Name: Une méthode non invasive pour In situ Détermination du succès de laccouplement chez les femelles homards américains ( Homarus americanus) (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2014-02-07T13:00:00.000+00:00
Duration: 10 min 18 s
Description: Découvrez une méthode non invasive pour évaluer le succès de l'accouplement chez les femelles de homard américain (Homarus americanus). Cette technique aide les chercheurs à comprendre l'impact de la pêche sur la dynamique reproductive.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Les auteurs tiennent à remercier tous les pêcheurs de homard de la Nouvelle Angleterre commerciales dont les bateaux nous ont permis d&#39;échantillonner - leur coopération est très appréciée. En outre, nous remercions Little Bay Lobster Company (Newington, NH) et fruits de mer de Champlin (Point Judith, RI) qui nous a permis de procéder à un échantillonnage à leurs installations. Les étudiants UNH suivantes ont fourni une aide précieuse tout au long de cette étude: Haley Blanc, Françoise Morrison, Sarah Havener, Audra Chaput, et mai Grose. Ce projet a été financé par des subventions NH Seagrant à WHW (projet # R/CFR-11) et une subvention du programme UNH Marine à JSG.

Partie A: Domaine Technique d&#39;échantillonnage Une. Mesures femmes <ol><li> Pour chaque homard femelle, mesurer la longueur de la carapace (CL) et la largeur de la deuxième segment abdominal à la plus proche de 1,0 mm en utilisant une paire d&#39;étriers. NOTE: Le deuxième segment abdominal est mesurée parce que la largeur de l&#39;abdomen (où les femmes portent des œufs) est un indicateur de la maturité sexuelle. En outre, il pourrait être avantageux de déterminer le stade de la mue pour correspondre à plus tard ces données avec le stade de la reproduction (voir l&#39;étape 1.2). </li><li> Couper une petite partie distale de l&#39;un des pléopodes abdominaux (un protocole méthodologique standard homards) et stocker l&#39;eau de mer propre dans pleopod pour les visionner plus tard avec un microscope de dissection 9. REMARQUE: Cette étape peut également révéler la présence de glandes de ciment sur ​​les pléopodes, qui sont une indication que les femmes se préparent à extruder leurs œufs 10. </li></ol> 2. Aiguille Insertion <ol><li> Insérez l&#39;aiguille de la seringue (18 G, voir le tableau 1) ~ 1 cm dans le réceptacle séminal, inclinées vers la queue à 45 ° ~ (figure 1). NOTE: Dans les homards avec des bouchons de spermatozoïdes intacts, l&#39;aiguille peut rencontrer une certaine résistance lors de l&#39;insertion, comme il est poussé à travers le bouchon de sperme avant de parvenir à la plus forte concentration de sperme au fond de la réceptacle séminal (Figure 1). NOTE: La présence de la fiche, en soi, est un indicateur fiable que les homards se sont accouplés. Chez certains animaux, il peut y avoir peu de résistance, peut-être parce que personne ne spermatophore est présent, le spermatophore est petit, il n&#39;a pas encore durci dans un bouchon, ou il peut avoir déjà été utilisé pour féconder un ou plusieurs couvées. </li></ol><img alt="Figure 1" fo:content-width="5in" fo:src="/files/ftp_upload/50498/50498fig1highres.jpg" src="/files/ftp_upload/50498/50498fig1.jpg" wide = &quot;600px&quot; /&gt; Figure 1. insertion de l&#39;aiguille et vue de homard réceptacle séminal. place de l&#39;aiguille pointe arrondie dans le réceptacle séminal de la langouste pour extraire un échantillon de sperme. L&#39;angle et la profondeur de l&#39;aiguille sont à la fois critique d&#39;obtenir des échantillons homogènes. Droite: Vue d&#39;un réceptacle séminal qui a été disséqué et partagée verticalement. Le bouchon de sperme occupe la partie supérieure ou plus à l&#39;extérieur du récipient, tandis que les spermatozoïdes sont situés dans le bas (du point le plus profond) du récipient. Il est important de noter que l&#39;échantillonnage en dessous de cette profondeur peut percer le récipient et entraîner dans un échantillon de sang contaminé. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/50498/50498fig1highres.jpg" target="_blank">Cliquez ici pour agrandir l&#39;image</a> . 3. Pénétrant Plug sperme <ol><li> Après l&#39;insertion initiale, s&#39;accentuer l&#39;angle de l&#39;aiguille à presque verticale (perpendiculaire à l&#39;axe du corps), et très lentement commencer à travaillervers le bas dans le réceptacle. </li><li> Gardez l&#39;aiguille inclinée à un angle de sorte que la pointe est dirigée légèrement vers la queue. Dans ce cas, la pointe de l&#39;aiguille est la compression de la partie supérieure du bouchon, jusqu&#39;à ce qu&#39;elle pénètre finalement dans la matrice. </li><li> Continuer à pousser lentement l&#39;aiguille vers le bas jusqu&#39;à sentir une résistance, une fois de plus - ce qui est le fond du récipient et où l&#39;échantillon est prélevé. </li></ol> 4. Retrait sperme <ol><li> Prélever un échantillon (souvent solide de matériau de bouchon, le sperme et le liquide d&#39;un autre fluide) à partir du fond du récipient et au dépôt de l&#39;échantillon dans un tube en plastique de 2,0 ml étiqueté. </li><li> Rincer le récipient avec ~ 0.1-0.5 ml d&#39;eau de mer froide. </li><li> Enlevez environ 0,3 ml de liquide et le placer dans le même tube. </li><li> des échantillons de sperme de magasin sur la glace jusqu&#39;à ce qu&#39;ils puissent être examinés dans le laboratoire. Partie B: Examen des échantillons de sperme dans le laboratoire NOTE: Les échantillons retirés des réceptacles séminaux de l individu<html> obsters devraient être examinés afin de déterminer si les spermatozoïdes étaient présents ou absents. </li><li> Retirer ~ 50 pi de liquide de chaque tube en plastique, placer sur une lame de verre avec une lamelle, et vue à 100X avec un microscope composé. </li><li> Note échantillons: sperme rares, nombreux, ou absent (cette étude n&#39;a pas quantifié le nombre de spermatozoïdes réels, figure 2). </li></ol><img alt="Figure 2" fo:content-width="5in" fo:src="/files/ftp_upload/50498/50498fig2highres.jpg" src="/files/ftp_upload/50498/50498fig2.jpg" width="600px" /> Figure 2. Images d&#39;échantillons de homard de sperme. Images d&#39;échantillons de sperme prélevés homard de réceptacle séminal de la femelle, comme vu avec un microscope composé à grossissement de 40X. L&#39;image à gauche montre un échantillon qui contenait de nombreux sperme tandis que l&#39;autre (à droite) illustre un échantillon bien maigre (barre d&#39;échelle = 10 pm).Jpg &quot;target =&quot;. _blank &quot;&gt; Cliquez ici pour agrandir l&#39;image.

