Name: Technique pour létude des arthropodes et communautés microbiennes dans les tissus des arbres (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2014-11-16T14:00:00.000+00:00
Duration: 5 min 30 s
Description: Découvrez la technique du sandwich de phloème pour étudier les arthropodes et communautés microbiennes dans les tissus des arbres. Cette méthode permet d'observer les comportements de coléoptères, acariens et nématodes.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

playerTrialDesktop

Nous remercions Eli Jensen, Stefano Padilla et Kasey Yturralde pour leur aide, ainsi que Karen London et les relecteurs anonymes du manuscrit. Nous remercions Jake Baker et Karla Torres pour les séquences vidéo. Le financement a été fourni à R.W.H par l’École de foresterie de la NAU et le Fonds d’initiative de technologie et de recherche de la NAU (TRIF).

1. phloème Sélection et suppression de l&#39;arbre <ol><li> Sélectionnez un arbre avec des caractéristiques particulières. Recueillir phloème de pins (c.-à-arbres du genre Pinus) car ils ont une couche distinctif phloème qui est de plusieurs millimètres d&#39;épaisseur. 18,27 Une fois un arbre se trouve qui a peu de branches basses, l&#39;inspecter pour d&#39;autres défauts tels que des attaques d&#39;insectes et / ou des agents pathogènes. Vous pouvez également utiliser le phloème d&#39;autres conifères comme les épinettes dans les sandwichs du phloème. 9 autres espèces d&#39;arbres peuvent être appropriés pour l&#39;élimination phloème comme les feuillus. NOTE: Les conifères avec de grandes couronnes ont généralement le tissu du phloème épais. Pour maximiser la quantité de phloème, il est préférable de couper les arbres qui ont peu de défauts et de branches sur le tronc (tronc). espèces de pins qui sont de travail auto-élagage meilleur. Phloème est généralement plus épais au cours de la saison de croissance est plus épais et plus haut sur le tronc que près du sol. Phloème est parfois difficile de REMOVe des arbres pendant les saisons d&#39;automne et d&#39;hiver. </li><li> Couper un arbre vers le bas ou utiliser les journaux récemment coupés pour obtenir le phloème. Choisissez une direction de la chute qui permettra de minimiser les dommages à l&#39;arbre ainsi que les arbres à proximité. Branches couper le tronc pour permettre un accès plus facile aux matériaux de l&#39;écorce lors de l&#39;enlèvement du phloème. </li><li> Une fois qu&#39;un arbre est coupé (abattu; chuté sur le sol) commencer gratter l&#39;écorce du tronc avec une lame de tirage forte (figure 1A).. Gratter une zone de l&#39;écorce jusqu&#39;à ce que le phloème est atteint. REMARQUE: Le phloème est généralement de couleur plus claire (par exemple, la couleur de la crème) et humide, tandis que l&#39;écorce externe est plus sèche et de couleur plus foncée (Fig 1B.). Faites attention de ne pas égratigner le phloème. Le domaine de l&#39;écorce raclée dépend de la taille de la pièce phloème (s) requis. </li><li> Après l&#39;écorce est enlevée, couper un contour de la pièce phloème avec un couteau pointu. Assurez-vous que le couteau coupe tout le chemin à la xylème (Fig. 2A). </li><li> Pour supprimer le phloème, commencer dans un coin de la pièce phloème avec les doigts pour décoller délicatement l&#39;phloème. Utilisez un couteau pour aider à racler le phloème de xylème. Continuer à tirer le phloème jusqu&#39;à ce que la totalité de la pièce est retirée. REMARQUE: phloème pèle généralement hors de l&#39;arbre le plus facile en été. Pour phloème qui est extrêmement difficile à enlever, un outil en forme de spatule peut aider à l&#39;effort. </li><li> Placez le morceau phloème immédiatement dans un sac stérile. Pour de meilleurs résultats, sceller le sac vide (Fig. 2B) ou, si vous utilisez des sacs Ziploc, enlever tout l&#39;air du sac. Cela augmente la longévité du phloème. En option, placez plusieurs morceaux de phloème dans un sac. phloème de magasin dans des sacs hermétiques légèrement au-dessus de congélation (entre 1 et 10 ° C) pour conserver sa fraîcheur. </li></ol> 2. Création du phloème Sandwich <ol><li> Coupez deux morceaux égaux en acrylique transparent, le polycarbonate, ou un matériau dur et clair similaire (par exemple, le verre) légèrement