Name: Microscopie intravitale de la microcirculation dans le muscle de souris Cremaster pour lanalyse des souches périphériques migration cellulaire (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2013-11-05T18:00:00.000+00:00
Duration: 7 min 36 s
Description: Découvrez la microscopie intravitale pour analyser les interactions cellules souches-endothélium dans le muscle crémaster de souris. Cette méthode permet de quantifier la migration cellulaire en temps réel pour la médecine régénérative.

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L&#39;ensemble du protocole après l&#39;isolement cellulaire dure environ 2 heures. Une. Préparation de microchirurgie <ol><li> Effectuer l&#39;isolement de cellules souches de la moelle osseuse du donneur et un marquage fluorescent de la sous-population isolée selon des protocoles 9,12 permettre aux cellules de se reposer pendant le temps de l&#39;opération de l&#39;animal est effectuée normalisés. Pour le marquage fluorescent, nous recommandons CFDA (Carboxyfluorescein diacétate de succinimidylester). </li><li> Anesthésier une souris mâle pesant 20 à 25 g avec de la kétamine (75 mg / kg) et de xylazine (2,5 mg / kg). Tout au long des interventions chirurgicales et des protocoles expérimentaux, l&#39;anesthésie doit être maintenue par des suppléments (10% de l&#39;injection initiale, ip) au besoin (habituellement tous les 30-60 min). </li><li> Rasage en douceur la face antérieure du droit scrotum ainsi que la cuisse droite et à l&#39;aine. Recueillir tous les perdre les cheveux avec un coton-tige imbibé. Placez la face ventrale de la souris sur un stade plexiglas de visualisation et de fixer la taxet utilisant drap élastique. L&#39;étape est faite sur commande, constitué d&#39;une plaque de base et une seconde plaque au niveau du bord extrême de la plaque de base pour l&#39;élévation des deux jambes et le scrotum. Placez la scène sur un tapis de chauffage pour maintenir la température du corps à 37 ° C. Après fixation sur la scène, placer l&#39;animal sous un microscope d&#39;opération et effectuez les étapes de fonctionnement suivantes en utilisant 10 - 16 fois grossissement. </li><li> Faire l&#39;incision initiale à l&#39;aide de ciseaux de la peau à la cuisse droite, juste antérieure des vaisseaux fémoraux du genou jusqu&#39;à ce que de l&#39;aine. </li><li> Identifier l&#39;artère fémorale et suivre proximale, la mobilisation de l&#39;artère de tissus mous environnants. Identifier et couper une grosse branche au testicule gauche en utilisant thermocautère. Ensuite placez un séjour suture superficiellement au testicule gauche. Une traction douce facilitera davantage la mobilisation proximale de l&#39;artère fémorale. </li><li> Après l&#39;achèvement de la mobilisation proximale, d&#39;identifier et de couper une grosse branche courante medially à la cuisse par thermocautère. Ensuite ligaturer l&#39;artère fémorale dans la partie distale de la cuisse droite. Une légère traction sur la ligature aidera autre préparation. </li><li> Tournez attention maintenant à l&#39;artère fémorale proximale de nouveau et placer un fil de suture autour de l&#39;artère proximale que possible. Préparez un nœud, mais ne pas l&#39;attacher vers le bas encore. Appliquer une légère traction sur la suture et créer un vrillage artérielle. </li><li> Après avoir établi le vrillage, inciser l&#39;artère utilise avec soin un microscissor. Faites attention à ne pas endommager la veine fémorale. </li><li> Insérez un microcathéter préparée (diamètre intérieur de 0,28 mm) par l&#39;incision. Le cathéter doit être désaéré (chlorure de sodium à 0,9%, NaCl) et relié à une insertion préalable de la seringue de 1 ml. </li><li> Après l&#39;insertion du cathéter de succès, desserrer soigneusement le vrillage afin de faciliter le passage du cathéter. Le flux sanguin artériel doit être immédiatement visible dans le cathéter. Avancer doucement le cathéter quelques millimètress au-delà de la pliure précédente. Par la suite, attacher la ligature préparé pour la fixation du cathéter. </li><li> Rincez délicatement le cathéter (NaCl 0,9%) et aspirer à confirmer la bonne position. Utilisez un morceau de ruban adhésif pour fixer davantage le cathéter à la phase d&#39;exploitation. </li><li> Après fixation adéquate, mettre le cathéter de côté pour les étapes suivantes de préparation de la crémaster. Appliquer le rinçage régulier et l&#39;aspiration du cathéter chaque 5-10 min afin d&#39;empêcher la formation de caillots. </li><li> Tournez attention maintenant à la droite du scrotum et faire une incision en coupant la peau et le fascia-dessus de la face ventrale du droit scrotum. Prenez soin de ne pas toucher le tissu sous-jacent avec tous les instruments. </li><li> Étendre l&#39;incision