<ol><li>FAO and Agriculture Organization of the United Nations). Fisheries and Aquaculture Department. , Available from: 
 
 <a target="_blank" href="http://www.fao.org">http://www.fao.org</a> (2012).</li>
<li>MacDiarmid, A., Butler, M. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Sperm+economy+and+limitation+in+spiny+lobsters%5BTitle%5D)+AND+%22Behav.+Ecol.+Sociobiol%22%5BJournal%5D)">Sperm economy and limitation in spiny lobsters.</a> Behav. Ecol. Sociobiol. 46, 14-24 (1999).</li>
<li>Kendall, M. S., Wolcott, D. L., Wolcott, T. G., Hines, A. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Influence+of+male+size+and+mating+history+on+sperm+content+of+ejaculates+of+the+blue+crab+Callinectes+sapidus%5BTitle%5D)+AND+%22%22%5BJournal%5D)">Influence of male size and mating history on sperm content of ejaculates of the blue crab Callinectes sapidus.</a> 230, 235-240 (2002).</li>
<li>Sato, T., Ashidate, M., Goshima, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effects+of+male+mating+frequency+and+male+size+on+ejaculate+size+and+reproductive+success+of+female+spiny+king+crab%2C+Parolithodes+brevipes%5BTitle%5D)+AND+%22Mar.+Ecol.+Prog.+Ser%22%5BJournal%5D)">Effects of male mating frequency and male size on ejaculate size and reproductive success of female spiny king crab, Parolithodes brevipes.</a> Mar. Ecol. Prog. Ser. 296, 251-262 (2005).</li>
<li>Sato, T., Goshima, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Impacts+of+male-only+fishing+and+sperm+limitation+in+manipulated+populations+of+an+unfished+crab%2C+Hapalogaster%5BTitle%5D)+AND+%22%22%5BJournal%5D)">Impacts of male-only fishing and sperm limitation in manipulated populations of an unfished crab, Hapalogaster.</a> 313, 193-204 (2006).</li>
<li>Rondeau, A., Sainte-Marie, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Variable+mate-guarding+time+and+sperm+allocation+by+male+snow+crabs+%28Chionoecetes+opilio%29+in+response+to+sexual+competition%2C+and+their+impact+on+the+mating+success+of+females%5BTitle%5D)+AND+%22Biol.+Bull%22%5BJournal%5D)">Variable mate-guarding time and sperm allocation by male snow crabs (Chionoecetes opilio) in response to sexual competition, and their impact on the mating success of females.</a> Biol. Bull. 201, 204-217 (2001).</li>
<li>Waddy, S. L., Aiken, D. E. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aWaddy%2C+SL+%22Mating+and+insemination+in+the+Ameri+can+lobster%2CHomarus+americanus.+Crustacean+sexual+behavior%22">Mating and insemination in the Ameri can lobster,Homarus americanus. Crustacean sexual behavior</a>. Bauer, R. T., Martin, J. W. , Columbia University Press. NY. 126-144 (1990).</li>
<li>Johnson, K. J., Goldstein, J. S., Watson, W. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Two+methods+for+determining+the+fertility+status+in+early-stage+American+lobster%2C+Homarus+americanus%2C+eggs%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Crust.+Biol%22%5BJournal%5D)">Two methods for determining the fertility status in early-stage American lobster, Homarus americanus, eggs.</a> J. Crust. Biol. 31, 693-700 (2011).</li>
<li>Aiken, D. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Proecdysis%2C+setal+development%2C+and+molt+prediction+in+the+American+lobster+%28Homarus%29%5BTitle%5D)+AND+%22%22%5BJournal%5D)">Proecdysis, setal development, and molt prediction in the American lobster (Homarus).</a> 30, 1337-1344 (1973).</li>