grandr que le morceau de phloème (Fig. 2C). Sur les bords de l&#39;acrylique pour empêcher les coins de déchirement du joint Parafilm. Ce protocole utilise un 1/8. Acrylique épais et clair. REMARQUE: La taille des morceaux coupés est fonction des besoins de l&#39;organisme sujet et la durée de l&#39;étude. Par exemple, une paire de scolytes utilise 4 dm 2 de phloème sur une période d&#39;un mois, mais seulement besoin de 1 dm 2 si l&#39;étude a lieu dans quelques jours. </li><li> Percez un trou dans l&#39;une des pièces d&#39;acrylique pour permettre l&#39;entrée de l&#39;organisme (s) de l&#39;étude. La taille et le nombre de trous dépend des objectifs (Fig. 2D). </li><li> Avant de placer le phloème entre les pièces acryliques, stériliser la surface acrylique (avec&gt; 70% d&#39;éthanol) ou, si vous utilisez nouvelle acrylique, retirez le film de protection. </li><li> Placez le morceau frais de phloème entre les pièces d&#39;acrylique stériles. Orienter la pièce d&#39;acrylique avec le trou (s) sur la face intérieure ou extérieure du phloème, whichever est nécessaire. Typiquement, face à la face extérieure de la phloème (côté que l&#39;écorce a sur elle) vers les trous d&#39;entrée. </li></ol> 3. Sceller le phloème Sandwich <ol><li> Pour créer un joint d&#39;étanchéité temporaire autour du sandwich phloème, en utilisant deux. Larges bandes de Parafilm tiré sur les bords de la liber en sandwich (Fig. 2C). En variante, en utilisant une pellicule de chlorure de vinylidène pour sceller les bords. 6 Ensuite, placer un dispositif de serrage de chaque côté du sandwich à presser la acrylique pour le phloème. Assurez-vous que toute la surface est serrée vers le bas pour éviter l&#39;espace aérien entre l&#39;acrylique et le phloème (figure 2C). Si pas serré correctement, les échantillons peuvent se déplacer entre l&#39;acrylique et le phloème. </li><li> Pour créer un joint d&#39;étanchéité semi-permanent ajouter un époxy ou de pétrole non-collant gelée autour du phloème. Assurez-vous que le matériau entoure complètement le phloème. Ensuite, utilisez des pinces ou vis à vis (peut-être besoin de percer des trous à l&#39;avance) pour maintenir le acrylique serré pour le phloème.Les sandwiches ne restent viables pendant un ou deux mois. </li><li> En fonction des besoins en oxygène des organismes d&#39;étude, ajouter un filtre à air sur un ou plusieurs côtés du sandwich. Cela permettra à l&#39;air de pénétrer dans le sandwich phloème mais de limiter la perte de la phloème de l&#39;eau. Nous utilisons des filtres à charbon simples qui réduisent également le risque de contamination fongique et bactérienne. </li><li> Pour les échantillons de l&#39;étude qui nécessitent entrée et sortie à volonté, remplacer l&#39;un des morceaux de bois ou acrylique avec un matériau similaire qu&#39;un insecte peut ennuyer en. Ceci est particulièrement important pour l&#39;observation des insectes xylophages, car après leur état larvaire est terminée dans le phloème, ils ont ensuite porté dans le xylème. </li><li> Pour éviter des sujets d&#39;essai de sortir des trous d&#39;entrée, placer des petites boîtes de Pétri (ou d&#39;autres objets, ruban) sur les trous, évasion blocage. Depuis organismes qui résident dans ces espaces sont habituer à des niveaux faible luminosité, il peut être nécessaire de placer les sandwichs dans une chambre ou boîte noire, ou le lieu omatériau paque sur le dessus pour bloquer la lumière. </li></ol> 4. Constatant organismes dans le phloème Sandwich <ol><li> Présentez spécimens d&#39;étude en entrée trou du sandwich phloème (Fig. 2D). Observer des spécimens en utilisant un microscope de dissection sous une lumière rouge ou lumière blanche fixée à un niveau faible (Fig. 2E). </li><li> Pour enregistrer les activités ou la croissance de spécimens dans le sandwich phloème fixer un appareil photo ou une caméra vidéo pour le microscope. Fixez caméras vidéo spéciales au microscope oculaire (Fig. 2E et F). Pour les très petits organismes tels que les acariens, les nématodes et pseudoscorpions, utiliser une caméra vidéo haute définition fixée au microscope. </li><li> Pour enregistrer des sons, des microphones insérer dans le trou du sandwich phloème d&#39;entrée ou par le côté du sandwich phloème. Parce que le trou d&#39;entrée est petit, utiliser un petit microphone comme un microphone à condensateur électret. </li><li> Pour enregistrer sur la face ou de la surface dele sandwich phloème utilise un élément piézo-électrique (Fig. 3B). Pour lire le son, utiliser le même élément piézo ou joindre un transducteur tactile (excitateur) à la surface de la partie supérieure ou inférieure de l&#39;acrylique. </li></ol>

