. Appliquer 150 pi de poly-L-ornithine (500 pg / ml) et la laminine de souris (0,01 mg / ml) à la surface supérieure de la lamelle et la placer dans un incubateur (37 ° C) pendant 48 h. Veiller à ce que les lamelles ne flottent pas loin du fond du puits. </li><li> Préparer 50 ml de milieu Neurobasal stériles (NBM) pour chaque culture de neurones: 47,5 ml neurobasal A, 0,5 ml de N 2 supplément, 1 ml de supplément B27, 0,5 ml de L-glutamine, et de 0,5 ml de pénicilline-streptomycine. Note: Les suppléments peuvent être congelés, conservés à -20 ° C et ajoutés aux médias le jour exigé. </li><li> Dissocier les neurones du ganglion spiral de post-natales jour chiots 4-7 de rat comme décrit précédemment 20,21, noustion à la fois enzymatique (trypsine à 0,025% et 0,001% DNase I) et les techniques mécaniques. Reportez-vous à Whitlon et al. 22 et Vieira et al. 23 pour les procédures détaillées de ganglion spiral culture de neurones, ou Parker et al. 24 pour une démonstration de l&#39;isolement columelle. </li><li> Aspirer une solution de poly-L-ornithine/laminin restant des lamelles et laver rapidement avec NBM. </li><li> Ajouter 150-200 ul de la spirale suspension des neurones du ganglion dissocié les lamelles et les placer dans un incubateur (37 ° C, 10% de CO 2). Note: jusqu&#39;à 20 lamelles peuvent être préparés à partir d&#39;une portée moyenne de 8 ratons. </li><li> Quatre heures après neurones de placage, aspirer la solution pour éliminer les débris cellulaires et les remplacer par 150-200 ul réchauffé NBM frais. Note: les médias peuvent exiger ravitaillement quotidien pour éviter la déshydratation. </li><li> Retour lamelles à l&#39;incubateur jusqu&#39;à ce que nécessaire pour les enregistrements électrophysiologiques. Note: spirale dissociédes cultures de neurones ganglionnaires peuvent être utilisés pour des expériences électrophysiologiques quatre heures après la dissociation et jusqu&#39;à deux jours après. Temps in vitro doit être pris en compte lors de l&#39;analyse des résultats. Reconstituer NBM toutes les 24-48 heures. </li></ol> 2. Préparation pour les enregistrements de patch-clamp <ol><li> Préparer des solutions <ol><li> Solution intracellulaire (micropipette): 115 mM de K-gluconate, 7 mM de KCl, 10 mM HEPES, 0.05 mM EGTA, 2 mM de Na 2 ATP 2 mM MgATP, 0,5 mM Na 2 GTP (ajuster le pH à 7,3 avec KOH; ajuster à 295 mOsmol / kg avec du saccharose). Faire passer la solution à travers un filtre stérile (0,2 um) et diviser en portions de 200 ul à être stockés à -20 ° C jusqu&#39;au jour de l&#39;enregistrement. </li><li> (Baignoire) solution extracellulaire: NaCl 137 mM, KCl 5 mM, CaCl2 2 mM, MgCl2 1 mM, HEPES 10 mM, 10 mM de glucose (ajuster le pH à 7,4 avec NaOH; ajuster à 300-310 mOsmol / kg de saccharose) . Cette solution est faite le jour de l&#39;enregistrement. </li></ol></li><li> Préparer Pipette d&#39;enregistrement avec une résistance de 2-6 MQ. On utilise un laser CO 2 extracteur (P-2000; Sutter Instruments) et de verre au borosilicate (diamètre extérieur de 1,0 mm, 0,58 mm de diamètre intérieur, longueur 75 mm). </li><li> Préparer le laser. Ce protocole est destiné à être utilisé avec un laser à fibre couplée, comme l&#39;infrarouge nm Nerve Stimulator 1,870 de OptoTech P / L. La fibre optique utilisée pour la livraison de la lumière dans nos expériences est une fibre en silice de diamètre noyau / gaine 200/220 um avec une ouverture numérique de 0,22 et connecteurs FC-PC aux deux extrémités (AFW Technologies MM1-FC2-200/220-5-C -0.22). Les cordons de raccordement ont été coupés en deux pour produire deux nattes de fibres (c.-à-connectorisé à une extrémité, et coupé à l&#39;autre). Les effets du diamètre du noyau de la fibre et ouverture numérique laser changements de température induits ont été examinées en détail par Thompson et al. 25 <ol><li> Cliver l&#39;extrémité de la fibre de distribution de lumière en utilisant des techniques standardset de veiller à ce que la pointe qui en résulte est d&#39;une grande qualité de l&#39;observation avec un microscope optique (la pointe doit être perpendiculaire à l&#39;axe de la fibre et apparaissent à plat lors de l&#39;inspection visuelle). Connecter la fibre de distribution de lumière pour la sortie de la fibre à couplage du laser de stimulation à l&#39;aide d&#39;un connecteur approprié travers (par exemple Thorlabs ADAFC2). </li><li> Mesurer la puissance de sortie du laser à partir de la pointe clivée de la fibre de distribution de lumière à l&#39;aide d&#39;un instrument approprié (par exemple FieldMate cohérent avec LM-3 tête de détection). Il est recommandé de vérifier la puissance du laser à chaque fois que la fibre de livraison lumière est clivé ou un ajustement significatif est faite au laser (par exemple, le transport d&#39;un laboratoire à l&#39;autre). </li><li> Insérez la fibre de livraison de la lumière dans un mandrin de fibres ou un dispositif équivalent et fixer le mandrin à la micropositionneur approprié. Il est important de pouvoir déterminer avec précision l&#39;angle θ que la fibre optique permet à la lamelle. Cette angle peut être mesurée par la prise d&#39;une photographie du dispositif expérimental et en utilisant un logiciel de traitement d&#39;image (par exemple ImageJ) pour obtenir l&#39;angle. L&#39;angle θ (ou plage d&#39;angles possibles) est principalement contraint par les limites spatiales du dispositif expérimental - en particulier le microscope. Les valeurs typiques de θ dans nos expériences (basé sur un microscope droit) sont autour de 36 °, mais l&#39;angle optimal peut varier de manière significative pour les configurations alternatives (par exemple ceux utilisant un microscope inversé). </li><li> Établir des liens entre le laser et le système d&#39;acquisition de données de patch-clamp (par exemple Digidata 1440A, Molecular Devices) comme le montre la figure 2. La sortie numérique du système d&#39;acquisition de données de patch-clamp doit être connecté au laser par l&#39;intermédiaire d&#39;un générateur de fonction externe, ce qui permet de spécifier des paramètres d&#39;impulsions laser indépendants du système d&#39;acquisition de données. En variante, cette sortie peut être connectée directement àl&#39;émetteur laser (nécessitant la longueur d&#39;impulsion et de taux de répétition pour être définis par le logiciel d&#39;acquisition de données). Dans les deux cas, le signal utilisé pour déclencher le laser doit être connecté sur une entrée du système d&#39;acquisition de données pour assurer que la synchronisation et la durée des impulsions laser peuvent être enregistrées en même temps que le signal électrophysiologique. </li></ol></li></ol> 3. Patch enregistrements de serrage pour l&#39;enquête de l&#39;INS <ol><li> Remplir le récipient approprié du système de perfusion avec une solution extracellulaire et régler le débit de perfusion pour fournir du bain à un débit de 2.1 ml / min. On utilise un système alimenté par gravité (bouteille d&#39;aspiration, vanne à manchon, et la tuyauterie PE) avec un dispositif de chauffage en ligne pour permettre le chauffage rapide de la solution, et une pompe péristaltique pour retirer solution usée par aspiration. </li><li> Placer une lamelle couvre-objet avec des cellules cultivées dans la chambre d&#39;enregistrement (bain) d&#39;un microscope droit. L&#39;utilisation d&#39;un objectif à l&#39;eau d&#39;immersion fort grossissement (e. G. 40X) et à contraste de phase (par exemple le contraste d&#39;interférence différentiel ou le contraste de gradient Dodt), de localiser visuellement les neurones du ganglion spiral au sein de la culture. Un neurone de ganglion spiral est typique de phase lumineuse, ronde et environ 15 um de diamètre avec un noyau de premier plan, comme représenté sur la figure 1a. </li><li> Une fois qu&#39;un neurone a été localisé, passer à un objectif de plus faible grossissement (par exemple 10X) et de localiser le neurone cible dans le champ visuel. </li><li> Déplacer la fibre optique de distribution de lumière en position en utilisant la procédure suivante (ou équivalent): <ol><li> Utilisation du micropositionneur pour déplacer la fibre de sortie jusqu&#39;à ce que la pointe se trouve à proximité du neurone cible dans les plans horizontal et vertical. La position verticale de l&#39;extrémité de la fibre peut être contrôlée par le déplacement de l&#39;objectif vers le haut et vers le bas (du point de balayage). </li><li> Revenez à l&#39;objectif à fort grossissement et positionner la pointe de la fibre optique dans sa position prévue à côté de til neurone (voir Figure 2 en médaillon). Lors du réglage de la position verticale de la fibre, il est important que le bord inférieur de la fibre repose sur (ie juste toucher) la lamelle, afin