jusqu&#39;à pli inguinal et caudale à l&#39;extrémité distale du scrotum. </li><li> Tissu soigneusement séparée sous-jacent doux et conjonctif au-dessus du sac crémaster, sans le toucher. Identifier l&#39;extrémité distale du crémaster, et placer un séjour suture ici pour slétendre ightly le muscle. Réséquer maintenant restant tissus mous sous le sac de muscle en tirant doucement le muscle en bas et en avant. </li><li> Après la séparation complète du tissu conjonctif, ouvrir le sac crémaster à un point sur le bord du crâne avec des ciseaux. Étendre l&#39;incision vers le bas à partir de cette ouverture à l&#39;extrémité distale du muscle. </li><li> Sceller le petit bateau reliant le testicule et le crémaster utilisant thermocautère, puis couper les connexions restantes entre le muscle et le testicule avec des ciseaux. </li><li> Mettons de côté le testicule, sur le domaine de la microscopie. </li><li> Le crémaster ouvert établit maintenant à plat sur la scène. Placez quatre 6-0 Prolene séjour sutures sur les bords du tissu et les fixer avec drapé élastique afin de répartir le tissu cremaster musculaire. A partir de maintenant humidifier le tissu en continu avec une solution saline tamponnée au phosphate (PBS) en utilisant une seringue de 1 ml (Figure 1). </li><li> Autoriser maintenant la préparation se reposer pendant 15 min. Injecter la suiteDe 0,05 à 0,1 ml de 1% de rhodamine-dextran par l&#39;intermédiaire de l&#39;artère fémorale gauche pour l&#39;amélioration du contraste du système microvasculaire. Si des chimiokines ou inflammatoires sont prévues pour l&#39;application, vous devriez maintenant topique humidifier le muscle avec le réactif respectif en utilisant une seringue de 1 ml. Dans le cas d&#39;une expérience de contrôle, poursuivre l&#39;humidification avec de la PBS. </li></ol> 2. Microscopie intravitale <ol><li> Gardez la souris fixé sur la phase d&#39;exploitation et de passer sous un microscope à fluorescence modifiée pour épi-illumination et relié à un capteur CCD (dispositif à couplage de charge) caméra vidéo. Prenez soin de ne pas disloquer le cathéter dans l&#39;artère fémorale. </li><li> Mener des expériences en utilisant un objectif à immersion d&#39;eau. </li><li> Après réglage de l&#39;objectif pour la visualisation suffisante de la microcirculation crémaster et avant l&#39;injection des cellules, de définir de manière stochastique six veinules post-capillaires pour une analyse ultérieure de l&#39;adhérence ferme sur les cellules souches. </li><li> Administrer les cellules souches marqués par fluorescence,dissous dans 200 ul de PBS, à 0,4 x 10 6 cellules par injection, avec un total de cinq injections consécutives en utilisant le cathéter de l&#39;artère fémorale et une seringue de 1 ml. Secouez l&#39;échantillon de cellules avant la première injection. </li><li> les cellules souches de la fiche de laminage immédiatement après l&#39;injection des cellules, de manière à définir &quot;rouler&quot; comme une réduction de plus de 50% de la vitesse de cellule le long de la paroi endothéliale en combinaison avec cellulaire typique &quot;stick and release&quot; mouvements. Effectuer le comptage des cellules souches de roulement et toutes les cellules souches passant une distance de veinules prédéfinie pendant 1 min d&#39;observation après chaque injection. La quantité de laminage de cellules souches est exprimée en pourcentage de toutes les cellules qui passent. Ne pas compter les cellules présentant de brefs phénomènes d&#39;attache aléatoires que les cellules de roulement. </li><li> Après la dernière injection de cellules de déterminer le nombre de cellules souches adhérentes en comptant fermement et exprimer la quantité par rapport à la surface de l&#39;endothélium calculé èmee six veinules prédéfinis (diamètre x longueur x π) comme cellules adhérentes / mm 2. L&#39;adhérence est considérée comme ferme lorsque aucun mouvement de la cellule est détectable pendant 30 sec. </li><li> Après l&#39;achèvement de la microscopie intravitale retirer délicatement le muscle crémaster et le stocker dans la correspondance à une analyse ultérieure (immunohistochimie ou biologie moléculaire). Sacrifier l&#39;animal par dislocation cervicale. L&#39;analyse des enregistrements de microscopie intravitale pour la quantification de la tige de laminage et l&#39;adhésion cellulaire endothéliale ferme, ainsi que les paramètres hémodynamiques microvasculaires, telles que la vitesse du sang rouge des cellules (mm / sec), la longueur du navire (um), cuve diamètre (um), la vitesse de l&#39;action de paroi (sec -1); doit être effectuée en ligne par un enquêteur aveugle pour le traitement de tissu expérimental respectif en utilisant un logiciel de traitement d&#39;image. </li></ol>

