Name: Transplantation dans la chambre antérieure de loeil pour longitudinale, non-invasive In vivo Imagerie avec une seule cellule de résolution en temps réel (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2013-03-10T14:00:00.000+00:00
Duration: 5 min 54 s
Description: Découvrez la transplantation d'îlots pancréatiques dans la chambre antérieure de l'œil de souris pour une imagerie longitudinale non invasive. Cette méthode permet le suivi en temps réel avec résolution cellulaire.

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Nous reconnaissons les Drs. Camillo Ricordi, Antonello Pileggi, R. Damaris Molano, Stephan Speier et Daniel Nyqvist pour des discussions fructueuses. Nous remercions également Eleut Hernandez et Diego Espinosa-Heidmann pour l&#39;assistance technique, et Mike Valdes et Margaret Formoso de l&#39;aide pour l&#39;enregistrement vidéo. Byron Maldonado a enregistré, édité et produit la vidéo finale. Soutien à la recherche a été fourni par la Fondation Diabetes Research Institute ( <a href="http://www.DiabetesResearch.org" target="_blank">www.DiabetesResearch.org</a> ), le NIH / NIDDK / NIAID (F32DK083226 à MHA; NIH RO3DK075487 à AC; U01DK089538 à PO.B.). Soutien additionnel à la recherche PO.B a été fournie par des fonds provenant du Karolinska Institutet, le Conseil de recherche suédois, la Fondation du diabète suédois, la famille Erling Persson-Foundation, la famille Knut et Alice Wallenberg Foundation, le Skandia Insurance Company Ltd, VIBRANT ( FP7-228933-2), le Programme stratégique de recherche sur le diabète au Karolinska institutet, la Fondation Novo Nordisk, et la Fondation Berth von Kantzow l&#39;.