de minimiser l&#39;incertitude dans la localisation de la fibre. L&#39;alignement optimal dans le plan horizontal dépend de l&#39;angle θ que fait la fibre avec la lamelle couvre-objet et le rayon r de la fibre. Pour positionner la fibre de telle sorte que le centre du neurone cible est situé le long de l&#39;axe de la fibre, la distance horizontale entre le bord supérieur de la fibre et de la cellule cible soit Δ target = r (COSEC θ - 2 sin θ), où les valeurs négatives semblent indiquer que les surplombs de fibres optiques de la cellule. Lors de l&#39;alignement de la fibre, une distance de cible Δ entre le bord supérieur de la fibre et le centre du neurone peut être approximativement par inspection visuelle. Cependant Δ cible est conçu pourservir de guide approximatif. Le positionnement de la fibre de telle sorte que la distance réelle Δ entre le bord supérieur de la fibre et le centre du neurone diffère de façon mesurable de Δ cible (comme sur la figure 1) peut donner un aperçu de l&#39;effet à la fois de déplacement radial (c&#39;est à dire du centre de l&#39; faisceau) et déplacement axial (à savoir le long de l&#39;axe des fibres) de la poutre par rapport au neurone cible. Par exemple, la mise en Δ on s&#39;attendrait ≈ 0 pour augmenter la température locale au voisinage de la cellule - c&#39;est à dire depuis le profil de faisceau de fibres multimodes typiques est bien approximée par une distribution de chapeau supérieur 26, la diminution de l&#39;énergie absorbée localement (température) en raison du déplacement du centre de la poutre est minime par rapport à l&#39;augmentation de l&#39;énergie absorbée à partir de déplacement de la face d&#39;extrémité de fibre plus près de la cellule. Alors il faut prendre soin de positionner la fibre le plus précisément et de manière répétée que possible utilisant des signaux visuels, la mesure précise de l&#39;emplacement de la fibre par rapport au neurone cible (par exemple Δ) est plus important que le positionner à une distance prédéterminée. Δ peut être déterminée (avec une incertitude maximale estimée de ± 3 microns) par analyse d&#39;image comme décrit dans l&#39;étape 3.8.2 du protocole. Dans certaines expériences 5,8, sources de lumière blanche ont été couplés à travers la fibre afin de cibler la cellule souhaitée. Cette approche s&#39;est avérée inefficace dans la configuration du microscope droit, comme l&#39;intensité de la lumière diffusée à partir de la région cible était relativement faible à ces angles peu profonds (θ). </li><li> Une fois que la fibre est en position, déplacez-le par une quantité connue de permettre un positionnement simple de la micropipette. La fibre peut ensuite être ramené à la position d&#39;origine lors d&#39;un enregistrement neuronal est obtenue. </li></ol></li><li> Remplissez le micropipette avec une solution intracellulaire et s&#39;insérer solidement en place sur les têtestage de l&#39;amplificateur (par exemple Multiclamp 700B, Molecular Devices). Utilisation de tubes fixé sur le côté du support de micro-électrodes, appliquer une petite quantité d&#39;une pression positive pour éviter le colmatage de la micropipette. </li><li> L&#39;utilisation d&#39;un micromanipulateur, déplacez le micro-pipette en position juste au-dessus du neurone cible. </li><li> Protocole pour les enregistrements de cellules entières: <ol><li> Appliquer une 10 ms, +10 mV impulsion d&#39;onde carrée (par exemple test d&#39;étanchéité) en mode voltage-clamp de l&#39;amplificateur et ajuster le potentiel de micropipette (pipette offset) du signal de référence à 0 nA. Le test d&#39;étanchéité doit également être utilisée pour déterminer si la résistance de la microélectrode est dans la plage souhaitée (par exemple, 2-6 MQ). </li><li> Tout en surveillant la résistance, en utilisant des réglages fins de la micromanipulateur pour positionner doucement la micropipette sur la surface du neurone cible. Lorsque la micropipette est en contact avec le neurone, la résistance va augmenter (par ~ 0,5 à 1 MQ). Jemmédiatement suite à l&#39;augmentation de la résistance à supprimer la pression de fluide positive et à appliquer une faible pression négative. Une fois que la résistance a passé 10 - 20 MQ, fixer le potentiel de membrane à un niveau de maintien (par exemple autour de -60 mV). </li><li> La résistance de l&#39;électrode devrait continuer à augmenter jusqu&#39;à dépasser 1 VA, ce qui signifie que un joint efficace (appelé «gigaseal &#39;) a été formé entre la membrane cellulaire et micro-pipette. À ce stade, retirez toute la pression du fluide à partir de la micropipette. </li><li> Une fois que le gigaseal a été formée, en utilisant des impulsions de courant de courte durée (25 à 100 microsecondes; 1 V) ou de brèves impulsions de pression de fluide négative pour rompre la membrane cellulaire et d&#39;atteindre la configuration de la cellule entière. </li><li> Enregistrer la capacité de la membrane, la résistance série et une résistance d&#39;entrée tel que déterminé à partir de la courbe exponentielle ajustée pour le courant pendant l&#39;impulsion de test d&#39;étanchéité. Minimiser les transitoires de capacité en réglant les commandes CpFast et CpSlow sur l&#39;amplificateur, puis switch l&#39;amplificateur en mode de cellule entière, et compenser la capacitance et la résistance jusqu&#39;à ce que un courant plat est observé pendant le test d&#39;étanchéité. Appliquer une compensation de la résistance série (~ correction de 70%, 70% prédiction), en ajustant capacitance et la résistance de contrôle pour maintenir une réponse de test d&#39;étanchéité plat. </li><li> Passez en mode courant-clamp dans l&#39;amplificateur. Prenez note du potentiel de membrane au repos (en l&#39;absence d&#39;injection de courant). Définir un courant de maintien pour stabiliser le potentiel de membrane au niveau désiré (par exemple 60 mV). Neutraliser la capacité de la pipette et régler la balance de pont pour équilibrer la chute de tension. </li><li> Vérifiez les propriétés de cuisson du neurone en stimulant avec dépolarisants actuel (10 à 200 pA à 10 étapes Pa; 300 msec). </li></ol></li><li><ol><li> Déplacer le retour de la fibre optique dans sa position à côté du neurone. Grâce à un logiciel de formation d&#39;image couplé à une caméra CCD, de capturer des images de la position de la fibre par rapport à la neuro-ciblen, en se concentrant sur ​​le plan du neurone d&#39;abord, puis sur le bord supérieur de la fibre optique (voir Figure 1). </li><li> Par analyse ultérieure des images résultantes (par exemple, les figures 1b et 1c), il est possible de déterminer avec précision Δ (la position du bord supérieur de la fibre optique par rapport au centre du neurone cible). Une fois que Δ est connu, des paramètres tels que la distance de la face d&#39;extrémité de fibre au neurone cible (le long de l&#39;axe de la fibre) z et le déplacement radial du neurone du centre de la poutre δ r peuvent être calculées à l&#39;aide des relations trigonométriques simples: z = r sin 2θ + Δ cos θ δ r = ((r cos 2θ - Δ sin θ) 2 + Ay 2) 1/2, Ay où est la distance entre l&#39;axe de la fibre et le centre du neurone en vue de dessus (par exemple SEe Figure 1). L&#39;analyse doit prendre en compte les variations de position de cellule en cellule, que la connaissance précise de ces paramètres de localisation peut être nécessaire pour résoudre les différences possibles entre les processus de stimulation 25. </li></ol></li></ol> 4. Les expériences de l&#39;INS <ol><li> Lors de l&#39;enregistrement des données électrophysiologiques dans les deux pince de courant ou des configurations de serrage de tension, exécutez le laser de stimulation dans les paramètres souhaités (par exemple la puissance, durée d&#39;impulsion, taux de redoublement, etc.) Avec notre laser, la puissance optique est commandée par une entrée directe de l&#39;émetteur laser et est spécifiée manuellement avant chaque enregistrement. Durée de l&#39;impulsion et le taux de répétition peuvent être commandés soit par un générateur de signal externe, ou le logiciel d&#39;acquisition de données (tel que décrit dans l&#39;étape 2.3.4). S&#39;assurer que les données sont enregistrées à la fois du canal de patch-clamp, et le canal de déclenchement de laser. </li></ol> Des impulsions laser avec des longueurs allantd&#39;environ 500 microsecondes à 15 msec et les énergies de ~ 0,25-5 mJ par impulsion céder généralement réponses électriques mesurables. Réglage de la fréquence de répétition des impulsions laser à 1 Hz ou moins peut être utile pour les premières expériences, car il permettra de minimiser les effets de ce paramètre. Les résultats typiques montrant la variation du signal enregistré sont présentés dans la section suivante.