<ol><li>Madlambayan, G. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((marrow+stem+and+progenitor+cell+contribution+to+neovasculogenesis+is+dependent+on+model+system+with+SDF-1+as+a+permissive+trigger%5BTitle%5D)+AND+%22Blood%22%5BJournal%5D)">marrow stem and progenitor cell contribution to neovasculogenesis is dependent on model system with SDF-1 as a permissive trigger.</a> Blood. 114, 4310-4319 (2009).</li>
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<li>Donndorf, P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Analysing+migratory+properties+of+human+CD+133%28%2B%29+stem+cells+in+vivo+after+intraoperative+sternal+bone+marrow+isolation%5BTitle%5D)+AND+%22Cell+Transplant%22%5BJournal%5D)">Analysing migratory properties of human CD 133(+) stem cells in vivo after intraoperative sternal bone marrow isolation.</a> Cell Transplant. , (2012).</li>
</ol>

Tous les expérimentations animales, réalisées pour ce manuscrit ont été approuvés par le comité de protection des animaux et l&#39;utilisation locale. Les auteurs déclarent qu&#39;ils n&#39;ont aucun intérêt financier concurrents.

<html> La microscopie à fluorescence intravitale permet la visualisation directe et une analyse quantitative des interactions cellules-souches endothéliales. Le modèle de muscle crémaster est particulièrement utile, étant donné que l&#39;exposition et les techniques de microchirurgie visualisation intravitale ont été bien établies au cours de la recherche sur les interactions des leucocytes et l&#39;endothélium différents composants chimiques peuvent être appliqués de façon sélective à du tissu cible par une technique de...