La procédure suivante est réalisée dans le stéréoscope en 2 étapes, la première étape consiste à charger les îlots dans la canule et la seconde étape est la transplantation réelle dans l&#39;ACE. Toutes les procédures effectuées sur des animaux ont été approuvés par les soins des animaux des établissements et des comités utilisation (IACUC) de l&#39;Université de Miami. 1. Chargement en îlots Canule destinés à la transplantation <ol><li> Centre des îlots en boîte de culture en faisant tourner le plat dans les milieux rétrécissement. </li><li> Débrancher le canule du «réservoir» et placer la canule et tubulure de raccordement sur une surface propre. Le réservoir peut être faite de pointe de 300 ul pipette jetable en plastique sans filtre (figure 1a). </li><li> Rincer les bulles d&#39;air hors du réservoir pour assurer flux continu d&#39;îlots lors de l&#39;aspiration dans le réservoir. Rinçage du réservoir se fait en faisant avancer le mains-libres motorisée pousse-seringue à l&#39;aide de la pédale(Figure 1b, c). Cela permettra également de libérer de l&#39;espace dans la seringue pour permettre l&#39;aspiration des îlots dans le réservoir (pré-chargé avec une solution stérile de sérum physiologique tels que les médias, la culture ou PBS). </li><li> Aspirer la quantité désirée d&#39;îlots dans le réservoir. Îlots aura tendance à tourbillonner comme ils entrer dans le réservoir et restera ensemble vers le bas. L&#39;aspiration se fait par l&#39;arrière du volant moteur pousse-seringue à l&#39;aide de la pédale. </li><li> Reconnecter la canule dans le réservoir par l&#39;intermédiaire de la tubulure de raccordement. </li><li> Placer la pointe de la canule de retour dans la boîte de culture et la vidange des îlots sur le réservoir dans le tube puis dans la canule. Assurez-vous que les îlots restent ensemble que vous sauvegardez-remplir la tubulure / canule en douceur &quot;pichenette&quot; (taraudage) du tube (figure 1d). Arrêter, avant ou après que toutes les bulles d&#39;air avant de les îlots sont évacués de la canule. En cas de doute, arrêtez-vous îlots entre l&#39;arrière de la canule que l&#39;air restebulles qui viennent d&#39;îlots peut aider à prévenir le reflux (reflux) des îlots de l&#39;ACE. Permettra de dissiper la nuit. </li><li> A ce stade, vous êtes prêt à injecter des îlots dans le ACE (s&#39;il vous plaît voir les prochaines étapes). </li></ol> 2. Transplantation d&#39;îlots dans la chambre antérieure de l&#39;oeil <ol><li> Positionnez la souris anesthésiée sur un tapis chaud sous stéréoscope. </li><li> Placez le museau de la souris dans l&#39;anesthésie &quot;masque&quot; connecté à l&#39;oxygène / machine anesthésie à l&#39;isoflurane. Le masque est réalisé en une matière plastique de 1 ml embout de pipette jetable (sans filtre) et relié à un tube d&#39;anesthésie par l&#39;extrémité étroite (Figure 2a, b). </li><li> Doucement rétracter les paupières de l&#39;œil pour être transplantés avec l&#39;index et le pouce de votre main libre et &quot;pop&quot; l&#39;oeil pour une meilleure exposition et un accès facile (figure 2c). Cela nécessitera un peu de pratique pour perfectionner sans gêner la respiration de la souris par une pression excessive sur lecou ou bloquer l&#39;écoulement du sang à la tête. </li><li> En utilisant une seringue à insuline jetable (29 - 31G) comme un scalpel, bien que la pointe pénètre dans la cornée et faire une incision latérale unique. Réaliser l&#39;incision à mi-chemin entre le sommet de la cornée et du limbe de minimiser le reflux des îlots lors de l&#39;injection sur l&#39;ACE (figure 2d). </li><li> Soigneusement insérer la canule (préchargé avec îlots) à travers l&#39;incision. </li><li> Lentement éjecter îlots sur la canule et les déposer sur le dessus de l&#39;iris. Pour éviter le reflux îlot en raison de l&#39;accumulation de pression excessive dans l&#39;ACE, éjectez les îlots de coups brefs que peu de volume (s) possible dans le quadrant opposé à l&#39;incision. Cela peut être également assurée par compactage îlots dans le tube pendant le chargement de la canule (s&#39;il vous plaît voir l&#39;étape 1.6). </li><li> Lentement retirer la canule de l&#39;ACE. Il s&#39;agit d&#39;une étape cruciale, en particulier, si un grand nombre d&#39;îlots a été injecté sous forme de reflux îlot en raison de pressionsque s&#39;accumuler à l&#39;intérieur de l&#39;ACE peut-être inévitable. Pour éliminer / réduire les reflux îlot, faites tourner doucement la canule tout l&#39;intérieur de l&#39;ACE pour relâcher la pression en excès à travers l&#39;incision autour de la canule. Vérifiez les signes de reflux que vous essayez de retirer la canule et, si nécessaire, attendez jusqu&#39;à la disparition de la pression avant de se rétracter complètement la canule de l&#39;ACE. </li><li> Rincer l&#39;œil greffé avec du PBS stérile ou une solution saline. </li><li> Injecter de la buprénorphine pour l&#39;analgésie postopératoire (0,05-0,1 mg / kg, voie sous-cutanée) pour les 48 premières heures. </li><li> Appliquer une pommade ophtalmique antibiotique érythromycine à l&#39;oeil transplanté immédiatement après la transplantation. </li><li> Placez l&#39;animal dans une cage arrière réchauffé pour permettre la récupération de l&#39;anesthésie. </li></ol>

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PO.B. est l&#39;un des fondateurs de la société de biotechnologie Biocrine, qui va utiliser la chambre antérieure de l&#39;œil comme une plate-forme de service commercial. AC est sur le brevet protégeant cette technologie.

Îlots pancréatiques murins ont été isolés par digestion à la collagénase suivie d&#39;une purification sur gradient de densité, comme décrit précédemment 33. Îlots isolés ont été cultivées pendant une nuit avant la transplantation. Bien que cela ne soit pas nécessaire, il est recommandé de permettre aux îlots de se remettre de la procédure d&#39;isolement. Cela est essentiel si la transplantation est effectuée chez les receveurs diabétiques car elle garantit la transplantation d&#39;îlots survivants / robuste...