<ol><li>Wells, J., Kao, C., Jansen, E. D., Konrad, P., Mahadevan-Jansen, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Application+of+infrared+light+for+in+vivo+neural+stimulation%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Biomedical+Optics%22%5BJournal%5D)">Application of infrared light for in vivo neural stimulation.</a> Journal of Biomedical Optics. 10, 064003(2005).</li>
<li>Richter, C. P., Matic, A. I., Wells, J. D., Jansen, E. D., Walsh, J. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Neural+stimulation+with+optical+radiation%5BTitle%5D)+AND+%22Laser+%26+Photonics+Reviews%22%5BJournal%5D)">Neural stimulation with optical radiation.</a> Laser & Photonics Reviews. 5, 68-80 (2011).</li>
<li>Kramer, R. H., Fortin, D. L., Trauner, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((New+photochemical+tools+for+controlling+neuronal+activity%5BTitle%5D)+AND+%22Current+Opinion+in+Neurobiology%22%5BJournal%5D)">New photochemical tools for controlling neuronal activity.</a> Current Opinion in Neurobiology. 19, 544-552 (2009).</li>
<li>Boyden, E. S., Zhang, F., Bamberg, E., Nagel, G., Deisseroth, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Millisecond-timescale+genetically+targeted+optical+control+of+neural+activity%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Neuroscience%22%5BJournal%5D)">Millisecond-timescale genetically targeted optical control of neural activity.</a> Nature Neuroscience. 8, 1263-1268 (2005).</li>
<li>Albert, E. S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Trpv4+channels+mediate+the+infrared+laser-evoked+response+in+sensory+neurons%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Neurophysiology%22%5BJournal%5D)">Trpv4 channels mediate the infrared laser-evoked response in sensory neurons.</a> Journal of Neurophysiology. 107, 3227-3234 (2012).</li>
<li>Wells, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Biophysical+mechanisms+of+transient+optical+stimulation+of+peripheral+nerve%5BTitle%5D)+AND+%22Biophysical+Journal%22%5BJournal%5D)">Biophysical mechanisms of transient optical stimulation of peripheral nerve.</a> Biophysical Journal. 93, 2567-2580 (2007).</li>
<li>Shapiro, M. G., Homma, K., Villarreal, S., Richter, C. -P., Bezanilla, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Infrared+light+excites+cells+by+changing+their+electrical+capacitance%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Communications%22%5BJournal%5D)">Infrared light excites cells by changing their electrical capacitance.</a> Nature Communications. 3, 736(2012).</li>
<li>Bec, J. -M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Characteristics+of+laser+stimulation+by+near+infrared+pulses+of+retinal+and+vestibular+primary+neurons%5BTitle%5D)+AND+%22Lasers+in+Surgery+and+Medicine%22%5BJournal%5D)">Characteristics of laser stimulation by near infrared pulses of retinal and vestibular primary neurons.</a> Lasers in Surgery and Medicine. 44, 736-745 (2012).</li>
<li>Dittami, G. M., Rajguru, S. M., Lasher, R. A., Hitchcock, R. W., Rabbitt, R. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Intracellular+calcium+transients+evoked+by+pulsed+infrared+radiation+in+neonatal+cardiomyocytes%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Physiology+%28London%29%22%5BJournal%5D)">Intracellular calcium transients evoked by pulsed infrared radiation in neonatal cardiomyocytes.</a> Journal of Physiology (London). 589, 1295-1306 (2011).</li>
<li>Izzo, A. D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Laser+stimulation+of+auditory+neurons%3A+Effect+of+shorter+pulse+duration+and+penetration+depth%5BTitle%5D)+AND+%22Biophysical+Journal%22%5BJournal%5D)">Laser stimulation of auditory neurons: Effect of shorter pulse duration and penetration depth.</a> Biophysical Journal. 94, 3159-3166 (2008).</li>
<li>Wells, J., Konrad, P., Kao, C., Jansen, E. D., Mahadevan-Jansen, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Pulsed+laser+versus+electrical+energy+for+peripheral+nerve+stimulation%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Neuroscience+Methods%22%5BJournal%5D)">Pulsed laser versus electrical energy for peripheral nerve stimulation.</a> Journal of Neuroscience Methods. 163, 326-337 (2007).</li>
<li>Teudt, I. U., Nevel, A. E., Izzo, A. D., Walsh, J. T., Richter, C. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Optical+stimulation+of+the+facial+nerve%3A+A+new+monitoring+technique%5BTitle%5D)+AND+%22Laryngoscope%22%5BJournal%5D)">Optical stimulation of the facial nerve: A new monitoring technique.</a> Laryngoscope. 117, 1641-1647 (2007).</li>
<li>Jenkins, M. W., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Optical+pacing+of+the+embryonic+heart%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Photonics%22%5BJournal%5D)">Optical pacing of the embryonic heart.</a> Nature Photonics. 4, 623-626 (2010).</li>
<li>Izzo, A. D., Richter, C. P., Jansen, E. D., Walsh, J. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Laser+stimulation+of+the+auditory+nerve%5BTitle%5D)+AND+%22Lasers+in+Surgery+and+Medicine%22%5BJournal%5D)">Laser stimulation of the auditory nerve.</a> Lasers in Surgery and Medicine. 38, 745-753 (2006).</li>