<ol><li>Aukema, B. H., Raffa, K. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Behavior+of+adult+and+larval+Platysoma+cylindrical.+%28Coleoptera%3A+Histeridae%29+and+larval+Medetera+bistriata.+%28Diptera%3A+Dolichopodidae%29+during+subcortical+predation+of+Ips+pini+%28Coleoptera%3A+Scolytidae%29%5BTitle%5D)+AND+%22J+Insect+Behav%22%5BJournal%5D)">Behavior of adult and larval Platysoma cylindrical. (Coleoptera: Histeridae) and larval Medetera bistriata. (Diptera: Dolichopodidae) during subcortical predation of Ips pini (Coleoptera: Scolytidae).</a> J Insect Behav. 17, 115-128 (2004).</li>
<li>Bedard, W. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+number+of+larval+instars+and+the+appropriate+length+of+the+larval+stadia+of+Dendroctonus+pseudotsugae.+Hopk.%2C+with+a+method+for+their+determination+in+relation+to+other+bark+beetle%5BTitle%5D)+AND+%22J+Econ+Entomol%22%5BJournal%5D)">The number of larval instars and the appropriate length of the larval stadia of Dendroctonus pseudotsugae. Hopk., with a method for their determination in relation to other bark beetle.</a> J Econ Entomol. 26, 128-134 (1933).</li>
<li>Bridges, J. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Nitrogen-fixing+bacteria+associated+with+bark+beetles%5BTitle%5D)+AND+%22Microb+Ecol%22%5BJournal%5D)">Nitrogen-fixing bacteria associated with bark beetles.</a> Microb Ecol. 7, 131-137 (1981).</li>
<li>Cardoza, Y. J., Klepzig, K. D., Raffa, K. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Bacteria+in+oral+secretions+of+an+endophytic+insect+inhibit+antagonistic+fungi%5BTitle%5D)+AND+%22Ecol+Entomol%22%5BJournal%5D)">Bacteria in oral secretions of an endophytic insect inhibit antagonistic fungi.</a> Ecol Entomol. 31, 636-635 (2006).</li>
<li>Cardoza, Y. J., Moser, J. C., Klepzig, K. D., Raffa, K. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Multipartite+symbioses+among+fungi%2C+mites%2C+nematodes%2C+and+the+spruce+beetle%2C+Dendroctonus+rufipennis%5BTitle%5D)+AND+%22Environ+Entomol%22%5BJournal%5D)">Multipartite symbioses among fungi, mites, nematodes, and the spruce beetle, Dendroctonus rufipennis.</a> Environ Entomol. 37, 956-963 (2008).</li>
<li>Chen, H. -F., Salcedo, C., Sun, J. -H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Male+mate+choice+by+chemical+cues+leads+to+higher+reproductive+success+in+a+bark+beetle%5BTitle%5D)+AND+%22Animal+Behavior%22%5BJournal%5D)">Male mate choice by chemical cues leads to higher reproductive success in a bark beetle.</a> Animal Behavior. 83, 421-427 (2012).</li>
<li>Dodds, K. J., Graber, C., Stephen, F. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Facultative+intra+guild+predation+by+larval+Cerambycidae+%28Coleoptera%29+on+bark+beetle+larvae+%28Coleoptera%3A+Scolytidae%29%5BTitle%5D)+AND+%22Environmental+Entomology%22%5BJournal%5D)">Facultative intra guild predation by larval Cerambycidae (Coleoptera) on bark beetle larvae (Coleoptera: Scolytidae).</a> Environmental Entomology. 30, 17-22 (2001).</li>
<li>Franklin, R. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+technique+for+studying+the+insect+parasites+of+Dendroctonus+frontalis.+and+other+bark+beetles+%28Coleoptera%3A+Scolytidae%29%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Georgia+Entomology+Society%22%5BJournal%5D)">A technique for studying the insect parasites of Dendroctonus frontalis. and other bark beetles (Coleoptera: Scolytidae).</a> Journal of Georgia Entomology Society. 2, 43-44 (1967).</li>
<li>Gries, G., Pierce, H. D. Jr, Lindgren, B. S., Borden, J. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((New+techniques+for+capturing+and+analyzing+semiochemicals+for+Scolytid+beetles+%28Coleoptera%3A+Scolytidae%29%5BTitle%5D)+AND+%22J+Econ+Entomol%22%5BJournal%5D)">New techniques for capturing and analyzing semiochemicals for Scolytid beetles (Coleoptera: Scolytidae).</a> J Econ Entomol. 81, 1715-1720 (1988).</li>
