Name: Perméabilisation des cellules adhérant à laide dun gaz inerte Jet (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2013-09-04T14:00:00.000+00:00
Duration: 8 min 21 s
Description: Apprenez la perméabilisation temporaire des cellules adhérentes par jet de gaz inerte. Cette technique mécanique facilite le transfert de biomolécules et de matériel génétique dans les cellules mammifères.

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Les auteurs tiennent à remercier les sources de financement suivantes: Instituts de recherche en santé du Canada (IRSC), les Sciences naturelles et du Conseil de recherches en génie (CRSNG).

Une. Programme de développement des LabView <ol><li> Un régulateur de débit massique (MKS M100B Mass-Flo Controller) est fixée à la conduite de gaz d&#39;hélium à assurer un débit de gaz précis. Cette unité est commandée par une tension d&#39;entrée, compris entre 0 et 5 V. Une boucle de commande dans le programme de LabView détermine la tension requise à un moment donné. L&#39;interfaçage entre l&#39;ordinateur et le contrôleur de débit massique est exécutée par un dispositif d&#39;acquisition de données (NI USB-6009), et une alimentation électrique de 12 V alimente le régulateur de débit massique. </li><li> Deux coulisseaux de positionnement linéaires sont utilisés pour contrôler le mouvement de la plaque à 6 puits, une pour chaque direction. Chaque ensemble se compose d&#39;un MA15-série Velmex Assemblée Unislide couplé avec un moteur pas à pas, et les deux assemblées sont contrôlées par un seul Velmex VXM Stepping Motor Controller. Le dispositif de commande permet de pulser manuel de chaque moteur ou accepte une chaîne de commandes série externes, dont la combinaison permet de mouvement p spécifiqueConstantes. Plusieurs modèles peuvent être programmées dans le programme de LabView, obligeant l&#39;utilisateur à ne fournir que la vitesse de la flamme désirée, ainsi que les dimensions de trajectoire. </li></ol> 2. Préparation de l&#39;équipement <ol><li> Ouvrez la fois la bouteille d&#39;hélium et le régulateur. </li><li> Mettre en marche le dispositif de commande du moteur. </li><li> Ouvrez le programme LabView et vérifier toutes les conditions. </li><li> Assurez-vous que la plate-forme est centrée. Pour vérifier, regardez à chaque étape de moteur et vérifier que chaque chariot n&#39;est pas près de chaque extrémité de la scène. Soit que le centre du programme, les voitures de régler manuellement ou en utilisant les contrôles de jogging sur le devant de la commande de moteur. </li><li> Si c&#39;est la première course de la journée, il est recommandé d&#39;exécuter le programme une fois sans cellules, pour assurer l&#39;installation fonctionne correctement. </li></ol> 3. Préparation de la hauteur capillaire Jet Nozzle Gas <ol><li> Retirez le capillaire du support et zéro la molette de hauteur. </li><li> Placez le 6 puits plaque on la plate-forme. </li><li> Remplacer et abaisser le capillaire du jet de gaz au fond du puits, jusqu&#39;à ce qu&#39;il frappe la lamelle. Fixer le capillaire dans le support. </li><li> Utilisation de la molette de hauteur, augmenter le capillaire 3 mm. Marquer cette hauteur sur la base capillaire. </li><li> Soulevez le capillaire à une hauteur