<li>Izzo, A. D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Selectivity+of+neural+stimulation+in+the+auditory+system%3A+A+comparison+of+optic+and+electric+stimuli%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Biomed.+Opt%22%5BJournal%5D)">Selectivity of neural stimulation in the auditory system: A comparison of optic and electric stimuli.</a> J. Biomed. Opt. 12, 021008(2007).</li>
<li>Richter, C. P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Optical+stimulation+of+auditory+neurons%3A+Effects+of+acute+and+chronic+deafening%5BTitle%5D)+AND+%22Hearing+Research%22%5BJournal%5D)">Optical stimulation of auditory neurons: Effects of acute and chronic deafening.</a> Hearing Research. 242, 42-51 (2008).</li>
<li>Littlefield, P. D., Vujanovic, I., Mundi, J., Matic, A. I., Richter, C. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Laser+stimulation+of+single+auditory+nerve+fibers%5BTitle%5D)+AND+%22Laryngoscope%22%5BJournal%5D)">Laser stimulation of single auditory nerve fibers.</a> Laryngoscope. 120, 2071-2082 (2010).</li>
<li>Izzo, A. D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Optical+parameter+variability+in+laser+nerve+stimulation%3A+A+study+of+pulse+duration%2C+repetition+rate%2C+and+wavelength%5BTitle%5D)+AND+%22IEEE+Transactions+on+Biomedical+Engineering%22%5BJournal%5D)">Optical parameter variability in laser nerve stimulation: A study of pulse duration, repetition rate, and wavelength.</a> IEEE Transactions on Biomedical Engineering. 54, 1108-1114 (2007).</li>
<li>Sakmann, B., Neher, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Patch+clamp+techniques+for+studying+ionic+channels+in+excitable-membranes%5BTitle%5D)+AND+%22Annual+Review+of+Physiology%22%5BJournal%5D)">Patch clamp techniques for studying ionic channels in excitable-membranes.</a> Annual Review of Physiology. 46, 455-472 (1984).</li>
<li>Needham, K., Nayagam, B. A., Minter, R. L., O'Leary, S. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Combined+application+of+brain-derived+neurotrophic+factor+and+neurotrophin-3+and+its+impact+on+spiral+ganglion+neuron+firing+properties+and+hyperpolarization-activated+currents%5BTitle%5D)+AND+%22Hearing+Research%22%5BJournal%5D)">Combined application of brain-derived neurotrophic factor and neurotrophin-3 and its impact on spiral ganglion neuron firing properties and hyperpolarization-activated currents.</a> Hearing Research. 291, 1-14 (2012).</li>
<li>Coleman, B., Fallon, J. B., Pettingill, L. N., de Silva, M. G., Shepherd, R. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Auditory+hair+cell+explant+co-cultures+promote+the+differentiation+of+stem+cells+into+bipolar+neurons%5BTitle%5D)+AND+%22Experimental+Cell+Research%22%5BJournal%5D)">Auditory hair cell explant co-cultures promote the differentiation of stem cells into bipolar neurons.</a> Experimental Cell Research. 313, 232-243 (2007).</li>
<li>Whitlon, D. S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Survival+and+morphology+of+auditory+neurons+in+dissociated+cultures+of+newborn+mouse+spiral+ganglion%5BTitle%5D)+AND+%22Neuroscience%22%5BJournal%5D)">Survival and morphology of auditory neurons in dissociated cultures of newborn mouse spiral ganglion.</a> Neuroscience. 138, 653-662 (1016).</li>
<li>Vieira, M., Christensen, B. L., Wheeler, B. C., Feng, A. S., Kollmar, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Survival+and+stimulation+of+neurite+outgrowth+in+a+serum-free+culture+of+spiral+ganglion+neurons+from+adult+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Hearing+Research%22%5BJournal%5D)">Survival and stimulation of neurite outgrowth in a serum-free culture of spiral ganglion neurons from adult mice.</a> Hearing Research. 230, 17-23 (2007).</li>
<li>Parker, M., Brugeaud, A., Edge, A. S. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Primary+culture+and+plasmid+electroporation+of+the+murine+organ+of+corti%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Vis.+Exp%22%5BJournal%5D)">Primary culture and plasmid electroporation of the murine organ of corti.</a> J. Vis. Exp. (36), e1685(2010).</li>
<li>Thompson, A. C., Wade, S. A., Brown, W. G. A., Stoddart, P. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Modeling+of+light+absorption+in+tissue+during+infrared+neural+stimulation%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Biomedical+Optics%22%5BJournal%5D)">Modeling of light absorption in tissue during infrared neural stimulation.</a> Journal of Biomedical Optics. 17, 075002(2012).</li>
<li>Snyder, A. W., Love, J. D. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aSnyder%2C+AW+%22Optical+Waveguide+Theory%22">Optical Waveguide Theory</a>. , Chapman and Hall. (1983).</li>
<li>Thompson, A. C., Wade, S. A., Cadusch, P. J., Brown, W. G. A., Stoddart, P. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Modelling+of+the+temporal+effects+of+heating+during+infrared+neural+stimulation%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Biomed.+Opt%22%5BJournal%5D)">Modelling of the temporal effects of heating during infrared neural stimulation.</a> J. Biomed. Opt. 18, 035004-0310 (2013).</li>
<li>Yao, J., Liu, B. Y., Qin, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Rapid+temperature+jump+by+infrared+diode+laser+irradiation+for+patch-clamp+studies%5BTitle%5D)+AND+%22Biophysical+Journal%22%5BJournal%5D)">Rapid temperature jump by infrared diode laser irradiation for patch-clamp studies.</a> Biophysical Journal. 96, 3611-3619 (2009).</li>
</ol>