Les progrès de la microscopie intravitale ont révélé des phénomènes physiologiques non prévus par les études in vitro 1. Cela met en évidence le défi de traduire les résultats obtenus par des méthodes in vitro conventionnelle dans l&#39;animal vivant. Dans la dernière décennie, la visualisation des tissus chez les animaux vivants a été considérablement améliorée par les avancées technologiques en 2 modalités d&#39;imagerie, 3, 4, 5, 6. Cela a suscité un besoin pour des approches d&#39;imagerie in vivo avec une application possible dans des modèles animaux expérimentaux pour permettre la visualisation longitudinale des tissus cibles de façon non invasive. Les techniques d&#39;imagerie telles que l&#39;imagerie par résonance magnétique et la tomographie par émission de positons ou bioluminescence ont permis à l&#39;imagerie non invasive des organes / tissus profonds dans le corps 7-8, 9. Mais ces techniques ne peuvent pas réaliser seule cellule de résolution en raison de signaux de fond élevés et la faible résolution spatiale, en dépit de l&#39;utilisation of matériaux à fort contraste ou tissu-spécifique 4 luminescence. Cela a été abordée avec l&#39;avènement de la microscopie à deux photons de fluorescence confocale 10. Microscopie à deux photons a permis des études d&#39;imagerie intravitale de visualiser et de quantifier les événements cellulaires avec des détails sans précédent 11, 12. Cela a conduit à la caractérisation des processus biologiques essentiels en matière de santé et de la maladie 13, 14, 15, 16. Alors que pionnier des études d&#39;imagerie ont principalement intravitale &quot;imité&quot; in vivo dans le tissu excisé (ganglions lymphatiques, par exemple), d&#39;autres études ont utilisé des approches invasives dans les tissus cibles d&#39;images exposées in situ 17, 18, ​​19, 20, 21. D&#39;autres études ont également utilisé des &quot;modèles&quot; fenêtre de la chambre de contourner les limitations associées à des approches invasives et la résolution d&#39;imagerie in vivo limitée 22, 23, 24, 25. Dans le modèle de fenêtre de chambre, une chambre avec une fenêtre transparente est implanté chirurgicalement sous la peau à difféemplacements de loyer (peau du dos ou de l&#39;oreille, mammaire coussinet adipeux, le foie, etc) sur l&#39;animal (par exemple souris, rat, lapin). Bien que cette approche permet clairement à haute résolution pour l&#39;imagerie in vivo, il nécessite une chirurgie invasive pour implanter la chambre et peut ne pas être en mesure d&#39;accueillir les études d&#39;imagerie longitudinales sur plusieurs semaines ou mois 22. Il a été récemment démontré que la combinaison de haute résolution microscopie confocale à une procédure minimalement invasive, à savoir la transplantation dans la chambre antérieure de l&#39;œil (ACE) offre une «fenêtre naturelle du corps&quot; comme un. Puissant et polyvalent d&#39;imagerie in vivo plate-forme 26, 27 Transplantation dans le ACE a été utilisé dans les dernières décennies pour étudier les aspects biologiques d&#39;une grande variété de tissus 28, 29, 30, et sa combinaison récente avec l&#39;imagerie haute résolution a permis l&#39;étude de la physiologie des îlots pancréatiques avec une seule cellule de résolution non- invasive et longitudinalement &lt;sup&gt; 26, 27. Cette approche a été utilisée pour étudier les réactions auto-immunes au cours du développement du diabète de type 1 dans des modèles animaux (données non publiées). Il a également été utilisé pour étudier le développement du pancréas, ainsi que, dans les études de la fonction rénale par la transplantation dans les bourgeons pancréatiques de l&#39;ECA ou individuels glomérules rénaux, respectivement (données non publiées). Un rapport récent de cette approche en outre démontré son application à étudier les réponses immunitaires après transplantation d&#39;îlots pancréatiques 31. Surtout, cette étude a montré que la transplantation dans la chambre antérieure de l&#39;oeil offre une fenêtre naturelle du corps pour effectuer: (1) longitudinal, l&#39;imagerie non-invasive de tissus transplantés in vivo, (2) in vivo pour évaluer cytolabeling phénotype cellulaire et la viabilité de situ, (3) suivi en temps réel de l&#39;infiltration des cellules immunitaires dans le tissu cible, et (4) une intervention locale en application topique ou par injection intra-oculaire. Ici, nous avons Demonstrate comment effectuer la transplantation dans la chambre antérieure de l&#39;oeil à l&#39;aide des îlots pancréatiques.