sécuritaire, puis retirez la plaque de 6 puits. </li></ol> 4. Cellule Protocole perméabilisation <ol><li> Culture lignée de cellules adhérentes jusqu&#39;à confluence de la couverture de verre glisse dans une plaque à 6 puits en utilisant des techniques de culture standard. Pour les cellules HeLa, semences plaques de 6 puits avec 2 x 10 5 cellules par puits et incuber pendant 48 heures avant le traitement. </li><li> Préparer une quantité appropriée de la solution contenant le vecteur désiré. Pour hrGFPII-1, une concentration de 50 ng / ul dans du PBS 1x fournit un fort signal de fluorescence dans les cellules HeLa 24 heures après la transfection. Pour les études de dextrane, de 80 pg / ml de 10 kDa dextran fluorescent vert est recommandée. Désormais, cette solution sera soumise à uns &quot;de la solution de vecteur&quot;. </li><li> Retirer milieux de culture cellulaire de bien rincer et trois fois avec PBS 1x. </li><li> Pipeter 1370 pi de solution de vecteur préparés à l&#39;étape 4.2 dans le puits. Il devrait en résulter une profondeur de liquide d&#39;environ 1,3 mm. </li><li> Placer le puits contenant la solution de vecteur au centre de la plate-forme. Abaisser la buse d&#39;éjection de gaz au niveau préalablement marquée indiquant une hauteur de buse de 3 mm au-dessus du coulisseau. </li><li> Réglez le débit d&#39;hélium dans le programme LabView et sélectionnez le modèle de mouvement désiré à être utilisé. Sélectionnez &quot;Exécuter&quot; lorsque vous êtes prêt à commencer le protocole de perméabilisation. Il y aura une période initiale de latence au cours de laquelle le contrôleur de débit massique se prépare à fournir le débit nécessaire. Une fois que le débit d&#39;écoulement approprié a été atteint, le programme de LabView va activer les moteurs pas à pas pour déplacer le puits dans le modèle de perméabilisation souhaitée. Une fois la plate-forme s&#39;est arrêté, attendre environ 30 secondes et retirer la solution de vecteur.Remarque: perméabilisation optimale se produit à proximité d&#39;une pression dynamique de 100 à 200 Pa à la sortie de la buse, en fonction du diamètre du capillaire. </li><li> Lavez bien trois fois avec PBS 1x. </li><li> Remplissez bien avec milieu de culture frais. </li><li> Répétez les étapes 4.3 à 4.6 pour le nombre désiré d&#39;expériences. Remarque: Assurez-vous d&#39;inclure des échantillons de contrôle qui consistent en des puits étant remplis avec la solution de vecteur sans le jet de gaz est de fonctionner sur eux. Laissez la solution dans les puits de contrôle pendant environ 1 min, puis suivez les étapes 4.5 et 4.6. </li><li> Si l&#39;exécution d&#39;une expérience de transfection hrGFP, retourner la plaque de 6 puits à l&#39;incubateur pendant 24 heures pour permettre au matériau transfectées pour être transcrit par les cellules. Si l&#39;exécution d&#39;une expérience de perméabilisation dextran, retourner la plaque de 6 puits à l&#39;incubateur pendant 15 min. </li></ol> 5. Imagerie cellulaire <ol><li> Si vous le souhaitez, immédiatement avant l&#39;imagerie, de contraste avec tache direct / morts approprié pour évaluer la mort cellulaire. </li><li> cellules d&#39;image avec appropmicroscope riés d&#39;enquêter transfection / perméabilisation efficacité. </li></ol>