Les auteurs n&#39;ont rien à révéler.

En utilisant les protocoles décrits dans le présent document, il est possible d&#39;extraire et de la culture des neurones du ganglion spiral et d&#39;enquêter sur l&#39;activité électrique au laser évoqué en effectuant ensemble des expériences de patch-clamp de la cellule. Lorsqu&#39;ils sont utilisés in vitro, la technique de patch-clamp offre un niveau de contrôle sur les paramètres expérimentaux qui n&#39;est pas réalisable in vivo. les paramètres de stimulation de laser tels que la longueur d&#39;...

Les domaines de la neurophysiologie et la bionique s&#39;appuient fortement sur les techniques qui permettent une stimulation contrôlable des réponses électriques dans le tissu neural. Alors que la stimulation électrique reste l&#39;étalon-or en excitation nerveuse, elle souffre d&#39;un certain nombre d&#39;inconvénients tels que la présence d&#39;artefacts de stimulation lors de l&#39;enregistrement des réponses neuronales, et un manque de spécificité de la stimulation due à la propagation du courant dans les tissus environnants 1. Les deux dernières décennies ont vu le développement des techniques de stimulation optiquement médiation 2. Plusieurs de ces techniques nécessitent la modification du tissu cible, soit par l&#39;ajout d&#39;une molécule particulière (molécules par exemple en cage) 3 ou une certaine forme de manipulation génétique (par exemple optogenetics) 4, qui ne sont faciles à appliquer en dehors d&#39;un contexte de recherche. Un intérêt particulier est donc stimulation neurale infrarouge (INS), wherebY tissu neural est excité par une lumière laser infrarouge pulsé. INS a le potentiel pour surmonter bon nombre des lacunes de la stimulation électrique en permettant, stimulation sans contact très spécifique du tissu neural 2. Cependant, alors que l&#39;INS a été démontrée avec succès dans une variété de paramètres in vivo, le mécanisme précis de l&#39;excitation reste incertain. Quelques publications récentes ont montré les progrès vers la découverte du mécanisme derrière INS 5-7. Chauffage rapide due à l&#39;absorption de la lumière laser par l&#39;eau semble jouer un rôle clé. Cependant, au-delà de ce consensus n&#39;a pas encore été atteint. Shapiro et al. 7 proposer un mécanisme très général selon lequel le chauffage rapide provoque une perturbation de la distribution des particules chargées adjacentes à la membrane de la cellule, ce qui conduit à un changement de la capacitance de la membrane cellulaire et la dépolarisation ultérieure. En outre, Albert et al. 5 affirment que laser chauffage induite active une classe spécifique de température des canaux ioniques sensibles (récepteur transitoire des canaux vanilloïde potentiels), ce qui permet aux ions de passer à travers la membrane cellulaire. A ce stade, il est difficile de savoir comment ces mécanismes se combinent, ou bien si il ya d&#39;autres facteurs qui n&#39;ont pas encore été identifiés. Bien qu&#39;un petit nombre de publications (références 5,7-9) ont étudié INS in vitro, la grande majorité des travaux publiés dans ce domaine a été réalisée in vivo (par exemple, les références 1,6,10-18). Stimulation infrarouge de neurones auditifs a été un domaine d&#39;intérêt particulier, en raison des applications potentielles dans les implants cochléaires 10,14-18. Bien que des expériences in vivo sont importantes pour vérifier l&#39;efficacité de la technique dans divers milieux, l&#39;augmentation du niveau de contrôle offert par des études in vitro devrait conduire à une compréhension plus détaillée de la mécaniquenisme responsable de l&#39;INS. Ce rapport décrit la préparation de cultures de neurones du ganglion spiral pour les enquêtes de patch-clamp, car ils peuvent être utilisés pour étudier les mécanismes fondamentaux tout en reliant à la grande quantité de données existantes du système auditif. La technique de patch-clamp est un excellent outil pour les enquêtes sur les phénomènes électrophysiologiques, en fournissant un moyen d&#39;enregistrer l&#39;activité électrique des cellules individuelles et d&#39;étudier la contribution des courants sous-jacents individuels 19. Lorsque cette technique est appliquée à une écurie préparation in vitro de neurones primaires, telles que les neurones du ganglion spiral culture, il offre la possibilité d&#39;étudier en profondeur les mécanismes par lesquels l&#39;activité neuronale est contrôlée et manipulée. Les protocoles définis dans cette oeuvre les méthodes de contour pour étudier l&#39;effet de la stimulation laser sur les propriétés électriques des neurones du ganglion spiral par patch clampenregistrements. L&#39;approche est basée sur un laser à fibre couplée au lieu d&#39;un laser en espace libre, ce qui permet le fonctionnement sûr et plus facile et plus reproductible alignement sans avoir à modifier la configuration du microscope standard. Sur la base de ces protocoles, il devrait être possible de procéder à un large éventail d&#39;expériences afin de déterminer plus clairement le ou les mécanismes derrière INS.