Le but du présent article est de décrire la technique de microscopie intravitale (IVM) appliqué sur le crémaster microcirculation de la souris pour l&#39;observation directe et l&#39;analyse de la migration de la moelle osseuse de cellules souches périphériques. Tissus et organes régénération, le concept actuel de cellules souches basée implique la domiciliation des cellules souches dérivées de la moelle osseuse dans le tissu lésé 1. Une étape cruciale pour la réussite de la migration de cellules souches comprend des cellules souches interaction avec l&#39;endothélium locale au sein de l&#39;organe lésé suivie par la migration trans-endothéliale et, éventuellement, la prise de greffe organe 2. Intravitale analyse de ces cellules souches - interactions des cellules endothéliales forme un paramètre idéal pour la quantification d&#39;une réponse par récupération à base de cellules souches dans des contextes différents physiopathologiques in vivo. En outre, il semble concevable que, dans l&#39;avenir, l&#39;analyse intravitale de la capacité migratoire des cellules souches spécifiques populations dans les environnements de la microcirculation normalisés, pourraient être appliquées avant la promotion de ces populations à d&#39;autres essais cliniques. Microscopie intravitale a été initialement mis au point pour l&#39;observation et la quantification de l&#39;interaction de la cellule leucocyte-endothéliale in vivo dans le domaine de la recherche inflammatoire 3. Premiers enregistrements succès des études de microscopie intravitale ont été signalés par Cohnheim déjà au 19ème siècle, l&#39;étude des langues et mésentères de grenouilles sous un microscope optique 4. Depuis sa première utilisation IVM a connu un développement technique énorme et aujourd&#39;hui certains éléments essentiels constituent les conditions préalables pour effectuer IVM quantitative: (i) des préparations de tissus qui permettent l&#39;accès optique, (ii) des sondes moléculaires qui peuvent être détectés par un microscope, (iii ) un microscope raccordé à un système de détection et (iv) sur la base de l&#39;analyse des systèmes informatiques qui peuvent extraire des paramètres d&#39;intérêt à partir des données d&#39;imageset 4. Une variété de préparations de tissus a été introduit pour les études IVM y compris les mésentère et le foie de la souris et le rat 5, les chambres dorsale du pli cutané de la souris et le hamster 6, l&#39;oreille de lapin et le hamster cheek pouch pour n&#39;en nommer que quelques-uns. Toutefois, dans ce qui suit, nous allons nous concentrer sur le crémaster muscle de souris, ce qui représente un tissu idéal pour les observations intravitale, la préparation et la visualisation sont possibles par une intervention chirurgicale bien standardisée, et en général pas de problèmes d&#39;artefacts de mouvement se produire. La préparation crémaster muscle ouverte a été réalisée pour la première fois dans les années 1970 par Baez et ses collègues 7. Initialement décrit chez le rat, il a été adopté avec succès également pour la souris 8. Après des études antérieures avaient principalement porté sur les interactions des leucocytes avec la paroi du vaisseau, notre groupe a récemment introduit la souris crémaster préparation musculaire comme évable outil pour la visualisation directe et l&#39;analyse quantitative des interactions cellule-souches endothéliales dans un microenvironnement défini 9. Différentes sous-populations de cellules souches a été étudiée en utilisant ce modèle, y compris murin c-kit + de la moelle osseuse les cellules souches et les cellules souches mésenchymateuses, ainsi que les CD humaines des cellules souches 133 + de la moelle osseuse de 10 à 12. Suite à l&#39;isolation de cellules de moelle osseuse du donneur et un marquage fluorescent pour la visualisation, les cellules souches sont appliqués de manière sélective dans la microcirculation crémaster utilisant une injection artérielle par l&#39;intermédiaire de l&#39;artère fémorale, ce qui évite tout coincement des cellules dans des organes distants. En outre, le modèle de muscle crémaster est particulièrement utile car diverses chimiokines potentiellement médiatrices migration de cellules souches locales dans les paramètres respectifs, peuvent être appliquées par voie topique au tissu cible par une technique de surfusion simple.

<table><tbody><tr><td>Carboxy-fluorescéine diacétate succinimidylester (CFDA)</td><td>Invitrogen, Carlsbad, CA, USA</td><td>C1157</td><td></td></tr><tr><td>Rhodamine 6 G (1 %)</td><td>Sigma-Aldrich, Munich, Allemagne</td><td>83697</td><td></td></tr><tr><td>Kétamine (Ketanest)</td><td>Pfizer, Berlin, Allemagne</td><td>non disponible</td><td></td></tr><tr><td>Xylacine (Rompun)</td><td>Bayer, Leverkusen, Allemagne</td><td>non disponible</td><td></td></tr><tr><td>Phosphate de Dulbecco - solution saline tamponnée (PBS)</td><td>PAN Biotech, Aidenbach, Allemagne</td><td>P04-36500</td><td></td></tr></tbody></table>

microscopie intravitale de la microcirculation dans le muscle de souris cremaster pour l&#39;analyse des souches périphériques migration cellulaire