<li>Aiken, D. E., Waddy, S. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cement+gland+development%2C+ovary+maturation%2C+and+reproductive+cycles+in+the+American+lobster+Homarus+americanus%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Crust.+Biol%22%5BJournal%5D)">Cement gland development, ovary maturation, and reproductive cycles in the American lobster Homarus americanus.</a> J. Crust. Biol. 2, 315-327 (1982).</li>
<li>Pugh, T. L., Goldstein, J. S., Lavalli, K. L., Clancy, M., Watson, W. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((At-sea+determination+of+female+American+lobsters+%28Homarus+americanus%29+mating+activity%3A+Patterns+vs.+expectations%5BTitle%5D)+AND+%22Fish.+Res%22%5BJournal%5D)">At-sea determination of female American lobsters (Homarus americanus) mating activity: Patterns vs. expectations.</a> Fish. Res. 147, 327-337 (2013).</li>
<li>Bauer, R. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Phylogenetic+trends+in+sperm+transfer+and+storage+complexity+in+decapod+crustaceans%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Crust.+Biol%22%5BJournal%5D)">Phylogenetic trends in sperm transfer and storage complexity in decapod crustaceans.</a> J. Crust. Biol. 6, 313-325 (1986).</li>
<li>Talbot, P., Helluy, S. Reproduction and embryonic development. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aTalbot%2C+P+%22Biology+of+the+Lobster%3A+Homarus+americanus%22">Biology of the Lobster: Homarus americanus</a>. Factor, J. R. , Academic Press. NY. 177-216 (1995).</li>
<li>Cooper, R. A., Uzmann, J. R. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aCooper%2C+RA+%22Ecology+of+juvenile+and+adult+Homarus.+The+biology+and+management+of+lobsters%22">Ecology of juvenile and adult Homarus. The biology and management of lobsters</a>. Cobb, J. S. 2, Academic Press. NY. 97-142 (1980).</li>
<li>Estrella, B. T., McKiernan, D. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Catch-per-unit-effort+and+biological+parameters+from+the+Massachusetts+coastal+lobster+%28Homarus+americanus%29+resource%3A+description+and+trends%5BTitle%5D)+AND+%22NOAA+Tech.+Rep.+NMFS%22%5BJournal%5D)">Catch-per-unit-effort and biological parameters from the Massachusetts coastal lobster (Homarus americanus) resource: description and trends.</a> NOAA Tech. Rep. NMFS. 81, (1989).</li>
<li>Waddy, S. L., Aiken, D. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Multiple+fertilization+and+consecutive+spawning+in+large+American+lobster%2C+Homarus+americanus%5BTitle%5D)+AND+%22Can.+J.+Fish.+Aquat.+Sci%22%5BJournal%5D)">Multiple fertilization and consecutive spawning in large American lobster, Homarus americanus.</a> Can. J. Fish. Aquat. Sci. 43, 2291-2294 (1986).</li>
<li><a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Atlantic+States+Marine+Fisheries+Commission+%28ASMFC%29.+American+lobster+stock+assessment+report+for+peer+review%5BTitle%5D)+AND+%22ASMFC+Stock+Assessment%22%5BJournal%5D)">Atlantic States Marine Fisheries Commission (ASMFC). American lobster stock assessment report for peer review.</a> ASMFC Stock Assessment. , Washington, D.C. (2009).</li>
</ol>

Les auteurs déclarent aucun conflit d&#39;intérêt.