<ol><li>Rosenberg, S. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Gene+transfer+into+humans--immunotherapy+of+patients+with+advanced+melanoma%2C+using+tumor-infiltrating+lymphocytes+modified+by+retroviral+gene+transduction%5BTitle%5D)+AND+%22The+New+England+Journal+of+Medicine%22%5BJournal%5D)">Gene transfer into humans--immunotherapy of patients with advanced melanoma, using tumor-infiltrating lymphocytes modified by retroviral gene transduction.</a> The New England Journal of Medicine. 323, 570-578 (1990).</li>
<li>Yang, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cellular+immunity+to+viral+antigens+limits+E1-deleted+adenoviruses+for+gene+therapy%5BTitle%5D)+AND+%22Proceedings+of+the+National+Academy+of+Sciences+of+the+United+States+of+America%22%5BJournal%5D)">Cellular immunity to viral antigens limits E1-deleted adenoviruses for gene therapy.</a> Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 91, 4407-4411 (1994).</li>
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<li>Chu, G., Hayakawa, H., Berg, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Electroporation+for+the+efficient+transfection+of+mammalian+cells+with+DNA%5BTitle%5D)+AND+%22Nucleic+Acids+Research%22%5BJournal%5D)">Electroporation for the efficient transfection of mammalian cells with DNA.</a> Nucleic Acids Research. 15, 1311-1326 (1987).</li>
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<li>Greenleaf, W. J., Bolander, M. E., Sarkar, G., Goldring, M. B., Greenleaf, J. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Artificial+cavitation+nuclei+significantly+enhance+acoustically+induced+cell+transfection%5BTitle%5D)+AND+%22Ultrasound+in+Medicine+%26+Biology%22%5BJournal%5D)">Artificial cavitation nuclei significantly enhance acoustically induced cell transfection.</a> Ultrasound in Medicine & Biology. 24, 587-595 (1998).</li>
<li>Yang, N. S., Burkholder, J., Roberts, B., Martinell, B., McCabe, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((In+vivo+and+in+vitro+gene+transfer+to+mammalian+somatic+cells+by+particle+bombardment%5BTitle%5D)+AND+%22Proceedings+of+the+National+Academy+of+Sciences+of+the+United+States+of+America%22%5BJournal%5D)">In vivo and in vitro gene transfer to mammalian somatic cells by particle bombardment.</a> Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 87, 9568-9572 (1990).</li>
<li>Hallow, D. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Shear-induced+intracellular+loading+of+cells+with+molecules+by+controlled+microfluidics%5BTitle%5D)+AND+%22Biotechnology+and+Bioengineering%22%5BJournal%5D)">Shear-induced intracellular loading of cells with molecules by controlled microfluidics.</a> Biotechnology and Bioengineering. 99, 846-854 (2008).</li>
<li>Chouinard-Pelletier, G. L., Guay, M., Coulombe, D., Leask, S., L, R., Jones, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Use+of+inert+gas+jets+to+measure+the+forces+required+for+mechanical+gene+transfection%5BTitle%5D)+AND+%22Biomedical+Engineering+Online%22%5BJournal%5D)">Use of inert gas jets to measure the forces required for mechanical gene transfection.</a> Biomedical Engineering Online. 11, (2012).</li>
<li>Leduc, M., Coulombe, S., Leask, R. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Atmospheric+Pressure+Plasma+Jet+Deposition+of+Patterned+Polymer+Films+for+Cell+Culture+Applications%5BTitle%5D)+AND+%22Ieee+T.+Plasma+Sci%22%5BJournal%5D)">Atmospheric Pressure Plasma Jet Deposition of Patterned Polymer Films for Cell Culture Applications.</a> Ieee T. Plasma Sci. 37, 927-933 (2009).</li>
<li>Lu, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Microfluidic+shear+devices+for+quantitative+analysis+of+cell+adhesion%5BTitle%5D)+AND+%22Analytical+Chemistry%22%5BJournal%5D)">Microfluidic shear devices for quantitative analysis of cell adhesion.</a> Analytical Chemistry. 76, 5257-5264 (2004).</li>
<li>Sankin, G. N., Yuan, F., Zhong, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Pulsating+tandem+microbubble+for+localized+and+directional+single-cell+membrane+poration%5BTitle%5D)+AND+%22Physical+Review+Letters%22%5BJournal%5D)">Pulsating tandem microbubble for localized and directional single-cell membrane poration.</a> Physical Review Letters. 105, 078101(2010).</li>
</ol>

