Injection intra-canalaire pour localisée Drug Delivery de la glande mammaire de souris

Un protocole pour la livraison intracanalaire non-invasive de réactifs aqueux de la glande mammaire de la souris est décrite. La méthode prend avantage de l'injection localisée dans les mamelons des glandes mammaires ciblant spécifiquement conduits mammaires. Cette technique est adaptable à une variété de composés comprenant siRNA, les agents chimiothérapeutiques et les petites molécules.

L’objectif global de cette procédure est d’administrer de manière non invasive des réactifs aqueux à la glande mammaire de la souris. Préliminaire. Ceci est accompli en anesthésiant d’abord la souris et en enlevant les poils entourant les mamelons. La deuxième étape consiste à enlever les peaux mortes recouvrant le bout des mamelons à l’aide d’une micro pince à épiler.

Ensuite, une solution aqueuse est injectée dans le mamelon à l’aide d’une aiguille de calibre 33. La dernière étape consiste à s’assurer que l’injection a réussi en observant le site d’injection pour un gonflement potentiel, ce qui suggérerait une injection de coussinet adipeux mammaire au lieu d’une injection dans la glande mammaire. En fin de compte, le succès de la procédure peut être déterminé par la visualisation de l’arbre ductile après l’injection de bleu d’Evans.

Cette méthode peut aider à répondre à des questions clés dans le domaine du cancer du sein, telles que la contribution de gènes spécifiques au cours des différentes étapes de la tumorgenèse de la mémoire. Pour commencer, préparez 160 microlitres de colorant bleu Evans à 0,2 % dans une solution saline stérile tamponnée au phosphate pour chaque souris à injecter avant l’injection. Pesez chaque souris et notez son poids corporel.

Ensuite, anesthésie la souris une par une, à l’aide d’une chambre en fluor et applique un lubrifiant pour les yeux. Une fois sédatif, placez un nez en fluor et injectez du méloxicam à raison de cinq à 10 milligrammes par kilogramme par voie sous-cutanée avant la procédure En tant qu’analgésique pendant la procédure, surveillez en permanence la souris pour détecter les changements de fréquence respiratoire et ajustez le niveau de fluor en conséquence, surtout si la fréquence respiratoire de la souris indique que le niveau d’anesthésie doit être réduit. Ensuite, préparez la zone du mamelon pour l’injection en appliquant une crème dépilatoire en vente libre.

Attendez cinq minutes, puis retirez délicatement les cheveux lâches avec l’applicateur à embout coton. En effectuant des mouvements circulaires, retirez tout résidu de crème à l’aide d’essuie-tout humide mélangés à de l’eau tiède. Ensuite, fixez la souris sous le stéréoscope en collant doucement les extrémités et nettoyez les sites d’injection avec des tampons imbibés d’alcool.

Pour commencer, localisez les mamelons à injecter sous le stéréoscope. Ensuite, utilisez une pince à épiler fine pour enlever toute peau morte qui recouvre l’ouverture du mamelon. Il n’est pas nécessaire de couper le mamelon pour l’injection.

Ensuite, chargez 11 microlitres de solution d’injection dans une seringue de 50 microlitres équipée d’une aiguille à embase métallique de calibre 33 qui y est fixée. Un microlitre de liquide d’injection fuit souvent après l’injection, ce qui permet d’atteindre l’objectif final de 10 microlitres de solutions injectées avec succès. Tenez doucement le mamelon à l’aide de la pince à épiler fine et soulevez-le légèrement pour le positionner pour l’injection.

Injectez ensuite 11 microlitres dans chaque glande de la première et de la dernière paire de glandes mammaires, car elles nécessitent un volume inférieur à celui des paires intermédiaires pour remplir complètement l’arbre ductile de la glande. Ensuite, injectez 21 microlitres dans chaque glande de la deuxième à la quatrième paire de glandes mammaires. Le taux d’injection doit être maintenu à environ 40 microlitres par minute afin de minimiser les dommages potentiels causés par le déplacement rapide d’un fluide dans les lumières canalaires.

Après l’injection. Observez le site d’injection. Il ne devrait y avoir aucun signe de traumatisme dans la région du mamelon ou les tissus environnants.

Gonflement dans la zone entourant le mamelon. Indique probablement une injection de coussinet adipeux mammaire plutôt qu’une injection canalaire réussie. Retirez ensuite l’animal du cône nasal et déplacez-le dans une cage séparée pour la récupération.

Placez la cage sous une lampe chauffante pour prévenir l’hypothermie et aider à la récupération. Hébergez l’animal individuellement et surveillez-le de près jusqu’à ce qu’il retrouve conscience et mobilité. À la fin de l’étude, euthanasier les souris par luxation cervicale suite à l’utilisation de gaz comprimé au CO2 dans une chambre isolée.

Ensuite, excisez les glandes mammaires et poursuivez la manipulation appropriée de l’échantillon pour l’analyse d’intérêt. On voit ici la glande mammaire d’une souris avant et après qu’elle ait été injectée à travers le mamelon avec le colorant bleu d’Evan. La région du mamelon ne présente aucun gonflement ou lésion tissulaire, qui serait causée par l’injection du colorant dans le coussinet adipeux entourant les conduits.

Le colorant bleu diffus que l’on voit dans l’image de droite est un bon indicateur d’une injection correcte. Cela peut être validé en regardant l’ensemble de la glande ou une coupe efficace après l’excision de la glande. Dans l’ensemble de l’analyse de montage montrée ici, la glande injectée bleue d’Evans montre que toute la glande est remplie de colorant sans endommager les structures indigènes des canards.

Ceci est confirmé par Carmen Dye, qui met également en évidence les structures ductiles. Il est également possible d’utiliser cette méthode pour l’administration de molécules thérapeutiques telles que l’ARNir aux cellules canalaires. Dans l’image montrée ici, un ARNi marqué par fluorescence qui cible la drépanocytose, un gène non essentiel a été injecté, puis le tissu a été imagé 48 heures plus tard pour montrer la localisation des molécules.

En suivant cette procédure. D’autres méthodes, comme l’inactivation de l’ARNS, peuvent être effectuées afin de répondre à des questions supplémentaires relatives au rôle d’un gène particulier dans le développement de la mémoire ou la tumorgenèse