Cette vidéo et papier contour et démontrer une méthode pour déterminer si les homards femelles se sont accouplés avec succès. Cette approche est suffisamment simple pour qu&#39;il puisse être utilisé pour l&#39;échantillonnage à grande échelle de homards en mer par une variété d&#39;utilisateurs. La méthode est basée sur la détection de la présence d&#39;un spermatophore dans le réceptacle séminal qui est passée du sexe masculin au homards femelles pendant l&#39;accouplement. Ces spermatophores durcissent partiellement ...

<html> Homard d&#39;Amérique (Homarus americanus) est l&#39;une des pêches les plus productives de l&#39;Atlantique Nord (~ 56 000 tonnes en 2011, d&#39;une valeur plus de 390 millions $) 1. Cependant, il ya un manque général de compréhension en ce qui concerne la dynamique de reproduction de cette espèce dans les populations sauvages. Produire des estimations plus précises de la reproduction, y compris le nombre et la taille des individus participant activement à la reproduction, peut améliorer le processus d&#39;évaluation des stocks. Ainsi, les femelles qui sont empêchés de réaliser leurs potentialités reproductives raison de limitation de spermatozoïdes ont été identifiés comme une inquiétude pour plusieurs de crustacés marines exploitées commercialement, notamment: langoustes de 2, crabes bleus 3, crabes royaux 4, crabes 5 et crabes des neiges 6. L&#39;objectif global est de déterminer si la limitation de sperme pourrait être un facteur dans certaines régions de la pêche au homard américain ainsi. nt &quot;&gt; Les premiers signes d&#39;un problème potentiel de limitation du sperme chez les homards ont été observés pendant la conduite d&#39;une étude de marquage sans rapport avec les homards femelles ovigères (avec des oeufs visiblement intactes, récemment extrudés). Récupération des rapports de pêcheurs a indiqué que ~ 15% de ces animaux avait chuté leurs couvées après seulement 1-2 mois. L&#39;hypothèse de travail est que certains homards portaient des oeufs qui n&#39;ont pas été fécondés et, par conséquent, «tombé» 7. données préliminaires d&#39;une étude qui a suivi ont confirmé le fait que les homards extruder des oeufs, même si elles ne sont pas accouplés avec succès et ces œufs non fécondés ne sont effectués pour ~ 1 mois 8. Par conséquent, compte tenu de l&#39;observation des femelles portant des oeufs non fécondés dans les populations naturelles, nous avons cherché à déterminer la mesure dans laquelle la limitation de sperme pourrait contribuer à un niveau sous-maximal de reproduction par homards sexuellement matures. Pour atteindre cet objectif, une technique a été développée pour détecter la spermatophore déposé par les hommes pendant l&#39;accouplement. Ce papier et vidéo décrivent une méthode simple non invasif développé pour déterminer le succès d&#39;accouplement des femelles homards. La technique peut être utilisée rapidement et de façon fiable à la mer, soit à bord de la recherche ou des navires de pêche commerciale. Les détails de ce procédé de prélèvement, ainsi que quelques résultats représentatifs sont présentés pour illustrer l&#39;application de la technique.

<table><tbody><tr><td>Etriers</td><td>Mitutoyo Digimatic</td><td>500-196-20</td><td>http://www.globalindustrial.com</td></tr><tr><td>Seringue Luer-Lok 3 ml</td><td>Beckton-Dickinson</td><td></td><td>309585 www.bd.com</td></tr><tr><td>Aiguilles émoussées monoject à moyeu en aluminium, 18 G x 1</td><td>Webster Veterinary</td><td>8881202348</td><td>www.mywebstervet.com</td></tr><tr><td>2,0 ml Tubes de stockage en plastique</td><td>Eppendorf</td><td>wu-06333-72</td><td>http://www.coleparmer.com</td></tr><tr><td>Glacière en polystyrène expansé avec glace</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Microscope optique composé</td><td>Olympus</td><td>BH System</td><td>http://www.olympusamerica.com</td></tr><tr><td>Côtés en verre avec lamelle</td><td></td><td></td> de recouvrement <td>75 mm x 25 mm, ~1 mm d’épaisseur</td></tr><tr><td>Pipette avec embouts jetables</td><td></td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

une méthode non invasive pour<em&gt; in situ</em&gt; détermination du succès de l&#39;accouplement chez les femelles homards américains (<em&gt; homarus americanus</em&gt;)