Les auteurs déclarent qu&#39;ils n&#39;ont aucun intérêt financier concurrents.

Jet de gaz inerte perméabilisation est une technique utile pour la transfection de cellules adhérentes. Il offre la possibilité de transférer des biomolécules dans des cellules à l&#39;aide de forces mécaniques, ce qui élimine le besoin pour des produits chimiques potentiellement nocives ou des vecteurs viraux. La technique pourrait permettre aux chercheurs et aux cliniciens un moyen efficace et relativement simple pour la transfection des cellules précisément. La sélectivité de la perméabilisation est également unique ...

Avec l&#39;évolution de la biomédecine et la compréhension de la mécanique des cellules, la livraison de biomolécules dans les cellules est devenu vital pour de nombreux domaines de recherche et les traitements médicaux. Différentes techniques ont été mises au point pour introduire les molécules étrangères à travers la membrane plasmique et dans le cytosol de la cellule. Ceux-ci peuvent généralement être classés comme étant soit: techniques virales, chimiques ou mécaniques. Techniques virales peuvent transfecter matériel génétique tel que l&#39;ARN et de l&#39;ADN en utilisant des vecteurs viraux 1. Techniques virales ont tendance à avoir des rendements élevés dans certaines lignées cellulaires, mais ils ont le potentiel pour les réactions immunitaires et inflammatoires 2. Procédés de transfection chimique communs comprennent la précipitation au phosphate de calcium 3, les exotoxines bactériennes 4 et 5 lipofection. Ces techniques se sont révélées être efficaces, cependant, certains problèmes se posent tels que la toxicité cellulaire et la non-spécificité. En outre, des techniques telles que phosphat de calciume précipitations ont été trouvés pour avoir des efficacités de transfection allant jusqu&#39;à 70%, mais seulement dans certaines lignées cellulaires, rarement dans des cellules primaires 6. C&#39;est la note que l&#39;augmentation des efforts de recherche sont mis dans des cellules primaires, en particulier dans le cas de la conception de divers traitements pour une utilisation clinique et l&#39;étude du fonctionnement de l&#39;ADN. Perturbation temporelle de la membrane cellulaire par l&#39;intermédiaire des stimuli mécaniques est une alternative pour introduire des molécules dans des cellules étrangères. Les techniques comprennent: une micro-injection des molécules 7, électroporation en utilisant un champ électrique pour rompre la membrane de 8,9, sonoporation utilisant des ondes ultrasonores pour perturber la membrane cellulaire de 10 à 12, le bombardement de particules tel que démontré par le «canon à gènes», où l&#39;on tire des particules liées avec gènes dans la cellule 13, et, plus récemment, l&#39;application d&#39;une contrainte de cisaillement de fluide qui a été montré pour perméabiliser des cellules de mammifères 14,15 temporellement. Bien que mécanicienméthodes al éviter certains des problèmes mentionnés ci-dessus, ils sont généralement accompagnés par une efficacité moindre et des configurations très complexes et spécialisés. Une torche à décharge luminescente à la pression atmosphérique (APGD-t) a été développé à l&#39;Université McGill dans le but initial de la fonctionnalisation de surfaces et de détacher les cellules adhérentes in vitro 16. Par un heureux hasard, il a été découvert qu&#39;une tache vivants / morts a été utilisé en quelque sorte d&#39;être pris en charge par les cellules sans agent de perméabilisation est ajouté. En outre, cela semblait n&#39;avoir eu lieu que dans les zones réglementées des puits qui ont eu lieu à correspondre avec le chemin de la torche. Enquête sur les capacités de perméabilisation de la APGD-t continué et dans les études de contrôle, il a été constaté que le support inerte jet de plasma sans excitation de gaz a également été en mesure de perméabiliser les cellules. Cela contredit l&#39;hypothèse initiale selon laquelle les espèces réactives créées par le jet de plasma perturbés temporairement la fonction de la membrane et a suggéré que simplement les mécaques forces étaient suffisantes pour provoquer la perméabilisation de la cellule. De là, les études poursuivies dans notre laboratoire pour tenter de quantifier et de caractériser l&#39;efficacité de perméabilisation d&#39;un jet de gaz inerte ainsi que regarder ses capacités de transfection 16. Grâce à ces études, il a été trouvé que des micropores font sous forme de fait dans la membrane plasmique, et ces pores ont tendance à refermer au sein d&#39;environ 5 sec 15. Nous avons démontré l&#39;utilité de la technique in vitro et in vivo dans la membrane chorioallantoïque d&#39;un embryon de poulet.