Intravital Microscopy of the Microcirculation in the Mouse Cremaster Muscle for the Analysis of Peripheral Stem Cell Migration

À l&#39;ère de protocoles d&#39;application intravasculaire de cellules dans le cadre de la thérapie cellulaire régénérative, les mécanismes sous-jacents de la migration des cellules souches de tissu nonmarrow n&#39;ont pas été complètement clarifiée. Nous décrivons ici la technique de microscopie intravitale appliquée à la cremaster microcirculation de la souris pour l&#39;analyse de la moelle osseuse migration périphérique de cellules souches in vivo. Microscopie intravitale de l&#39;M. crémaster a été préalablement introduit dans le domaine de la recherche inflammatoire pour l&#39;observation directe de l&#39;interaction des leucocytes à l&#39;endothélium vasculaire. Depuis souches périphériques suffisante et la migration des cellules progénitrices comprend les étapes initiales similaires de rouler le long et ferme adhésion à la endothéliales tapissant il est envisageable d&#39;appliquer le modèle de cremaster M. pour l&#39;observation et la quantification de l&#39;interaction des cellules intravasculary souches administrées avec l&#39;endothélium. Comme différents composants chimiques peuvent être appliqués de manière sélective à la cible tquestion par des techniques de surfusion simples, il est possible d&#39;établir des conditions préalables essentielles du micro-environnement, pour le recrutement de cellules souches initiale aura lieu dans un organisme vivant à l&#39;extérieur de la moelle osseuse.

En général, l&#39;interaction d&#39;injecter directement des cellules souches ou progénitrices avec l&#39;endothélium vasculaire au sein de la microcirculation du muscle crémaster est un événement rare et se produit exclusivement dans veinules post-capillaires (diamètre: 30 à 80 um). En raison de la fluorescence étiquetage laminage et les cellules souches fermement adhérentes peuvent être clairement quantifiés dans la séparation de leucocytes circulants endogènes dans les veinules observés (Figure 2). <...

Microscopie intravitale de la microcirculation souris crémaster M. offre un service unique et bien normalisé modèle in vivo pour l&#39;analyse de la moelle osseuse migration de cellules souches périphériques.

Microscopie intravitale de la microcirculation dans le muscle de souris Cremaster pour l&#39;analyse des souches périphériques migration cellulaire

In the era of intravascular cell application protocols in the context of regenerative cell therapy, the underlying mechanisms of stem cell migration to ...