A Noninvasive Method For In situ Determination of Mating Success in Female American Lobsters (Homarus americanus)

En dépit d&#39;être l&#39;une des pêches les plus productives de l&#39;Atlantique Nord-Ouest, il reste encore beaucoup sur la dynamique de reproduction naturelle de homards américains. Des travaux récents dans les populations de crustacés exploités (crabes et homards) suggère qu&#39;il existe des circonstances où les femelles matures sont incapables d&#39;atteindre leur potentiel de reproduction complet en raison de la limitation de sperme. Pour examiner cette possibilité dans les différentes régions de la pêche au homard, une méthode fiable et non invasive a été développé pour échantillonner un grand nombre de femelles homards en mer. Ce procédé consiste à insérer une aiguille à pointe arrondie dans le réceptacle séminal de la femelle pour déterminer la présence ou l&#39;absence d&#39;un bouchon de spermatozoïdes et de retirer un échantillon qui peut être examinée pour la présence de spermatozoïdes. Une série d&#39;études de contrôle ont été menées sur le quai et dans le laboratoire pour tester la fiabilité de cette technique. Ces efforts ont entraîné échantillonnage 294 homards femelles pour confirmer que la présence ofa fiche de sperme était un indicateur fiable de spermatozoïdes dans le réceptacle et donc, l&#39;accouplement. Ce document détaille la méthodologie et les résultats obtenus à partir d&#39;un sous-ensemble de l&#39;ensemble des femmes de l&#39;échantillon. Parmi les 230 homards femelles prélevées dans le banc Georges et Cape Ann, MA (gamme de taille = 71 à 145 mm de longueur de carapace), 90,3% étaient positifs pour le sperme. Explications possibles de l&#39;absence de spermatozoïdes dans certaines femelles comprennent: l&#39;immaturité (manque de maturité physiologique), la répartition de la prise de sperme après avoir été utilisé pour fertiliser une couvée d&#39;oeufs, et le manque d&#39;activité de l&#39;accouplement. Les enquêtes indiquent que cette technique pour examiner le succès d&#39;accouplement des femelles homards est un indicateur fiable qui peut être utilisé dans le domaine de documenter l&#39;activité de reproduction dans les populations naturelles.

<html> Les données présentées ici sont pour un sous-ensemble de homards femelles qui proviennent à la fois du littoral et les centres offshore. Le groupe de nearshore composée de 44 homards qui ont été capturés dans les eaux côtières près de Cape Ann, Massachusetts et transportés dans des glacières au laboratoire pour examen. Un total de 186 homards en mer ont été capturés sur le banc Georges et échantillonné à un centre de détention commercial dans le New Hampshire. Des échantillons de sperm...

Les changements induits par la pêche-à pêche de crustacés exploités, comme la pêche au homard américain, pourraient influer sur leur dynamique de reproduction, conduisant à une réduction dans le succès de l&#39;accouplement. L&#39;objectif de cette étude était de développer une méthode non invasive pour déterminer le succès d&#39;accouplement des homards femelles qui peuvent être physiologiquement ou fonctionnellement mature.

Une méthode non invasive pour<em&gt; In situ</em&gt; Détermination du succès de l&#39;accouplement chez les femelles homards américains (<em&gt; Homarus americanus</em&gt;)

Despite being one of the most productive fisheries in the Northwest Atlantic, much remains unknown about the natural reproductive dynamics of American ...