<table border="1"><tbody><tr><td> Nom du réactif </td><td> Entreprise </td><td> Numéro de catalogue </td><td> Description / Commentaires </td></tr><tr><td> IsoTHESIA (isoflurane) </td><td> Alimentation Buttler la santé animale </td><td> 11695-6775-2 </td><td> 99,9% isoflurane / ml </td></tr><tr><td> Ketaset (kétamine HCL) </td><td> Fort Dodge Animal Health </td><td> 0856-2013-01 </td><td> Alternative anesthésie injectable </td></tr><tr><td> Beprenex (buprénorphine HCL) </td><td> Reckitt Benckiser Health Care (UK) Ltd </td><td> 12496-075-7-1 </td><td> 0,3 mg / ml </td></tr><tr><td> USP érythromycine onguent ophtalmique, 0,5% </td><td> Akron </td><td> 17478-070-35 </td><td> Appliqué à titre prophylactique pour les yeux transplanté </td></tr><tr><td> Chlorure de sodium à 0,9% (Saline) </td><td> Hospira Inc </td><td> 0409-7983-03 </td><td> Pour injection intraveineuse. Stérile </td></tr><tr><td> PBS </td><td> Gibco </td><td> 10010-023 </td><td> 1X. Stérile </td></tr><tr><td> CMRL moyenne 1066 </td><td> Cellgro </td><td> 98-304 CV- </td><td> Complétée, la modification CIT. Support privilégié pour les îlots </td></tr></tbody></table>

transplantation dans la chambre antérieure de l&#39;oeil pour longitudinale, non-invasive<em&gt; in vivo</em&gt; imagerie avec une seule cellule de résolution en temps réel

Transplantation into the Anterior Chamber of the Eye for Longitudinal, Non-invasive In vivo Imaging with Single-cell Resolution in Real-time

Intravitale imagerie est devenue un outil indispensable dans la recherche biologique. Dans le processus, les techniques d&#39;imagerie nombreux ont été développés pour étudier différents processus biologiques chez les animaux non-invasive. Cependant, une limitation technique majeur existants modalités d&#39;imagerie intravitale est l&#39;incapacité de combiner non invasive, l&#39;imagerie longitudinale avec des capacités de résolution unicellulaires. Nous montrons ici comment la transplantation dans la chambre antérieure de l&#39;œil contourne cette limitation significative en offrant une plate-forme expérimentale polyvalente qui permet aux non-invasive, l&#39;imagerie longitudinale avec une résolution cellulaire in vivo. Nous démontrons la procédure de transplantation chez la souris et de fournir des résultats représentatifs à l&#39;aide d&#39;un modèle avec pertinence clinique, à savoir transplantation d&#39;îlots pancréatiques. En plus de permettre une visualisation directe dans une variété de tissus transplantés dans la chambre antérieure de l&#39;œil, cette approche fournit une plate-forme d&#39;éboulisn en effectuant des médicaments à long terme de suivi et de surveillance dans les tissus cibles. En raison de sa polyvalence, le tissu / la transplantation de cellules dans la chambre antérieure de l&#39;œil non seulement les thérapies de transplantation avantages, elle s&#39;étend à d&#39;autres applications in vivo pour étudier les processus physiologiques et physiopathologiques tels que la transduction du signal et de cancers ou développer maladie auto-immune.

Il ya quelques paramètres qui définissent une «bonne» la transplantation. Une transplantation bonne est celle qui se déroule sans saignement lors de l&#39;incision comme on peut le voir dans la vidéo. Le saignement est empêché / minimisée en pénétrant que la pointe du scalpel (aiguille) dans le ACE (figure 3a). Cela aidera également à éviter tout contact et à la perforation de l&#39;iris. Il assurera également une petite incision qui va guérir très bien sans causer de trouble de la cornée au cours du te...

Une nouvelle approche combinant la greffe intraoculaire et la microscopie confocale permet longitudinale, non-invasive imagerie en temps réel avec une seule cellule de résolution au sein des tissus greffés<em&gt; In vivo</em&gt;. Nous démontrons comment transplanter les îlots pancréatiques dans la chambre antérieure de l&#39;œil de la souris.

Transplantation dans la chambre antérieure de l&#39;oeil pour longitudinale, non-invasive<em&gt; In vivo</em&gt; Imagerie avec une seule cellule de résolution en temps réel

Intravital imaging has emerged as an indispensable tool in biological research.  In the process, many imaging techniques have been developed to study ...