<li>Hofstetter, R. W., Moser, J. C., McGuire, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Observations+of+the+mite+Schizosthetus+lyriformis.+%28Acari%3A+Parasitidae%29+preying+on+bark+beetle+eggs+and+larvae%5BTitle%5D)+AND+%22Entomology.+News%22%5BJournal%5D)">Observations of the mite Schizosthetus lyriformis. (Acari: Parasitidae) preying on bark beetle eggs and larvae.</a> Entomology. News. 120, 397-400 (2009).</li>
<li>Hofstetter, R. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Chapter+11%3A+Mutualists+and+Phoronts+of+the+Southern+Pine+Beetle%5BTitle%5D)+AND+%22United+States+Dept.+of+Agriculture+Forest+Service%2C+Southern+Research+Station+General+Technical+Report+SRS-140%22%5BJournal%5D)">Chapter 11: Mutualists and Phoronts of the Southern Pine Beetle.</a> United States Dept. of Agriculture Forest Service, Southern Research Station General Technical Report SRS-140. Klepzig, K. D., Coulson, R. , 161-181 (2011).</li>
<li>Hofstetter, R. W., Dunn, D. D., McGuire, R., Potter, K. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Using+acoustic+technology+to+reduce+bark+beetle+reproduction%29%5BTitle%5D)+AND+%22Pest+Manag+Sci%22%5BJournal%5D)">Using acoustic technology to reduce bark beetle reproduction).</a> Pest Manag Sci. 70, 24-27 (2014).</li>
<li>Hopping, G. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Techniques+for+rearing+Ips%5BTitle%5D)+AND+%22De+Geer+%28Coleoptera%3A+Scolytidae%29.+Can+Entomol%22%5BJournal%5D)">Techniques for rearing Ips.</a> De Geer (Coleoptera: Scolytidae). Can Entomol. 93, 1050-1063 (1961).</li>
<li>Hougardy, E., Gregoire, J. -C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cleptoparasitism+increases+the+host+finding+ability+of+a+polyphagous+parasitoid+species%2C+Rhopalicus+tutela+%28Hymenoptera%3A+Pteromalidae%29%5BTitle%5D)+AND+%22Behav+Ecol+Sociobiol%22%5BJournal%5D)">Cleptoparasitism increases the host finding ability of a polyphagous parasitoid species, Rhopalicus tutela (Hymenoptera: Pteromalidae).</a> Behav Ecol Sociobiol. 55, 184-189 (2003).</li>
<li>Kaston, B. J., Riggs, D. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Studies+on+the+larvae+of+the+native+elm+bark+beetle%5BTitle%5D)+AND+%22J+Econ+Entomol%22%5BJournal%5D)">Studies on the larvae of the native elm bark beetle.</a> J Econ Entomol. 30, 98-108 (1937).</li>
<li>Kinn, D. N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Life+cycle+of+Dendrolaelaps+neodisetus.+%28Mesostigmata%3A+Digamasellidae%29%2C+a+nematophagous+mite+associated+with+pine+bark+beetles+%28Coleoptera%3A+Scolytidae%29%5BTitle%5D)+AND+%22Environ+Entomol%22%5BJournal%5D)">Life cycle of Dendrolaelaps neodisetus. (Mesostigmata: Digamasellidae), a nematophagous mite associated with pine bark beetles (Coleoptera: Scolytidae).</a> Environ Entomol. 13, 1141-1144 (1984).</li>
<li>Kinn, D. N., Miller, M. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+phloem+sandwich+unit+for+observing+bark+beetles%2C+associated+predators%2C+and+parasites%5BTitle%5D)+AND+%22USDA+FS+Res.+Notes+SO-269%22%5BJournal%5D)">A phloem sandwich unit for observing bark beetles, associated predators, and parasites.</a> USDA FS Res. Notes SO-269. , 3(1981).</li>
<li>Lieutier, F., Day, K. R., Battisti, A., Gregoire, J. -C., Evans, H. F. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aLieutier%2C+F+%22Bark+and+wood+boring+insects+in+living+trees+in+Europe%2C+a+synthesis%22">Bark and wood boring insects in living trees in Europe, a synthesis</a>. , Kluwer Academic Publishers. Boston, USA. 569(2004).</li>
<li>Massey, C. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+influence+of+nematode+parasites+and+associates+on+bark+beetles+in+the+United+States%5BTitle%5D)+AND+%22Bulletin+of+the+Entomology+Society+of+America%22%5BJournal%5D)">The influence of nematode parasites and associates on bark beetles in the United States.</a> Bulletin of the Entomology Society of America. 12, 384-386 (1966).</li>
<li>Moser, J. C., Roton, L. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mites+associated+with+southern+pine+bark+beetles+in%5BTitle%5D)+AND+%22Allen+Parish%2C+Louisiana.+Can+Entomol%22%5BJournal%5D)">Mites associated with southern pine bark beetles in.</a> Allen Parish, Louisiana. Can Entomol. 103, 1775-1798 (1971).</li>