<table><tbody><tr><td colspan="4">Matériaux et équipement de culture cellulaire </td></tr><tr><td>Lambeaux en verre</td><td>Lomb Scientific</td><td>CSC 10 1 GP</td><td></td></tr><tr><td>4-ring cell culture dish </td><td>VWR International</td><td>82050-542</td><td></td></tr><tr><td>Poly-L-ornithine solution</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>P4957</td><td></td></tr><tr><td>Laminin</td><td>Invitrogen</td><td>23017-015</td><td></td></tr><tr><td>Curved pince</td><td>WPI</td><td>14101</td><td>Dumont #5 pince à épiler (pointe inclinée 45&deg)</td></tr><tr><td>CO2</td><td>Incubateur ThermoScientific</td><td>Heracell 150i</td><td></td></tr><tr><td colspan="4">Table 1. Matériel et équipement de culture cellulaire.</td></tr><tr><td colspan="4">Neurobasal media</td></tr><tr><td>Neurobasal A</td><td>Gibco</td><td>10888-022</td><td></td></tr><tr><td>N-2 supplément</td><td>Invitrogen</td><td>17502-048</td><td></td></tr><tr><td>B27 supplément sans sérum</td><td>Invitrogen</td><td>17504-044</td><td></td></tr><tr><td>Pénicilline-streptomycine</td><td>Invitrogen</td><td>15140-148</td><td></td></tr><tr><td>L-Glutamine</td><td>Invitrogen</td><td>25030-149</td><td></td></tr><tr><td>Solution intracellulaire</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Chlorure de potassium</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>P4504</td><td></td></tr><tr><td>HEPES</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>H4034</td><td></td></tr><tr><td>D-gluconate de potassium</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>G4500</td><td></td></tr><tr><td>EGTA</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>E3889</td><td></td></tr><tr><td>Na2ATP</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>A2383</td><td></td></tr><tr><td>MgATP</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>A9187</td><td></td></tr><tr><td>NaGTP</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>G8877</td><td></td></tr><tr><td>Hydroxyde de potassium</td><td>LabServ</td><td>BSPPL738.500</td><td></td></tr><tr><td>Saccharose</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>S8501</td><td></td></tr><tr><td colspan="4"> Solution extracellulaire </forte> </td></tr><tr><td>Chlorure</td><td>de sodium Sigma-Aldrich</td><td>310166</td><td></td></tr><tr><td>Chlorure de potassium</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>P4504</td><td></td></tr><tr><td>HEPES</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>H4034</td><td></td></tr><tr><td>Chlorure de calcium</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>383147</td><td></td></tr><tr><td>Chlorure de magnésium</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>M8266</td><td></td></tr><tr><td>D-Glucose</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>G8270</td><td></td></tr><tr><td>Hydroxyde de sodium</td><td>LabServ</td><td>BSPSL740.500</td><td></td></tr><tr><td>Saccharose</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>S8501</td><td></td></tr><tr><td colspan="4">Tableau 2. Solutions pour la culture cellulaire et le patch clamp. a) Milieux neurobasaux. b) Solution intracellulaire. c) Solution extracellulaire.</td></tr><tr><td>Microscope droit</td><td>Zeiss</td><td>AxioExaminerD1</td><td>Équipé </td></tr><tr><td>d’un objectif à immersion dans l’eau à contraste</td> Dodt <td>Zeiss</td><td>W Plan-APOCHROMAT 40x/0.75</td><td></td></tr><tr><td>Plate-forme et platine X-Y </td><td>ThorLabs</td><td>Burleigh Gibraltar</td><td></td></tr><tr><td>Chambre d’enregistrement</td><td>Warner Instruments</td><td>RC-26G</td><td></td></tr><tr><td>Table d’isolation des vibrations</td><td>TMC</td><td>Micro-g 63-532</td><td></td></tr><tr><td>Caméra CCD</td><td>Instruments de diagnostic</td><td>RT1200</td><td></td></tr><tr><td>Logiciel de caméra</td><td>Instruments de diagnostic</td><td>SPOT Basic</td><td></td></tr><tr><td>Chauffage de solution en ligne</td><td>Warner</td><td>SH-27B</td><td></td></tr><tr><td>Contrôleur de température</td><td>Warner</td><td>TC-324B</td><td></td></tr><tr><td>Amplificateur de patch Devices</td><td>Molecular Devices</td><td>Multiclamp 700B</td><td></td></tr><tr><td>Patch clamp système d’acquisition de données</td><td>Molecular Devices</td><td>Digidata 1440A</td><td></td></tr><tr><td>Micromanipulateur</td><td>Sutter Instruments</td><td>MPC-325</td><td></td></tr><tr><td>Micropipette en verre</td><td>Sutter Instruments</td><td>GBF100-58-15</td><td>Verre borosilicaté avec filament</td></tr><tr><td>Extracteur de micropipettes</td><td>Sutter Instruments</td><td>P2000</td><td></td></tr><tr><td>Logiciel d’enregistrement</td><td>AxoGraph</td><td></td><td>Lab pack et outils d’électrophysiologie</td></tr><tr><td>Flacon aspirateur</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>CLS12201L</td><td>1 L Flacon aspirateur en Pyrex, avec sortie pour tube</td></tr><tr><td>PE Tubing</td><td>Harvard</td><td>PolyE #340</td><td></td></tr><tr><td>Pompe péristaltique Masterflex</td><td>Cole-Parmer</td><td>HV-07554-85</td><td></td></tr><tr><td colspan="4">Table 3.Équipement de pince de patchage.</td></tr><tr><td>1,870 nm diode laser</td><td>Optotech</td><td></td><td></td></tr><tr><td>200/220 &mu ; Cordon de raccordement à fibre optique multimode de diamètre m (FC/PC)</td><td>AFW Technologies</td><td>MM1-FC2-200/220-5-C-0.22</td><td>Fibre optique à diffusion de lumière, noyau et gaine de silice, 0,22 NA</td></tr><tr><td>Connecteur traversant de fibre optique (FC/PC)</td><td>Thorlabs</td><td>ADAFC2</td><td></td></tr><tr><td>Couperet à fibre optique</td><td>EREM</td><td>FO1</td><td></td></tr><tr><td>Outil de dénudage de fibre optique (0,25 - 0,6 mm) </td><td>Siemens</td><td></td><td>Pour retirer la gaine de fibre optique</td></tr><tr><td>Outil de dénudage de fibre optique (0,6 - 1,0 mm)</td><td>Siemens</td><td></td><td>Pour enlever le revêtement extérieur du cordon de raccordement</td></tr><tr><td>Générateur</td><td></td><td></td> de signaux <td>Tout générateur de signal capable de produire les formes d’impulsion nécessaires et capable d’être déclenché de l’extérieur</td></tr><tr><td>Positionneur</td><td></td><td></td> de fibre optique <td>Positionneur sur mesure. Pourrait être remplacé par un micropositionneur standard utilisé pour les expériences de patch clamp</td></tr><tr><td>Mandrin à fibre optique</td><td>Newport</td><td>FPH-DJ</td><td></td></tr><tr><td>Wattmètre laser et tête de détection</td><td></td><td>Coherent FieldMate (wattmètre) avec LM-3 (tête de détection)</td><td></td></tr><tr><td colspan="4">Tableau 4. Équipement laser.</td></tr></tbody></table>

whole patch clamp cellulaire pour étudier les mécanismes de la stimulation neurale infrarouge

Whole Cell Patch Clamp for Investigating the Mechanisms of Infrared Neural Stimulation

Il a été démontré ces dernières années que la lumière laser pulsée, infrarouge peut être utilisé pour obtenir des réponses électriques dans le tissu neural, indépendante de toute autre modification du tissu cible. Stimulation neurale infrarouge a été rapporté dans une variété de tissu nerveux périphérique et sensorielle in vivo, avec un intérêt particulier représenté sur la stimulation de neurones dans le nerf auditif. Cependant, alors que l&#39;INS a été montré à travailler dans ces milieux, le mécanisme (ou mécanismes) par lequel la lumière infrarouge provoque une excitation neuronale n&#39;est actuellement pas bien compris. Le protocole présenté ici décrit une méthode de patch-clamp de la cellule entière conçue pour faciliter l&#39;enquête de stimulation neurale infrarouge dans des cultures de neurones auditifs primaires. En caractérisant parfaitement la réponse de ces cellules à illumination laser infrarouge in vitro dans des conditions contrôlées, il peut être possible d&#39;obtenir une meilleure compréhension de la physica fondamentalel et processus biochimiques sous-jacents stimulation neurale infrarouge.

des neurones du ganglion spiral réagissent à une illumination laser avec répétable formes d&#39;onde en tant voltage-clamp et des configurations d&#39;enregistrement courant-clamp. figure 3a montre l&#39;évolution typique de la circulation du courant à travers une membrane cellulaire en réponse à un 2,5 ms, 0,8 mJ impulsion laser (réponse moyenne à partir de 6 impulsions laser, répétée à intervalle de 1 sec) avec le potentiel de membrane maintenue à -70 mV, -60 mV et -50 mV. Courants entrants nets sont ...