Bonjour, je suis Doretta, du Diabetes Research Institute à la Miller School of Medicine de l'Université de Miami. Dans cette vidéo, je vais vous montrer comment transplanter des ilots pancréatiques dans la chambre antérieure de l’œil de la souris. La procédure comporte deux étapes.L'étape un consiste à charger les îlots pancréatiques isolés dans la canule, et l'étape deux correspond à la procédure de transplantation proprement dite. Pour plus de détails concernant les instruments et les réactifs, veuillez vous reporter au texte accompagnant. Nous mettons ici en évidence le pilote automatique de seringue équipé de sa seringue, ainsi que les raccords du réservoir et de la canule, qui seront l'objet du prochain vidéo.Nous commençons par charger les oeillets dans la canule. Toutes les procédures sont effectuées sous stéréomicroscope. Commencez par centrer les oeillets en faisant tourner ou en rotatant la boîte en cercles.Lorsqu'il est centré, déconnectez la canule du réservoir et éliminez toutes les bulles d'air en actionnant le pilote de seringue motorisé vers l'avant. Cela s'effectue en appuyant sur la pédale avant. Une fois prêt, commencez à aspirer les orifices dans le réservoir en faisant maintenant reculer le pilote de seringue motorisé.Et encore une fois, cela s'effectue en appuyant sur la pédale arrière. Remarquez comment les oculaires ont tendance à s'accumuler au fond du réservoir. Ensuite, reconnectez la canule au réservoir et expulsez les oculaires du réservoir.Ensuite, introduisez le tube dans la canule pour déloger les œillets du réservoir et favoriser leur maintien groupés dans le tube. Tapez doucement sur le réservoir tout en actionnant le pilote de seringue motorisé vers l'avant. Observez comment les œillets sont compactés dans le tube lorsqu'ils commencent à pénétrer à l'arrière de la canule.À ce stade, vous devriez être prêt à transplanter les yeux. Placez la souris de taille NS sur un coussin et exposez ou faites sortir l’œil à transplanter en tirant sur la peau de la tête avec votre index et votre pouce. Utilisez une aiguille neuve comme scalpel.Approchez-vous de l’œil avec l’extrémité biseautée orientée vers le bas afin d’éviter tout contact et toute lésion de l’iris. Pénétrez avec la pointe de l’aiguille dans la cornée et réalisez une incision latérale. Ensuite, introduisez la canule, préchargée avec les paupières, dans la chambre intérieure par l’incision, puis commencez à perfuser les oculaires dans la chambre en actionnant le pilote de seringue motorisé vers l’avant.Ne vous inquiétez pas des bulles d'air qui pourraient être piégées à l'intérieur de la canule, car elles disparaîtront ultérieurement. Elles agiront en outre comme une barrière naturelle pour réduire ou empêcher le reflux des paupières hors de la chambre. Retirez lentement et soigneusement la canule de la chambre intérieure.Nettoyez maintenant l’œil avec du PBS stérile. Injectez l’analgésique de votre choix, puis appliquez finalement une pommade ophtalmique antibiotique. La transplantation est terminée.Nous présentons maintenant des résultats représentatifs mettant en évidence des paupières pancréatiques transplantées dans la chambre antérieure de l'œil. Pour des études d'imagerie longitudinales des micro-îlots individuels au jour sept. Après la transplantation, les micro-îlots sont clairement intégrés au-dessus de l'iris au jour 28.Les œillets se trouvent aux mêmes emplacements observés précédemment 42 jours après la transplantation. Les œillets sont clairement visibles aux mêmes emplacements. Remarquez également à quel point l'incision a bien cicatrisé, éliminant toute possibilité d'interférence avec l'imagerie des œillets individuels.

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Suivi en direct des progéniteurs rétiniens WT individuels dans des contextes génétiques distincts permet l'évaluation de la contribution de la signalisation non-autonome cellule pendant la neurogenèse. Ici, une combinaison de knock - down de gènes, la génération par la transplantation d' embryons chimères et in vivo d' imagerie confocale time-lapse a été utilisé à cette fin.

Imagerie in vivo de Transgenic Gene Expression en Retinal individuelle progéniteurs dans chimériques Zebrafish Embryons à étudier cellulaires Influences non autonomes

Cellules épithéliales pigmentaire rétinien pouvaient constituer une thérapie cellulaire-remplacement de la forme avancée de la dégénérescence maculaire sèche liée à l’âge. Ce protocole décrit la génération d’un modèle grand aux yeux de l’atrophie géographique et la sous-rétinienne transplantation de cellules épithéliales pigmentaire rétinien dérivé de cellules souches embryonnaires humaines dans ce modèle de la maladie.