<li>Mills, N. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+natural+enemies+of+scolytids+infesting+conifer+bark+in+Europe+in+relation+to+the+biological+control+of+Dendroctonus.+spp+in+Canada%5BTitle%5D)+AND+%22Biocontrol+News+Information%22%5BJournal%5D)">The natural enemies of scolytids infesting conifer bark in Europe in relation to the biological control of Dendroctonus. spp in Canada.</a> Biocontrol News Information. 4, 305-328 (1983).</li>
<li>Nagel, W. P., Fitzgerald, T. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Medetera+aldrichii.+larval+feeding+behavior+and+prey+consumption+%5BDipt.%3A+Dolichopodidae%5D%5BTitle%5D)+AND+%22Entomophaga%22%5BJournal%5D)">Medetera aldrichii. larval feeding behavior and prey consumption [Dipt.: Dolichopodidae].</a> Entomophaga. 20, 121-127 (1975).</li>
<li>Paine, T., Raffa, K., Harrington, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Interactions+among+scolytid+bark+beetles%2C+their+associated+fungi%2C+and+live+host+conifers%5BTitle%5D)+AND+%22Annu+Rev+Entomol%22%5BJournal%5D)">Interactions among scolytid bark beetles, their associated fungi, and live host conifers.</a> Annu Rev Entomol. 42, 179-206 (1997).</li>
<li>Reeve, J. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Predators+of+the+southern+pine+beetle%5BTitle%5D)+AND+%22Southern+Pine+Beetle+II%22%5BJournal%5D)">Predators of the southern pine beetle.</a> Southern Pine Beetle II. Coulson, R. N., Klepzig, K. D. , U.S. Department of Agriculture Forest Service, Southern Research Station. Asheville, NC. 153-160 Forthcoming.</li>
<li>Reid, R. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+behavior+of+the+mountain+pine+beetle%2C+Dendroctonus+monticolae.+Hopkins%2C+during+mating%2C+egg+laying+and+gallery+construction%5BTitle%5D)+AND+%22Can+Entomol%22%5BJournal%5D)">The behavior of the mountain pine beetle, Dendroctonus monticolae. Hopkins, during mating, egg laying and gallery construction.</a> Can Entomol. 90, 505-509 (1958).</li>
<li>Taylor, A. D., Hayes, J. L., Roton, L., Moser, J. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+phloem+sandwich+allowing+attack+and+colonization+by+bark+beetles+%28Coleoptera%3A+Scolytidae%29+and+associates%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Entomol.+Soc.+Amer%22%5BJournal%5D)">A phloem sandwich allowing attack and colonization by bark beetles (Coleoptera: Scolytidae) and associates.</a> J. Entomol. Soc. Amer. 27, 101-116 (1992).</li>
<li>Yu, C. C., Tsao, C. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Gallery+construction+and+sexual+behavior+in+the+southern+pine+beetle%2C+Dendroctonus+frontalis.+Zimm.+%28Coleoptera%3A+Scolytidae%29%5BTitle%5D)+AND+%22Georgia+Entomology+Society%22%5BJournal%5D)">Gallery construction and sexual behavior in the southern pine beetle, Dendroctonus frontalis. Zimm. (Coleoptera: Scolytidae).</a> Georgia Entomology Society. 2, 95-98 (1967).</li>
<li>Yturralde, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+Acoustic+Ecology+of+Bark+Beetles+and+Bed+Bugs%5BTitle%5D)+AND+%22PhD.+Dissertation%22%5BJournal%5D)">The Acoustic Ecology of Bark Beetles and Bed Bugs.</a> PhD. Dissertation. , Northern Arizona University. 323 (2013).</li>
<li>Wermelinger, B., Seifert, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Analysis+of+the+temperature+dependent+development+of+the+spruce+bark+beetle+Ips+typographus+%28L.%29+%28Col.%2C+Scolytidae%29%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Applied+Entomology%22%5BJournal%5D)">Analysis of the temperature dependent development of the spruce bark beetle Ips typographus (L.) (Col., Scolytidae).</a> Journal of Applied Entomology. 122, 185-191 (1998).</li>
<li>Whitney, H. S. Relationships between bark beetles and symbiotic organisms. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aWhitney%2C+HS+%22Bark+Beetles+in+North+American+Conifers%22">Bark Beetles in North American Conifers</a>. Mitton, J. B., Sturgeon, K. B. , University of Texas Press. Austin, TX. 183-211 (1982).</li>