L'objectif général de cette procédure est de visualiser in vivo les interactions entre les cellules souches et les cellules endothéliales. Cela est réalisé en introduisant d'abord un cathéter dans l'artère fémorale d'un animal sédaté afin d'obtenir un accès intra-artériel. Dans la deuxième étape, le muscle chroma est préparé chirurgicalement pour la microscopie de fluorescence intravitale.Ensuite, la population de cellules souches d'intérêt est injectée par un cathéter artériel fémoral. En fin de compte, les interactions entre les cellules souches transférées de façon adoptive et l'endothélium de la microcirculation du muscle maître peuvent être visualisées et quantifiées. Cette méthode peut aider à répondre à des questions clés dans le domaine de la médecine régénérative, telles que : comment la migration des cellules souches appliquées à des fins thérapeutiques est-elle régulée au sein d'un organisme vivant ?Avant de commencer la microchirurgie D air, insérez un cathéter relié à une seringue d'un millilitre contenant du chlorure de sodium à 0,9 %. Ensuite, rasez délicatement la face antérieure du scrotum droit, ainsi que la cuisse droite et l'aine d'une souris mâle anesthésiée pesant entre 20 et 25 milligrammes. Ramassez tous les poils détachés à l’aide d’un coton-tige humidifié, puis placez la souris en position dorsale sur un plateau d’observation en plexiglas, sur mesure, composé d’une plaque de base et d’une seconde plaque située au bord de la plaque de base afin d’élever les deux membres postérieurs et le scrotum.Après avoir fixé les pattes avec un champ opératoire élastique, placer la platine sur un tapis chauffant afin de maintenir la température corporelle de l'animal à 37 degrés Celsius. Ensuite, à l’aide d’un grossissement de 10 à 16 fois, utiliser un microscope stéréoscopique et une paire de ciseaux pour pratiquer une incision initiale au niveau de la cuisse droite, juste en avant des vaisseaux fémoraux, depuis le genou jusqu’à l’aine. Identifier l’artère fémorale et la suivre en direction proximale, en libérant l’artère des tissus mous environnants.Ensuite, à l’aide d’une cautérisation thermique, identifier et sectionner une branche artérielle importante menant au testicule gauche. Placer superficiellement une suture de maintien en prolène 6/0 au niveau du testicule gauche. Puis identifier et cautériser thermiquement la grande branche artérielle courant en position médiale au niveau de la cuisse.Ensuite, en utilisant une traction douce, ligaturez l'artère fémorale à la partie distale de la cuisse droite, puis placez un point de suture autour de l'artère fémorale proximale aussi près que possible du centre de l'animal. Placez maintenant un nœud lâche autour de l'artère fémorale, mais ne le serrez pas. Appliquez ensuite une traction douce sur le fil de suture afin de provoquer un fléchissement artériel.Après avoir créé le coudage, utilisez une paire de ciseaux microchirurgicaux pour sectionner soigneusement l'artère, en prenant un soin particulier de ne pas endommager la veine fémorale. Ensuite, insérez le microcathéter préalablement préparé dans l'incision. Détendez délicatement le coudage afin de faciliter le passage du cathéter.Le flux sanguin artériel doit être immédiatement visible dans le cathéter. Avancer lentement le cathéter de quelques millimètres au-delà du point de pliage précédent. Ensuite, serrer la ligature préparée pour fixer le cathéter.À présent, rincez doucement le cathéter avec le chlorure de sodium, puis aspirez la solution afin de confirmer la position correcte du cathéter. Utilisez un morceau de ruban adhésif pour fixer davantage le cathéter sur le plateau de l'opération. Une fois le cathéter correctement fixé et déplacé sur le côté, incisez la peau et la fascia au-dessus de l'aspect ventral du scrotum droit.En prenant soin de ne pas toucher le tissu sous-jacent avec aucun instrument. Prolonger l'incision jusqu'au pli inguinal et doucement jusqu'à l'extrémité distale du scrotum. Ensuite, séparer soigneusement les tissus mous et conjonctifs situés au-dessus du fourreau crémastérique sans toucher le tissu lui-même.Ensuite, placez une suture de maintien en prolène 6-0 à l'extrémité distale du muscle crémastère afin de légèrement l'étendre. Puis, tirez délicatement le muscle vers le haut et vers l'avant pour résecter les tissus mous restants situés sous la gaine musculaire. Après la séparation complète du tissu conjonctif, utilisez une paire de ciseaux pour ouvrir la gaine crémastérique au niveau du bord crânien et prolongez l'incision depuis cette ouverture jusqu'à l'extrémité distale du muscle.Après avoir cautérisé thermiquement le petit vaisseau reliant le testicule au muscle crémastér, utilisez des ciseaux pour couper les connexions restantes entre le muscle et le testicule. Le crémastér ouvert s'étendra désormais à plat sur la platine. Placez ensuite quatre sutures de contention en prolène 6-0 aux bords du tissu et fixez-les avec le champ élastique.Afin d'étaler le tissu musculaire du muscle crémastère à partir de ce point, utilisez une seringue d'un millilitre pour humidifier continuellement le tissu avec du PBS. Après un repos de 15 minutes, injectez 0,05 à 0,1 millilitre de dextrine à 1 %rodine par l'artère fémorale gauche afin d'améliorer le contraste du microvasculaire. Ensuite, déplacez la souris et la platine sous un dispositif à couplage de charge.Microscope à fluorescence équipé d'une caméra vidéo, modifié pour l'illumination en épi, en prenant soin de ne pas déloger le cathéter artériel fémoral. Après avoir ajusté l'objectif à immersion dans l'eau pour une visualisation suffisante de la microcirculation du chma, définir de manière stochastique six veinules postcapillaires pour l'analyse ultérieure de l'adhérence ferme des cellules souches. Ensuite, charger une seringue d'un millilitre avec 200 microlitres des cellules souches de la moelle osseuse du donneur préalablement marquées par fluorescence.Tapotez doucement la seringue pour resuspendre la suspension cellulaire, puis administrez les cellules par cathétérisme fémoral en injections de 40 microlitres, pour un total de cinq injections consécutives. Enregistrez le roulement des cellules souches immédiatement après l'injection des cellules. On définit le roulement comme une réduction de plus de 50 % de la vitesse cellulaire le long de l'endothélium, combinée aux mouvements typiques d'adhérence et de relâchement cellulaire.Après la fin de la microscopie intravitale, retirez soigneusement le muscle crémastère et conservez-le pour une analyse ultérieure. En général, l'interaction des cellules souches ou progénitrices injectées directement avec l'endothélium vasculaire au sein de la microcirculation du muscle crémastère est un événement rare et se produit exclusivement dans les veinules postcapillaires en raison du marquage fluorescent. Les cellules roulantes, indiquées par la flèche noire, et les cellules souches fermement adhérentes, indiquées par les flèches blanches, peuvent être clairement distinguées des leucocytes endogènes circulants dans les veinules.Les conditions de microcirculation, représentées par la vitesse d'écoulement sanguin et le taux de cisaillement pariétal, ne diffèrent généralement pas de manière significative entre les groupes expérimentaux respectifs soumis à différents traitements chimiotactiques. Le traitement local du tissu musculaire du fléau de Ker avec différents chimiotactiques ou médiateurs de la réponse inflammatoire. Par exemple, le facteur dérivé des cellules stromales un alpha ou le facteur de nécrose tumorale alpha est capable d'imiter des conditions microenvironnementales spécifiques.Ces conditions améliorent les interactions entre les cellules souches et les cellules endothéliales à des degrés variables, selon la chimioattractant ou le médiateur appliqué et la population de cellules souches injectée. Après avoir visionné cette vidéo, vous devriez avoir une bonne compréhension de la manière de visualiser in vivo les interactions entre les cellules souches et les cellules athé via la microscopie intravitale de la microcirculation musculaire CreER.