L’Homard américain est une espèce emblématique répandue sur toute son aire géographique, du Canada atlantique au Nouveau-England. Il fait l’objet de l’une des pêcheries monospécifiques les plus importantes des États-Unis orientaux dans de nombreuses régions. Le succès durable de cette pêcherie est attribué à diverses mesures de gestion, notamment des contrôles biologiques destinés à préserver les stocks reproducteurs.Ces réglementations incluent des limites minimales et maximales de taille, la protection des femelles porteuses d'œufs et l'interdiction de la récolte des femelles en forme de V, considérées comme des reproductrices confirmées. L'avenir de la pêche au homard dépend en partie d'un apport sain de nouveaux recrues, qui dépendent du succès du système d'accouplement du homard. Toutefois, le caractère fortement exploité de cette pêche, semblable à celui d'autres pêcheries de crustacés à travers le monde, pourrait influencer la dynamique reproductive de cette espèce.Par conséquent, l'objectif de ce travail était de développer une méthode simple et non invasive permettant de déterminer le succès d'accouplement des femelles de homard sexuellement matures. Le sexe d'un homard se distingue mieux en examinant sa surface ventrale, représentée à gauche pour une femelle, caractérisée principalement par la première paire de lobes PLE, plats et ramifiés. Les femelles possèdent également un réceptacle séminal de forme ovale dans lequel elles stockent le spermatophore transmis par le mâle.Le mâle est représenté à droite, reconnaissable à la première paire de péréiopodes qui est quelque peu conique et durcie. Ces gonopodes aident au transfert du spermatophore vers le réceptacle séminal de la femelle.On voit également les pores génitaux du mâle par lesquels ce SPO métaphorique est extrudé. Au cours du comportement de parade, les homards mâles et femelles affichent des comportements complexes incluant une communication chimiquement médiée et le partage d'abris. Le partage d'abri se produit à la fois avant et après la mue de la femelle et peut être interprété comme une garde de la femelle par le mâle ; l'accouplement a généralement lieu moins d'une heure après la mue de la femelle et ne dure qu'un très court instant.Le mâle retourne la femelle récemment mue sur le dos afin de transférer le spermatophore SS dans son réceptacle séminal. Une femelle homard peut stocker le sperme provenant d'un accouplement pendant deux ans ou plus, après quoi elle extrude sa ponte. Les œufs sont fixés aux péripodes de la femelle, situés sur la face inférieure de son abdomen.Le développement des œufs prend généralement de neuf à onze mois et dépend fortement de la température de l'eau de mer. Les œufs éclosent en larves planctoniques au printemps et en été, puis passent par plusieurs stades larvaires avant de se fixer au fond en tant que juvéniles. La méthode que nous décrivons ici fournit une technique permettant d'obtenir des échantillons de sperme à partir d'un grand nombre de femelles de homard à bord de bateaux commerciaux de pêche au homard ou d'autres plateformes d'inventaire en mer.Une aiguille à bout émoussi est insérée dans le réceptacle séminal femelle et une partie du spermatophore accompagnée des spermatozoïdes associés est retirée. L'échantillon de spermatozoïdes peut ensuite être conservé et examiné ultérieurement en laboratoire. En raison de la structure du réceptacle séminal, nous n'avons observé aucune mortalité liée à cette technique.Le matériel nécessaire pour l'échantillonnage sur le terrain comprend un réfrigérateur portatif avec de la glace pour maintenir les échantillons au frais. Des vials d'échantillonnage de 2 ml. Nous avons utilisé des tubes en plastique einor, une aiguille de calibre 18 à extrémité émoussée fixée à une seringue de 3 cm³ et de l'eau de mer propre et froide.Le matériel stérile est idéal mais pas indispensable. Vous aurez également besoin d'un pied à coulisse pour enregistrer les caractéristiques morphométriques du homard, telles que la longueur du carpe, la largeur abdominale et les dimensions de la pince, si désiré. Des fiches de données pré-imprimées sont utilisées pour noter ces mesures ainsi que le numéro d'identification des tubes d'échantillonnage.L'échantillonneur devrait également enregistrer des détails tels que la date, le lieu d'échantillonnage et la méthode de capture, par exemple un piège commercial. Par exemple, mesurer chaque homard au millimètre près à l'aide d'un pied à coulisse ; la longueur du carapace doit être prise de manière dorsale, depuis l'arrière de l'orbite oculaire jusqu'à l'extrémité du carapace. Parfois, des mesures supplémentaires, telles que la largeur abdominale, peuvent être utiles pour estimer un indice de maturité.Plus