<li>Wood, S. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+bark+and+ambrosia+beetles+of+North+and+Central+America+%28Coleoptera%3A+Scolytidae%29%2C+a+taxonomic+monograph%5BTitle%5D)+AND+%22%22%5BJournal%5D)">The bark and ambrosia beetles of North and Central America (Coleoptera: Scolytidae), a taxonomic monograph.</a> , Brigham Young University. Provo, Utah. 1359 (1982).</li>
</ol>

Aucun conflit d’intérêts déclaré

Le sandwich phloème permet l&#39;introduction et l&#39;observation des arthropodes, des microbes et autres petits organismes qui vivent dans les tissus du phloème 1,7,8,9,17,18 Cette technique a donné lieu à de nouvelles découvertes et une meilleure compréhension des comportements., Vie traits d&#39;histoire, le développement, et les interactions des organismes au sein d&#39;arbre phloème. 1,5,10 Le protocole sandwich décrite ici est un hybride de conceptions passées, et fournira un sandwich à économique qui est facilement construit avec des équipements et des matériaux minime. Les morceaux de verre, acrylique, polycarbonate ou peuvent être réutilisés, et les seules matières consommables sont les Parafilm et le phloème. Bien que toutes les étapes du protocole sont importantes, certaines étapes doivent être suivies strictement afin d&#39;assurer le plus haut degré de succès. Tout d&#39;abord, un arbre qui doit être située comporte une partie libre du fût, ou relativement libre, des branches. Les arbres qui ont de nombreuses branches sont difficiles à raser et la volonté yDOMAINE quelques morceaux phloème viables, comme chaque branche doit être coupé autour lors du retrait du phloème. Ensuite, il est important de minimiser l&#39;exposition à l&#39;air du phloème. Nous mettons rapidement chaque pièce phloème dans un sac lors de l&#39;enlèvement. Après trois à six pièces sont enlevées, elles sont transférées dans un sac scellé sous vide; nous utilisons un variateur de puissance pour exécuter le scellant avec une batterie de véhicule sur le terrain. Dernière, la désinfection des pièces en acrylique et propreté générale lors de l&#39;exécution de ce protocole permettra de réduire la croissance fongique dans le sandwich. Ceci est particulièrement important pour les observations prolongées. Comme mentionné ci-dessus, il existe des limitations de l&#39;appareil sandwich phloème. Etant donné que la couche mince est phloème, seuls de petits organismes qui restent généralement dans le phloème peuvent être introduits dans le sandwich. Grandes insectes tels que les insectes xylophages (c.-à-buprestid, espèces Cerambycid) peuvent être introduits et observés pendant les premiers stades de leur cycle de vie. Ce délai est généralement limité à deux pourde trois semaines; après ce point les larves nécessitent bois xylème pour percer pour la nymphose. En revanche, pour les scolytes, en particulier ceux dans le genre Ips, un cycle de vie complet peut être observée, y compris l&#39;accouplement, l&#39;éclosion des œufs, l&#39;alimentation, la nymphose et l&#39;éclosion dans un coléoptère adulte. À ce stade, la viabilité du sandwich est généralement épuisé en raison de la dessiccation et de la croissance fongique. 28 En outre, cet appareil ne permet pas les insectes de coloniser ou quitter le sandwich phloème librement et naturellement. 27 Notre protocole est flexible en termes de taille, la forme et le type de phloème utilisé. Les études à court nécessitent moins de matériel phloème et la taille sandwich peuvent être réduites en conséquence. De nombreuses espèces de conifères ont été utilisés comme donneurs phloème dans un sandwich phloème (par exemple, le pin ponderosa 12, Douglas-sapin 2, l&#39;épinette 29, 27 pin à encens, pin des marais 27). Matériaux dans le sandwich peut également être modifiée; pour exspacieuses, plaques de verre peuvent être utilisés à la place de l&#39;acrylique et époxy ou du ruban à la place de parafilm. La partie la plus difficile de ce protocole est le processus de suppression phloème. Les arbres à côté de l&#39;autre peuvent différer dans la difficulté de leur phloème est à supprimer. Quand un arbre a phloème difficile, la patience est critique. Dans ces cas, exécutez soigneusement un couteau entre le xylème et le phloème dur spongieux. Ce processus se sent littéralement comme le dépouillement de l&#39;arbre. Après avoir maîtrisé la technique