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Une nouvelle méthode polyvalente pour l'observation de la microcirculation est présenté. Il est considéré comme convenable pour observation à long terme, et pour la combinaison avec pharmacophysiological ou moléculaire interventions biologiques.

In vivo la micro-circulation de mesure dans le muscle squelettique par voie intra-vitale microscopie

Microscopie intravitale à suivre spatiale et temporelle des événements hémodynamiques et inflammatoires dans la microcirculation piales.

Microscopie intravitale de la microcirculation cérébrale souris en utilisant une fenêtre fermée crânienne

Une préparation tissulaire est décrit pour la visualisation et la manipulation expérimentale de la microcirculation de vie. Dans les souris mâles anesthésiés, les minces, très vascularisé crémaster muscle est préparé pour la microscopie intravitale pour étudier les réseaux microvasculaires, y compris les artérioles, capillaires et veinules. Cette préparation est facilement adaptable pour les rats et les hamsters.

La préparation de la souris crémaster pour l&#39;imagerie intravitale de la microcirculation

Microiontophorèse entraîne le mouvement des ions à partir d'une micropipette en réponse à une différence de potentiel électrique entre l'intérieur et l'extérieur de la micropipette. Molécules biologiquement actives sont ainsi livrées en proportion de courant électrique. Nous illustrons microiontophorèse acétylcholine en conjonction avec micromanipulation pour étudier endothélium-dépendante la vasodilatation de la microcirculation.