tard, à l’aide d’un pied à coulisse, mesurez la longueur standard du carus. Ensuite, retournez l’animal avec le côté ventral vers le haut pour mesurer la largeur abdominale. Pour prélever l’échantillon de sperme du réceptacle séminal, tenez le homard femelle avec le côté ventral vers le haut et l’abdomen orienté vers vous.Insérez l'aiguille de la seringue dans le réceptacle séminal. S'il est présent, un spermatophore formera un bouchon de sperme très ferme. Vous devrez pénétrer soigneusement, vider la seringue dans un tube préalablement étiqueté, remplir la seringue avec une petite quantité d'eau de mer propre, puis injecter dans le réceptacle séminal.Cela aidera à dissocier les spermatozoïdes du bouchon dur. Ensuite, remonter le piston à nouveau et déposer cet échantillon supplémentaire dans le même tube. L'angle et la profondeur de l'aiguille sont tous deux critiques pour obtenir des échantillons cohérents.Dans cette image, le réceptacle séminal a été disséqué et ouvert verticalement. Le bouchon spermatique occupe la partie supérieure du réceptacle, tandis qu'un spermatozoïde se trouve en bas, au point le plus profond du réceptacle. Le réceptacle mesure environ un centimètre de profondeur, selon la taille de la femelle, et l'aiguille devra pénétrer le bouchon durci afin de prélever l'échantillon de sperme.Veillez à ne pas percer la substance semblable à une coquille située au fond du récipient. Nous allons maintenant montrer le processus d'échantillonnage plus lentement. Dans un cadre de laboratoire.Nous recommandons à toute personne souhaitant utiliser cette technique de s'entraîner d'abord en laboratoire avant de tenter de prélever des échantillons sur le terrain. Là encore, tenez le homard avec sa face ventrale vers le haut et son abdomen orienté vers vous. Utilisez une aiguille à bout émoussi, en commençant avec un angle de 45 degrés et la pointe dirigée vers l'abdomen, afin de pénétrer le réceptacle séminal et de rechercher un bouchon de sperme.S'il y a un bouchon de sperme, c'est à cet endroit que la résistance sera ressentie lors de l'application d'une pression constante. Tournez légèrement l'aiguille pour faciliter cette pénétration. Traversez le bouchon de sperme en insérant l'aiguille d'environ un centimètre, comme indiqué par la marque de repère noire sur l'aiguille illustrée.Videz la seringue dans un tube d'échantillon. Ensuite, remplissez la seringue avec une très petite quantité d'eau de mer fraîche et froide pour rincer le réceptacle séminal, puis videz à nouveau le contenu dans le tube d'échantillon entre les lobes. Veillez à bien rincer la seringue afin d'éviter toute contamination.Essuyez l'aiguille, puis remplissez et videz plusieurs fois la seringue afin de vous assurer que tout matériau d'échantillon a été éliminé. Avant de prélever un autre homard, nous recommandons de remplacer la seringue et l'aiguille après plusieurs utilisations pour le traitement et l'identification du sperme. Vous aurez besoin d'une pipette de 200 microlitres, de pointes de pipette jetables, de lames de microscope et de lamelles.Prenez un tube d'échantillon de sperme et retirez environ 200 microlitres de matériau liquide. Déposez ce volume sur une lame de microscope correctement étiquetée, munie d'une lamelle, en utilisant un microscope composé standard avec un grossissement de 100 ×, afin de déterminer la quantité de spermatozoïdes présents. Les spermatozoïdes sur la lame de microscope peuvent être orientés selon de nombreuses positions différentes, y compris des vues verticales et latérales.Comme on le voit sur ces images d'exemple, nous recommandons d'utiliser des descriptions qualitatives telles que nombreuses, rares ou absentes pour décrire la quantité de spermatozoïdes présents. Nous avons utilisé avec succès cette technique dans de nombreux lieux en mer et lors de prélèvements de homards dans les ports. Les résultats présentés ici proviennent de homards capturés en haute mer sur le banc Georges, que nous avons pu échantillonner dans une installation commerciale de stockage.Au total, 84 % de ces femelles avaient du sperme dans leurs réceptacles séminal. De manière surprenante, celles qui n’en avaient pas se situaient au milieu de l’intervalle de taille, et non parmi les tailles plus petites, potentiellement immatures. Cette technique n’est pas destinée à quantifier les quantités réelles de sperme dans le métaphore spermatique.Elle offre plutôt une méthode non invasive qui peut être utilisée en mer pour déterminer si une femelle d’homard a réussi sa reproduction. Plus nous en savons sur le succès reproducteur des homards, mieux nous pouvons comprendre les impacts de l’exploitation de cette espèce et ainsi gérer de façon appropriée cette ressource marine précieuse.