sandwich de base, des modifications au protocole peuvent aider à besoins spécifiques ajustement. Par exemple, en affinant les techniques nécessaires pour enlever le phloème, les gros morceaux peuvent être enlevés et utilisés pour créer de plus grands sandwichs. En outre, des modifications peuvent être faites pour accueillir des instruments spécifiques, par exemple, des trous supplémentaires pour surveiller les émissions de produits chimiques (Fig. 3A), ou enregistrement ou de lecture des sons (Fig. 3B). Des modifications peuvent être apportées afin de permettre à la préservation semi-permanent de la phloème et son orgueismes, ou pour les observations provisoires des organismes qui peuvent ensuite être remis en liberté.

Les tissus du phloème et l&#39;écorce de conifères sont l&#39;hôte de milliers d&#39;organismes. Phloeophagy, l&#39;alimentation sur les tissus du phloème de l&#39;écorce interne, est une habitude généralement associée à des scolytes, insectes xylophages, et plusieurs autres taxons d&#39;invertébrés et microbienne qui vivent dans les arbres 23 scolytes. (Coleoptera: Curculionidae) développer et vivre dans le phloème, sauf pour de courtes périodes lorsque les adultes cherchent de nouveaux arbres. 31 scolytes ont été largement étudiés en raison de leurs impacts économiques sur les arbres 18,19, mais les observations directes du comportement des insectes dans les matériaux d&#39;arbres ont été limitées. 4 En outre, les galeries construites par les scolytes devenir un habitat pour une multitude d&#39;espèces. 11 Un grand nombre de champignons, de bactéries 30 3, les acariens et les nématodes 10,21, 16,19 avec d&#39;autres arthropodes prédateurs et parasites 22,24 habitent la matière phloème. Les techniques proposées icipermettre une observation directe de scolytes, les acariens et les insectes xylophages qui vivent habituellement dans des environnements sous-corticales. De légères modifications au protocole peuvent être faites pour étudier les champignons et les bactéries. Les scolytes et les organismes associés au sein de tissus d&#39;arbres ont été étudiés à l&#39;aide d&#39;un &quot;phloème sandwich.&quot; L&#39;utilisation précoce de cette technique peut être trouvé dans la littérature remonte à 1933, quand il a été utilisé pour observer les stades larvaires de dendroctone du Douglas (Dendroctonus pseudotsugae). 2 Le sandwich phloème a traversé de nombreuses dérivations que différents matériaux sont devenus disponibles. A l&#39;origine, ce dispositif se composait d&#39;un morceau de phloème placé entre deux plaques de verre, maintenues en contact par des bandes élastiques. 2 Plus tard, pinces, ruban adhésif, de la colle, de plastique et d&#39;autres matériaux ont été utilisés dans la construction du sandwich. 13,14 , 15,17,26,28 Le protocole décrit ici offre des améliorations sur certains des dessins passés. Par exemple, dansle passé, les espèces d&#39;essai ont été entrées dans le côté du sandwich, entre les plaques de verre ou de plastique. Cette limite la construction de galeries à une direction. L&#39;utilisation de trous d&#39;entrée dans la plaque supérieure permet une plus grande liberté pour l&#39;espèce utilisée pour initier la construction de la galerie naturelle. Un autre avantage du protocole présenté sa conception est simplifiée, ce qui peut être facilement réalisé avec peu d&#39;outils. L&#39;utilisation du sandwich phloème a permis des observations directes du comportement alimentaire, la reproduction, le développement, et les interactions des organismes qui seraient autrement pas été possible. 1,5, 22 Cette méthode est également un excellent outil pour K-12 l&#39;éducation et de la science des programmes et des écrans. Il ya plusieurs subtilités de la création d&#39;un sandwich phloème qui sont difficiles à interpréter à partir ou non déclarés dans les manuscrits. Nous pensons qu&#39;une (c.-à-vidéo) description visuelle de la production d&#39;un sandwich phloème est nécessaire et seraitde valeur pour les scientifiques et les éducateurs intéressés à étudier les organismes de phloème. Notre protocole fournit un moyen simple et peu coûteux à observer les arthropodes, des microbes et autres organismes qui vivent dans les tissus du phloème.