Microiontophorèse et la micromanipulation pour l&#39;imagerie de fluorescence intravitale de la microcirculation

Nous décrivons un protocole de fond clair microscopie intravitale pour la mesure dynamique des interactions cellulaires des neutrophiles-endothélium lors du recrutement des neutrophiles en réponse à la source d'un facteur chimiotactique des neutrophiles in vivo. Neutrophiles ramper intraluminale, migration trans et le chimiotactisme dans les tissus de souris crémaster sont visualisés avec la photographie vidéo en temps-caduque et suivis avec ImageJ.

Suivi des rampants neutrophiles intraluminale, migration trans et le chimiotactisme dans les tissus par microscopie intravitale Vidéo

Numérique intravitale microscopie à épifluorescence des veinules post-capillaires de la microcirculation crémastérien est une méthode pratique pour obtenir un aperçu de leucocytes-endothélial...

En temps réel d&#39;imagerie numérique de leucocytes-endothélial interaction dans l&#39;ischémie-reperfusion (IRI) du muscle Cremaster Rat

Nous rapportons ici une technique expérimentale de la microscopie de fluorescence intravitale de visualiser hétérotypiques plaquettes neutrophiles interactions sur l'endothélium activé lors de l'inflammation vasculaire et la formation de thrombus chez des souris vivantes. Cette technologie microscopique seront très utiles pour étudier le mécanisme moléculaire de la maladie vasculaire et de tester des agents pharmacologiques dans des conditions physiopathologiques.

Imagerie en temps réel des hétérotypique plaquettes neutrophiles interactions sur l&#39;endothélium activé lors de l&#39;inflammation vasculaire et la formation de thrombus chez des souris vivantes

Cette application simplifiée de la microscopie intravitale des veines du mésentère chez la souris peut être utilisée dans différents modèles d’inflammation pour observer les interactions leucocytes-endothéliales et plaquettes-leucocytes.

Interactions Microscopie intravitale des leucocytes endothéliaux et plaquettes-leucocytes dans mésentériques veines chez les souris

Les monocytes sont des médiateurs importants d’arteriogenesis dans le contexte de la maladie artérielle périphérique. En utilisant une matrice de type membrane basale et la microscopie intravitale, ce protocole étudie monocyte autoguidage et axés sur la tumeur de l’angiogenèse après injection de monocytes dans le modèle murin de la ligature de l’artère fémorale.

Microscopie intravitale de Monocyte Homing et axés sur la tumeur de l’angiogenèse dans un modèle murin de la maladie artérielle périphérique

Ici, nous montrons comment effectuer la microscopie intravitale sur les venules post-capillaires du muscle de cremaster de souris. Communément appliqués à différents modèles d’inflammation et de septicémie, en particulier ceux induits par les chimiothérapeutiques et les cytokines, nous soulignons sa pertinence dans l’étude des muscolopathies impliquant l’infiltration musculaire exagérée de leucocyte.

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Le recrutement des leucocytes et des plaquettes constitue un composant essentiel nécessaire à la croissance efficace des artères collatérales au cours de l’artériogenèse. La microscopie multiphotonique est un outil efficace pour suivre la dynamique cellulaire avec une résolution spatio-temporelle élevée in vivo et moins photo-toxicité pour étudier le recrutement et l’extravasation des leucocytes au cours de l’artériogenèse.

Imagerie intravitale multiphotonique pour la surveillance du recrutement leucocytaire au cours de l’artériogenèse dans un modèle murin de membre postérieur

Découvrez la microscopie intravitale pour analyser les interactions cellules souches-endothélium dans le muscle crémaster de souris. Cette méthode permet de quantifier la migration cellulaire en temps réel pour la médecine régénérative.

Microscopie intravitale de la microcirculation dans le muscle de souris Cremaster pour lanalyse des souches périphériques migration cellulaire (Vidéo) | JoVE Journal

Microscopie intravitale de la microcirculation dans le muscle de souris Cremaster pour l'analyse des souches périphériques migration cellulaire

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