La stimulation du nerf infrarouge a été proposé comme alternative à une stimulation électrique dans une gamme de types nerveuses, y compris ceux qui sont associés avec le système auditif. Ce protocole décrit une méthode de patch-clamp pour l&#39;étude du mécanisme de la stimulation du nerf infrarouge dans une culture de neurones auditifs primaires.

Whole Patch Clamp cellulaire pour étudier les mécanismes de la stimulation neurale infrarouge

It has been  demonstrated in recent years that pulsed, infrared laser light can be used to  elicit electrical responses in neural tissue, independent of ...

L'objectif général de l'expérience suivante est de produire un système modèle permettant d'étudier les effets de l'illumination par laser infrarouge sur des neurones auditifs in vitro. Cela est réalisé par enregistrement en configuration tout-cellule, sur des neurones auditifs en culture, afin d'explorer leurs caractéristiques électriques. Ensuite, l'exposition des neurones à un rayonnement laser peut induire des réponses électriques dans la cellule exposée, qui peuvent être mesurées à l'aide d'un dispositif d'enregistrement en configuration tout-cellule.Les paramètres d'illumination et les variables environnementales peuvent ensuite être modifiés afin d'observer leurs effets sur les réponses électriques induites par le laser. Les neurones auditifs exposés à la lumière laser présenteront une activité électrique répétable en réponse à chaque impulsion laser, en vue d'une analyse ultérieure. Cette méthode peut aider à répondre à des questions essentielles concernant les mécanismes sous-jacents à la stimulation infrarouge des neurones du ganglion spiral.Bien que cette méthode puisse fournir des informations sur la stimulation infrarouge des cellules ganglionnaires spirales spécifiquement, elle peut également être étendue à d'autres types cellulaires ou à des modèles simplifiés tels que des bicouches lipidiques afin de mieux élucider les processus physiques impliqués. La démonstration visuelle de cette méthode est essentielle pour garantir un positionnement précis de la fibre optique de délivrance de lumière, car l'exposition à la radiance résultante constitue un paramètre critique. Ont préparé des micro-pipettes d'enregistrement ayant une résistance de deux à six mégohms. Elles peuvent être tirées à partir de verre silicate borosilicaté à l’aide d’un tireur laser au CO2.Préparez le laser à couplage par fibre. Une grande variété de fibres optiques peut être utilisée. Couper une fibre en configuration de cordon de raccordement équipée de connecteurs FCPC en deux permet d'obtenir deux tronçons de fibre, chacun possédant un connecteur à une extrémité et une fibre exposée à l'autre extrémité.Il s'agit des embouts de fibre. Préparez l'extrémité de l'ours d'un embout en retirant la gaine de la fibre, en nettoyant avec de l'éthanol et en clivant à l'aide d'un outil approprié sous un microscope. Vérifiez que l'extrémité est perpendiculaire à l'axe de la fibre et qu'elle apparaît plane.Reliez l'autre extrémité du cordon de fibre à la sortie du laser de stimulation à l'aide d'un connecteur passant approprié, si nécessaire. À ce stade, veillez toujours à mesurer la puissance laser en sortie provenant de la fibre. Effectuez cette vérification après toute manipulation supplémentaire de la pointe.Insérez maintenant la fibre dans un mandrin et fixez le mandrin au micro-positionneur approprié. Ensuite, déterminez l'angle que forme la fibre optique avec un couvre-objet. Prenez une photographie du dispositif et calculez l'angle à l'aide d'ImageJ. Maintenant, fixez les connexions qui synchronisent le laser avec le système d'acquisition de données du patch-clamp.La sortie numérique du système d'acquisition de données du patch-clamp doit être reliée au laser via un générateur de fonctions externe, ce qui permet de définir les paramètres des impulsions laser indépendamment du système d'acquisition de données. Le signal utilisé pour déclencher le laser doit être renvoyé vers une entrée du système d'acquisition de données afin de garantir que le moment et la durée des impulsions laser soient enregistrés simultanément avec le signal électrophysiologique. Réglez le débit du système de perfusion entre un et deux millilitres par minute. Un système alimenté par gravité, équipé d'un chauffage en ligne pour chauffer rapidement la solution et d'une pompe péristaltique pour évacuer la solution usagée par aspiration, fonctionnera bien. Placez une lame couvre-objet contenant des cellules en culture dans la chambre d'enregistrement d'un microscope droit muni d'un objectif à immersion dans l'eau à fort grossissement et de contraste de phase, puis localisez un neurone du ganglion spiral.Un neurone typique du ganglion spiral présente une apparence brillante, ronde, et mesure environ 15 micromètres de diamètre, avec un noyau bien visible. Une fois qu'un neurone approprié a été localisé, passez à un objectif de plus faible grossissement et repérez le neurone cible. Utilisez ensuite le micropositionneur pour déplacer la fibre optique jusqu'à ce que son extrémité soit proche du neurone cible dans les plans horizontal et vertical.Revenez à l'objectif de forte augmentation et positionnez l'extrémité de la fibre optique à l'endroit prévu, à côté du neurone. Lorsque vous ajustez la position verticale de la fibre, il est important que le bord inférieur de la fibre repose sur le rebord du couvre-objet. Afin de minimiser l'incertitude quant à la position de la fibre, le point de contact peut être identifié à partir d'indices visuels présents sur l'image du microscope.Une fois la fibre en position, la déplacer d'une distance connue le long de son axe longitudinal afin de ne pas perturber le positionnement de la micropipette. La micropipette doit être remplie de solution intracellulaire et solidement fixée en place sur le porte-électrode de l'amplificateur. À l'aide d'un tube relié au côté du porte-électrode micrométrique, appliquer une faible pression positive pour éviter l'obstruction de la micropipette.À l’aide d’un micromanipulateur, placer la micropipette en position juste au-dessus du neurone cible et procéder à la formation d’un scellement gigaohm. Enregistrer la capacité membranaire, la résistance en série et la résistance d’entrée déterminées à partir de la courbe exponentielle ajustée au courant, pendant l’impulsion de test de scellement.Minimisez le transitoire de capacité en ajustant les commandes CP rapide et CP lente sur l'amplificateur. Puis, passez l'amplificateur en mode cellule entière et modifiez la compensation de capacité et de résistance jusqu'à l'observation d'un courant plat durant le test d'étanchéité (SEAL). Ensuite, appliquez une compensation de résistance en série avec une correction d'environ 70 % et une prédiction de 70 %, en ajustant les commandes de compensation de capacité et de résistance afin de maintenir une réponse plate lors du test d'étanchéité.Ensuite, passez l'amplificateur en mode de blocage de courant. Notez le potentiel de membrane au repos en l'absence d'injection de courant. Réglez maintenant un courant de maintien afin de stabiliser le potentiel de membrane au niveau souhaité.Neutralisez la capacité de la pipette et ajustez l'équilibre du pont pour compenser la chute de tension. Vérifiez les propriétés de décharge du neurone en appliquant un courant dépolarisant. À ce stade, replacez la fibre optique à proximité du neurone à l’aide d’un logiciel d’imagerie couplé à une caméra CCD, en capturant d’abord des images focalisées sur le plan du neurone, puis sur le bord supérieur de la fibre optique.Analyser les images afin de déterminer la valeur delta, qui correspond à la position du bord supérieur de la fibre optique par rapport au centre du neurone cible. Il est très important de connaître précisément la position de la fibre optique, car l'énergie par unité de surface, ou exposition à la radiance, délivrée à la cellule cible constitue un paramètre essentiel pour la stimulation neuronale infrarouge, et celle-ci peut être fortement influencée par la position de la fibre par rapport à la cellule.La puissance optique de ce laser est contrôlée par ordinateur via une entrée directe sur le laser et peut être définie manuellement avant chaque enregistrement. La durée des impulsions et la fréquence de répétition peuvent être réglées à l’aide du générateur de fonctions, comme décrit précédemment ; veillez à enregistrer les données à la fois à partir du canal de patch-clamp et du canal de déclenchement du laser, avec des impulsions laser de demi-millisecondes à 15 millisecondes, comprises entre 0,25 et cinq millijoules. Ces paramètres produisent généralement des réponses électriques mesurables. Initialement.Il peut être utile de régler la fréquence de répétition des impulsions laser à un hertz ou moins afin de minimiser les effets indésirables. Une fois tous les paramètres du laser définis, procéder à la collecte des données.Les neurones du ganglion spiral répondent à l'illumination laser par des formes d'onde répétables, tant en configuration d'enregistrement en clampage de tension qu'en clampage de courant, en réponse à des impulsions laser de 2,5 millisecondes et de 0,8 millijoules. Une cellule typique produit un courant net entrant à divers potentiels de maintien. Les enregistrements en clampage de courant montrent une dépolarisation membranaire stable tout au long de ces impulsions laser, suivie d'une décroissance approximativement exponentielle vers le potentiel membranaire de repos après l'impulsion.Dans certains cas, une petite dépolarisation membranaire supplémentaire peut également suivre l'impulsion laser. Une illumination avec une énergie excessive ou une exposition à une forte augmentation de température peut entraîner des dommages cellulaires, observés par une détérioration des propriétés électriques de la cellule ou par une mort cellulaire instantanée. En suivant cette procédure, divers paramètres environnementaux, tels que la température de la solution ou des facteurs chimiques, peuvent être modifiés afin d'évaluer leur effet sur l'activité électrique induite par le laser.N'oubliez pas que le travail avec des lasers peut présenter des dangers et que des précautions de sécurité standard doivent être mises en place. Celles-ci incluent l'utilisation de lunettes de protection contre les lasers, des panneaux d'avertissement, ainsi que la vérification que le faisceau n'intersecte pas accidentellement des surfaces hautement réfléchissantes.