a-noninvasive-method-for-situ-determination-mating-success-female

Research

Recherche

JoVE Journal

Environment

Environnement

Ce protocole vidéo démontre une méthode pour étudier les effets du liquide séminal chez les gastéropodes, en utilisant l’escargot hermaphrodite d’eau douce Lymnaea stagnalis.

Effet de la Femme accessoire Gland produits sur la ponte dans les gastéropodes

L’objectif de ce protocole est de fournir aux utilisateurs un ensemble de méthodes pour la décapsulation à haut débit des embryons et des larves de Lymnaea stagnalis en préparation de l’hybridation in situ sur l’ensemble du mont, et pour les traitements ultérieurs de pré et post-hybridation.

A Mont entier<em&gt; In Situ</em&gt; Méthode Hybridation pour le mollusque gastéropode<em&gt; Lymnaea stagnalis</em

Nous présentons ici un protocole visant à isoler et de caractériser la structure, puissance olfactive et réaction de composés de phéromones putatifs de la lamproie marine.

L’Identification des phéromones de la lamproie marine à l’aide de fractionnement Bioassay-guidé

Nous présentons ici un protocole afin de suivre individuellement les animaux sur une longue période de temps. Il utilise la vision par ordinateur pour identifier un ensemble de balises construits manuellement en utilisant un groupe de homards comme étude de cas, en fournissant des informations sur la façon de la maison, manipuler et marque les homards.

Suivi à long terme de vidéo d’animaux aquatiques Cohoused : une étude de cas de l’activité locomotrice quotidienne de la langoustine (Nephrops norvegicus)

Dans le présent protocole, les méthodes pour effectuer des croisements de consanguinité et à l’évaluation de la réussite de ces croisements, sont décrites pour la fourmi Vollenhovia emeryi. Ces protocoles sont importants pour les expériences visant à comprendre les bases génétiques des systèmes de détermination du sexe dans les hyménoptères.

L’induction et l’évaluation des croisements de consanguinité à l’aide de la fourmi, Vollenhovia Emeryi

Cet article illustre la procédure d’implantation d’une balise acoustique micro en juvéniles Pacifique lamproie et anguille d’Amérique. Notre demande est fondée sur des essais en laboratoire, qui indiquent que les balises acoustiques peuvent être implantés avec succès avec aucun effet apparent sur la capacité ou de survie et de pertes minimes de natation.

Implantation d’une nouvelle balise acoustique Micro en juvénile lamproie du Pacifique et l’anguille d’Amérique

Le but de ce protocole est de génotype de l'anémone de mer Nematostella vectensis pendant la gastrulation sans sacrifier l'embryon.

Génotypage de l'anémone de mer pendant le développement précoce

Le sperme doit naviguer avec succès à travers l’oviducte pour fertiliser un ovocyte. Ici, nous décrivons un dosage pour mesurer la migration des spermatozoïdes dans l’utérus hermaphrodite de C. elegans . Ce dosage peut fournir des données quantitatives sur la distribution du sperme dans l’utérus après l’accouplement, ainsi que sur la vitesse, la vitesse directionnelle et la fréquence d’inversion.

Mesure du sperme guidage et motilité dans le Caenorhabditis elegans hermaphrodite appareil de reproduction

La conservation des moules d'eau douce dépend de la surveillance des modèles et des processus de reproduction des espèces. Cette étude normalise un protocole non létal pour l'échantillonnage du contenu des branchies, caractérisant le développement larvaire et fournissant un référentiel numérique pour les données recueillies. Ce paquet de base de données de protocolesera un outil important pour les chercheurs de moules dans le rétablissement des espèces menacées.

Normalisation d'une méthode non létale pour caractériser l'état reproducteur et le développement larvaire des moules d'eau douce (Bivalvia: Unionida)

La mesure de la fréquence cardiaque lors d’un défi thermique donne un aperçu des réponses physiologiques des organismes à la suite d’un changement environnemental aigu. Utilisant le homard américain (Homarus americanus) comme organisme modèle, ce protocole décrit l’utilisation de la pneumographie d’impedance comme approche relativement non invasive et non létale pour mesurer la fréquence cardiaque dans les invertébrés à un stade avancé.

Pneumographie d’impedance pour la mesure mini-invasive de la fréquence cardiaque dans les invertébrés de stade avancé

Nous présentons ici une méthode générale pour déterminer la viabilité embryonnaire et le nombre total d’embryons produits (couvée) à l’aide de l’organisme modèle C. elegans.

Mesure de la viabilité embryonnaire et de la taille du couvain chez Caenorhabditis elegans

Découvrez une méthode non invasive pour évaluer le succès de l'accouplement chez les femelles de homard américain (Homarus americanus). Cette technique aide les chercheurs à comprendre l'impact de la pêche sur la dynamique reproductive.

Une méthode non invasive pour In situ Détermination du succès de laccouplement chez les femelles homards américains ( Homarus americanus) (Vidéo) | JoVE Journal

Une méthode non invasive pour

Explorer plus de vidéos