Sous-rétinienne Transplantation de cellules souches embryonnaires humaines pigmentaires rétiniennes dérivées de cellules épithéliales dans un modèle grand aux yeux de l’atrophie géographique

L’objectif du protocole est de montrer longitudinale intravitale suivi en temps réel des thymocytes par laser, microscopie dans les implants du thymus dans la chambre antérieure de l’oeil de la souris. La transparence de la cornée et la vascularisation du greffon permettant pour l’enregistrement en continu de recrutement de cellules progénitrices et évacuation des lymphocytes mature.

Real Time In Vivo suivi des Thymocytes dans la chambre antérieure de le œil par microscopie à balayage Laser

Présenté ici est une plate-forme microscopique multiphoton pour l’imagerie de surface oculaire de souris vivante. La souris transgénique fluorescente permet la visualisation des noyaux cellulaires, des membranes cellulaires, des fibres nerveuses et des capillaires à l’intérieur de la surface oculaire. Les signaux non linéaires de deuxième génération harmonique dérivés de structures collagènes fournissent une imagerie sans étiquette pour les architectures stromales.

Une plate-forme personnalisée de microscopie multiphoton pour l’imagerie en direct de la cornée de souris et de la conjonctive

L’imagerie in vivo est un outil puissant pour l’étude de la biologie dans la santé et la maladie. Ce protocole décrit l’imagerie transpupillaire de la rétine de la souris avec un microscope standard à deux photons. Il démontre également différentes méthodes d’imagerie in vivo pour marquer par fluorescence plusieurs cohortes cellulaires de la rétine.

Transpupillaire Imagerie in vivo à deux photons de la rétine de souris

Le protocole présente un nouvel outil pour simplifier l’imagerie intravitale à l’aide de la microscopie confocale inversée.

Approche simplifiée de l’imagerie intravitale pour la surveillance à long terme de la dynamique du tissu épithélial sur un microscope confocal inversé

Nous décrivons ici une plateforme qui permet une imagerie in vivo non invasive de sphéroïdes hépatiques greffés dans la chambre antérieure de l’œil de souris. Le flux de travail s’étend de la génération de sphéroïdes à partir de cellules hépatiques primaires à la transplantation dans l’œil de la souris et à l’imagerie in vivo à résolution cellulaire par microscopie confocale.

Imagerie in vivo de sphéroïdes hépatiques greffés dans la chambre antérieure de l’œil de souris

Haute fréquence Doppler est une nouvelle technologie permettant d'évaluer la fonction myocardique régionale. Ce travail présente la première preuve démontrant l'applicabilité de cette plate-forme d'imagerie polyvalent pour la mesure répétée de la déformation du myocarde, régurgitation dp / dt, et mitrale dans les lésions d'ischémie-reperfusion (IR) coeur murin.

Haute-fréquence de haute résolution échocardiographie: première preuve de non-invasive mesure répétée de la souche du myocarde, la contractilité, et la régurgitation mitrale au coeur d&#39;ischémie-reperfusion murin

Nous présentons ici un modèle de transplantation rénale chez le rat afin d'évaluer de façon non invasive rejet aigu d'allogreffe utilisant la tomographie par émission de positons au 18F-FDG.

L&#39;imagerie non-invasive de rejet aigu après transplantation rénale Rat aide<sup&gt; 18</sup&gt; F-FDG PET

On combine dans le domaine fréquentiel des mesures de spectroscopie dans le proche infrarouge de l'oxygénation cérébrale avec l'hémoglobine diffuses mesures de spectroscopie de corrélation de l'indice de flux sanguin cérébral pour estimer un indice de métabolisme de l'oxygène. Nous avons testé l'utilité de cette mesure comme un outil de dépistage de chevet pour évaluer la santé et le développement du cerveau du nouveau-né.

Non-invasive de mesure optique du métabolisme cérébral et hémodynamique chez les nourrissons

Découvrez la transplantation d'îlots pancréatiques dans la chambre antérieure de l'œil de souris pour une imagerie longitudinale non invasive. Cette méthode permet le suivi en temps réel avec résolution cellulaire.

Transplantation dans la chambre antérieure de loeil pour longitudinale, non-invasive In vivo Imagerie avec une seule cellule de résolution en temps réel (Vidéo) | JoVE Journal

Transplantation dans la chambre antérieure de l'oeil pour longitudinale, non-invasive

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