<table><tbody><tr><td>Vitality hrGFPII-1</td><td>Agilent Technologies Canada</td><td>240143-57</td><td>Protéine fluorescente verte pour des expériences de transfection sur cellules HeLa</td></tr><tr><td>Dextran, AlexaFluor 488 ; 10 000 MW, Anionic, Fixable</td><td>Life Technologies Inc.</td><td>D22910</td><td>dextran pour les expériences de perméabilisation</td></tr><tr><td>LIVE/DEAD Kit de viabilité/cytotoxicité</td><td>Life Technologies Inc.</td><td>L3224</td><td>pour la contre-coloration des cellules de mammifères</td></tr><tr><td>Prolong Gold Antifade Reagent</td><td>Invitrogen</td><td>P36930</td><td>pour le montage de lames lors de l’imagerie</td></tr> Ultra <tr><td>Haute Pureté Hélium</td><td>Praxair Canada Inc.</td><td>HE 5.0UH-T</td><td>&nbsp ;</td></tr><tr><td>Média Hyclone DMEM/ High Glucose - 500 ml</td><td>Thermo Scientific</td><td>SH30022.01</td><td>pour cellules HeLa</td></tr><tr><td>Sérum fœtal bovin</td><td>Invitrogen</td><td>26140079</td><td>Pour milieu DMEM</td></tr><tr><td>Pénicilline-Streptomycine, liquide</td><td>Invitrogen</td><td>15140-122</td><td>Pour milieu DMEM</td></tr><tr><td>Saline tamponnée au phosphate (PBS) 1x</td><td></td><td></td><td>Produit en laboratoire</td></tr><tr><td>&nbsp ;</td><td></td><td></td><td>Table 1. Liste des réactifs requis</td></tr><tr><td>Microplaques transparentes traitées TC à 6 puits</td><td>Corning</td><td>3506</td><td></td></tr><tr><td>#1 22 x 22 lamelles</td><td>Fisher</td><td>12-542B</td><td>&nbsp ;</td></tr><tr><td>Capillaires en verre</td><td>World Precision Instruments</td><td></td><td>WPI Informations de dimensionnement</td></tr><tr><td>ID (mm) : 1, 0.86, 0.68, 0.5 Commande # : 1B200, 1B150, 1B120, 1B100</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Contrôleur Mass-Flo</td><td>MKS</td><td>M100B01314CS1BV</td><td>Contrôleur de débit massique, série M100B, nécessite une alimentation externe 12 V</td></tr><tr><td>Périphérique d’acquisition de données USB-6009</td><td>National Instruments</td><td>779026-01</td><td>&nbsp ;</td></tr><tr><td>Ensemble UniSlide avec moteur pas à pas et contrôleur</td><td>Velmex</td><td></td><td>Deux ensembles UniSlide de la série MA15, équipés de moteurs pas à pas Vexta 1,8 po fournis par Velmex et contrôlés par un contrôleur de moteur pas à pas VXM</td></tr><tr><td>.</td><td></td><td></td><td>Tableau 2. Liste de l’équipement requis</td></tr></tbody></table>

perméabilisation des cellules adhérant à l&#39;aide d&#39;un gaz inerte jet

Permeabilization of Adhered Cells Using an Inert Gas Jet

Diverses techniques de transfection cellulaire existent et peuvent être décomposés en trois grandes catégories: virale, chimiques et mécaniques. Ce protocole décrit un procédé mécanique pour perméabiliser les cellules adhérentes dans le temps au moyen d&#39;un jet de gaz inerte qui peut faciliter le transfert de macromolécules normalement non-perméables dans des cellules. Nous croyons que cette technique fonctionne en transmettant des forces de cisaillement sur la membrane plasmique des cellules adhérentes, ce qui entraîne la formation de micropores temporaire. Une fois que ces pores sont créés, puis les cellules sont perméables à du matériel génétique et d&#39;autres biomolécules. Les forces mécaniques impliquées ne courent le risque de cellules en permanence endommager ou de détachement de leur support. Il est, par conséquent, une gamme étroite de la dynamique des gaz inertes où la technique est efficace. Un jet de gaz inerte, s&#39;est avérée efficace pour la perméabilisation de diverses lignées cellulaires adhérentes, y compris les cellules HeLa, HEK293 et ​​des cellules endotheliales aortiques abdominaux humains. Ce protocole est approprié pour la permeabilization de cellules adhérentes à la fois in vitro et, comme nous l&#39;avons démontré, in vivo, montrant qu&#39;il peut être utilisé pour la recherche et potentiellement dans de futures applications cliniques. Il a aussi l&#39;avantage de perméabilisation des cellules d&#39;une manière restrictive l&#39;espace, ce qui pourrait s&#39;avérer un précieux outil de recherche.

La perméabilisation de cellules HeLa avec 10 kDa de dextran fluorescent vert à l&#39;aide d&#39;un jet de gaz d&#39;hélium avec un capillaire de diamètre intérieur de 0,86 mm est représenté sur la figure 1. Les cellules ont été contre immédiatement après perméabilisation avec 2 pl / ml EthD-1 solution (LIVE / DEAD viabilité / cytotoxicité Kit) pour visualiser la mort cellulaire. Immédiatement après une contre-coloration, lamelles ont été montées et imagés. Cette figure montre les résultats d&#39;exploit...

Ce protocole décrit un procédé pour la perméabilisation temporaire de cellules adhérentes au moyen d&#39;un jet de gaz inerte. Cette technique facilite le transfert de matériel génétique et de biomolécules dans des cellules de mammifères adhérentes par l&#39;utilisation des forces mécaniques pour rompre la membrane de plasma.