whole-cell-patch-clamp-for-investigating-mechanisms-infrared-neural

Research

Recherche

JoVE Journal

Neuroscience

Neurosciences

Ce protocole décrit une technique appelée électrophysiologie par patch clamp à cellules entières, qui est une méthode pour étudier les propriétés électriques des neurones de Mauthner et d’autres cellules réticulospinales dans les embryons de poisson-zèbre.

Électrophysiologie par patch clamp de cellules entières : une méthode pour étudier les propriétés électriques des neurones

La vidéo présente un protocole pour étudier les interactions synaptiques et les réponses neuronales dans une tranche de cerveau d’hippocampe de souris transfectée. Il s’agit d’éclairer des neurones sensoriels à longue portée pour déclencher des potentiels d’action et d’enregistrer les potentiels post-synaptiques excitateurs qui en résultent dans le neurone enregistré à l’aide de la technique du patch-clamp à cellules entières.

photostimulation et enregistrements de neurones dans des tranches d’hippocampe de souris

Cette vidéo présente la technique du patch-clamp pour mesurer les courants ioniques dans les corps cellulaires sensoriels des neurones de l’oreille interne. Il détaille la préparation et l’utilisation d’une pipette polie remplie d’une solution interne contenant de l’amphotéricine B, qui perfore la membrane pour permettre le mouvement des ions tout en préservant les conditions intracellulaires. Des impulsions de tension sont appliquées pour déclencher et enregistrer l’activité des canaux...

Enregistrements perforés de corps cellulaires sensoriels de neurones sensoriels de l’oreille interne

Cette vidéo démontre l'examen de l'excitabilité sensorielle des neurones dans les ganglions de la racine dorsale à l'aide de la technique du patch clamp pour mesurer la rhéobase et le potentiel membranaire, en analysant les réponses des neurones aux injections de courant incrémentielles.

Enregistrements de patch-clamp de cellules entières sur des ganglions radiculaires dorsaux de rat intacts

Décrit ici est un procédé d'obtention de longues étendues de l'enregistrement en cours d'un canal ionique avec la technique de patch-clamp cellule attachée. Cette méthode permet d'observer, en temps réel, le modèle de conformations ouverture-fermeture de canal qui sous-tendent le signal biologique. Ces données renseignent sur les propriétés du canal dans les membranes biologiques intactes.

Un canal cellulaire attaché patch-clamp enregistrement

Réseaux corticaux sont contrôlés par un petit, mais diversifié ensemble des interneurones inhibiteurs. Exploration fonctionnelle des interneurones nécessite donc l'enregistrement ciblée et identification rigoureuse. Décrit ici est une approche combinée impliquant des enregistrements de cellules entières de paires simples ou synapses de neurones couplés avec marquage intracellulaire, post-hoc morphologique et l'analyse immunocytochimique.

De cellules entières de patch-clamp enregistrements de Morphologically- et interneurones hippocampiques neurochemically identifiés

Ce protocole décrit les étapes de procédure de base pour effectuer des cellules entières enregistrements de patch-clamp. Cette technique permet l'étude du comportement électrique des neurones, et lorsqu'elle est effectuée dans des tranches de cerveau, permet d'évaluer les différentes fonctions de neurones à partir de neurones qui sont encore intégrés dans des circuits du cerveau relativement bien conservées.

Recordings cellules entières Patch-clamp en tranches cérébrales

Ce protocole montre comment effectuer des cellules entières d'enregistrement patch clamp sur les neurones de la rétine à partir d'une préparation plate-montage.

Patch Clamp Enregistrement de cellules amacrines Starburst dans un plat de montage Préparation de Deafferentated Souris Retina

La technique du patch clamp tranche est une méthode efficace pour analyser les changements induits par l’apprentissage dans les propriétés intrinsèques et la plasticité des synapses excitatrices ou inhibitrices.

Tranche Patch Clamp Technique d’analyse de plasticité induite par l’apprentissage

Ce protocole décrit comment mener des expériences automatiques de fixation de patch guidées par image à l'aide d'un système récemment développé pour un équipement d'électrophysiologie standard in vitro .

Application de la pincée de patch automatisée guidée par image pour l&#39;étude des neurones dans les tranches de cerveau

Découvrez la technique de patch clamp cellulaire pour étudier la stimulation neuronale infrarouge sur des neurones auditifs primaires en culture. Cette méthode permet d'analyser les réponses électriques induites par laser.

Whole Patch Clamp cellulaire pour étudier les mécanismes de la stimulation neurale infrarouge

Explorer plus de vidéos