Perméabilisation des cellules adhérant à l&#39;aide d&#39;un gaz inerte Jet

Various cell transfection techniques exist and these can be broken down to three broad categories: viral, chemical and mechanical. This protocol describes ...

L'objectif général de cette procédure est de rendre perméables des cellules adhérentes. Cette étape est réalisée en premier lieu en cultivant les cellules expérimentales sur des lamelles dans des plaques de six puits. La deuxième étape consiste à rincer les cellules avec un X PBS et à les recouvrir d'une solution contenant la biomolécule à transférer dans la cellule.Ensuite, on fait passer un jet de gaz inerte. L'échantillon traverse les cellules. La dernière étape consiste à fixer et à colorer les cellules si désiré.En fin de compte, la microscopie en immunofluorescence est utilisée pour évaluer l'efficacité de la perméabilisation et la viabilité cellulaire. Le principal avantage de cette technique par rapport aux méthodes existantes, telles que la prolifération ou les lanceurs de gènes, est qu'elle est facile à mettre en place et permet une perméabilisation spatialement restreinte des cellules adhérentes. Dans une culture, en général, les personnes novices dans cette technique peuvent éprouver des difficultés, car il peut être nécessaire de passer du temps à optimiser certains paramètres, comme le débit du flux gazeux ou le diamètre du capillaire, afin d'obtenir une perméabilisation efficace dans leurs applications spécifiques.Le débitmètre massique utilisé dans cette procédure nécessite une alimentation externe de 12 volts et est raccordé à une ligne de gaz hélium afin de garantir un débit de gaz précis. L'interface entre le débitmètre massique et l'ordinateur est assurée par un dispositif d'acquisition de données. Cet appareil est commandé par une tension d'entrée variant entre zéro et cinq volts. Une boucle de régulation dans le programme LabVIEW détermine la tension requise à chaque instant.Deux diapasons linéaires de positionnement sont utilisés pour contrôler le mouvement de la plaque à six puits, un pour chaque direction. Chaque ensemble se compose d'un ensemble de glissière uni Velm X de la série MA 15 couplé à un moteur pas à pas, et les deux ensembles sont contrôlés par un seul contrôleur de moteur pas à pas VELM XVXM. Le contrôleur permet le déplacement manuel progressif de chaque moteur ou accepte une série de commandes externes en série.La combinaison de ces éléments permet des schémas de déplacement spécifiques. Plusieurs schémas peuvent être programmés dans le logiciel LabVIEW, l'utilisateur devant uniquement indiquer la vitesse souhaitée de la torche ainsi que les dimensions du parcours. Commencez la préparation du matériel en ouvrant le détendeur et la bouteille d'hélium, puis en mettant sous tension le contrôleur du moteur.Ouvrez le programme de visualisation du laboratoire et vérifiez toutes les conditions. Ensuite, assurez-vous que la plateforme est centrée pour effectuer le contrôle. Examinez chaque étape motorisée et vérifiez que chaque chariot ne se trouve pas à proximité d'une des extrémités de l'étape, puis demandez au programme de centrer les chariots.Si c'est le premier essai de la journée, il est recommandé d'exécuter le programme une fois sans cellules afin de s'assurer que le dispositif fonctionne correctement. Pour régler la hauteur de la buse capillaire du Jett à gaz, retirez le capillaire du support et réinitialisez le cadran de hauteur. Placez la plaque à six puits sur la plateforme.Remplacez la capillaire du jet de gaz et abaissez-la jusqu'au fond du puits, jusqu'à ce qu'elle touche la lame couvre-objet. Fixez la capillaire dans le support à l'aide du bouton de réglage de hauteur. Élevez la capillaire de trois millimètres et marquez cette hauteur sur la base de la capillaire.Enfin, élevez la capillarité à une hauteur sûre, puis retirez la plaque à six puits. La lignée cellulaire adhérente utilisée pour ce protocole doit être cultivée jusqu'à confluence sur des lamelles de verre dans une plaque à six puits, en utilisant les techniques de culture standard pour les cellules helo. Sémez les plaques à six puits avec deux fois 10 à la puissance cinq cellules par puit et incubez pendant 48 heures avant le traitement.Le jour du traitement, préparez un volume approprié de solution contenant le vecteur souhaité. Pour les études sur la dextrine, il est recommandé d'utiliser 80 microgrammes par millilitre de dextrine verte fluorescente de 10 kilodaltons, comme indiqué ci-après. Cette solution sera appelée solution de vecteur.Retirer le milieu de culture cellulaire d'un puits et rincer trois fois avec un micropipetteur de 1 370 microlitres de solution vectorielle dans le puits. Cela doit donner une profondeur de liquide d'environ 1,3 millimètre. Placer le puits contenant la solution vectorielle au centre de la plateforme.Abaisser la buse du jet de gaz au niveau précédemment marqué, indiquant une hauteur de buse de trois millimètres au-dessus de la lame. Régler le débit d'hélium dans le programme LabView et sélectionner le motif de déplacement souhaité à utiliser. Sélectionner Exécuter.Lorsque vous êtes prêt à commencer le protocole de perméation, une période de latence initiale aura lieu, durant laquelle le débitmètre massique s'ajuste pour fournir le débit nécessaire. Pour la réussite de ce protocole, il est important d'optimiser les conditions d'écoulement afin de minimiser la profondeur de la cellule et le détachement cellulaire. Une fois le débit approprié atteint, le programme LabVIEW activera les moteurs pas à pas pour déplacer la plaque selon le motif de perméation souhaité. Une fois la plateforme arrêtée, retirez la plaque à six puits de la plateforme.Attendre environ 30 secondes, puis éliminer la solution vectorielle. Laver la cavité trois fois avec du PBS. Après le troisième lavage, remplir la cavité avec du milieu de culture frais.Répétez le protocole de perméation pour le nombre d'expériences souhaité. Veillez à inclure des échantillons témoins constitués de puits remplis de la solution vectorielle sans que le jet de gaz ne soit appliqué dessus. Laissez la solution dans les puits témoins environ une minute avant de retirer la solution.Laver les cellules avec du PBS et remplir la cavité avec du milieu de culture frais. Remettre la plaque à six puits dans l’incubateur ; dans le cas d’une incubation pour la perméation de la dextrine, incuber pendant 15 minutes. Ensuite, observer les cellules au microscope approprié afin d’évaluer l’efficacité de la perméabilité.Les résultats présentés ici concernent la perméabilisation de cellules HeLa à l'aide d'une dextrine verte fluorescente de 10 kilodaltons, en utilisant un jet de gaz hélium doté d'un diamètre interne de 0,86 millimètre. Les panneaux capillaires A, B et C illustrent les résultats obtenus en faisant fonctionner le jet de gaz hélium à trois pressions de sortie différentes, tandis que le panneau D correspond à un témoin auquel de la dextrine a été ajoutée, mais sans exposition au jet de gaz hélium ; les cellules ont été contre-colorées immédiatement après la perméabilisation afin de visualiser la mort cellulaire. Sur ces images, la dextrine fluoresce en vert et les cellules mortes fluorescent en rouge.Il a été observé dans les panneaux A et B que la largeur et l'efficacité de la pénétration augmentaient avec une pression dynamique plus élevée, avec seulement une légère augmentation de la mort cellulaire. Cependant, une fois qu'une pression dynamique élevée a été atteinte, comme observé dans le panneau C, les cellules HeLa ont été détachées des lamelles et très peu de pénétration périphérique s'est produite, selon les études par microscopie électronique à balayage. Des micropores ont été observés dans la membrane cellulaire.Dans cet exemple, la perméation de cellules HeELA a été réalisée à l’aide d’un jet de gaz hélium muni d’un capillaire de 0,86 millimètre de diamètre interne, à une pression de sortie de 300 pascals. Des images de microscopie électronique à balayage avec un grossissement de 50 000 × ont été acquises. Le panneau A montre un échantillon témoin présentant une surface cellulaire lisse, tandis que le panneau B montre la surface d’une cellule perméabilisée présentant un pore de 84 nanomètres de diamètre. Une fois maîtrisée, cette technique doit prendre de 15 à 30 minutes si elle est correctement exécutée. Après la procédure, des colorations peuvent être effectuées afin d’évaluer des facteurs supplémentaires tels que la viabilité cellulaire.

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