<table><tbody><tr><td>Lame de traction</td><td>Big Horn Brand&nbsp ;</td><td>20265</td><td>Lame 11 »</td></tr><tr><td>Couteau à filet</td><td>American Angler</td><td>30530</td><td>Lame de 9 »</td></tr><tr><td>Polycarbonate</td><td>Nexan</td><td>GE-33</td><td>0,093 po d’épaisseur</td></tr><tr><td>Parafilm M</td><td>Fisher Scientific</td><td>S37441</td><td>2 »</td></tr><tr><td>de large Pinces Pony</td><td>Jaw Opening</td><td>3201-HT-K</td><td>4 » x 1 »</td></tr><tr><td>Scelleuse sous vide&nbsp ; et sacs</td><td>FoodSaver</td><td>V2840 ; FSFSBF0742-015</td><td>Aspirateur VacLoc&nbsp ; sacs en rouleaux</td></tr></tbody></table>

technique pour l&#39;étude des arthropodes et communautés microbiennes dans les tissus des arbres

Technique for Studying Arthropod and Microbial Communities within Tree Tissues

Les tissus du phloème du pin sont des habitats pour plusieurs milliers d’organismes. Les arthropodes et les microbes utilisent les tissus du phloème et du cambium pour chercher des partenaires, pondre des œufs, élever des jeunes, se nourrir ou se cacher des ennemis naturels ou des conditions environnementales difficiles à l’extérieur de l’arbre. Les organismes qui persistent dans l’habitat du phloème sont difficiles à observer en raison de leur emplacement sous l’écorce. Nous proposons une technique pour préserver le phloème intact et le préparer à l’expérimentation avec des invertébrés et des micro-organismes. L’appareil est appelé « sandwich de phloème » et permet l’introduction et l’observation d’arthropodes, de microbes et d’autres organismes. Cette technique a permis de mieux comprendre les comportements alimentaires, les traits d’histoire de vie, la reproduction, le développement et les interactions des organismes au sein du phloème des arbres. Les points forts de cette technique comprennent l’utilisation de matériaux peu coûteux, la variabilité de la taille du sandwich, la flexibilité de rouvrir le sandwich ou d’introduire plusieurs organismes à travers des trous percés, et la préservation et le maintien de l’intégrité du phloème. Le sandwich au phloème est un excellent outil éducatif pour la découverte scientifique dans les cours de sciences de la maternelle à la 12e année et dans les laboratoires de recherche universitaires.

Le protocole décrit ci-dessus permettra à un chercheur d&#39;observer des organismes qui vivent dans l&#39;environnement cryptique sous l&#39;écorce d&#39;un arbre. Pour illustrer l&#39;utilisation de cette technique, nous décrivons une étude représentative de notre laboratoire qui utilise cette technique. 12 Dans cette expérience, des sandwichs phloème ont été utilisés pour observer les effets des traitements acoustiques sur la reproduction, la distance de tunnel, et la survie des scolytes (Fig . 2E et 2F). L&#39;observation directe des coléoptères, rendue possible par l&#39;utilisation d&#39;un sandwich phloème, a révélé plusieurs conclusions intéressantes. Tout d&#39;abord, nous avons enregistré des distances quotidiennes de tunnels en marquant l&#39;emplacement des coléoptères sur l&#39;acrylique avec un marqueur toutes les 24 heures. Ce processus a révélé des différences significatives entre les traitements sonores qui auraient été dissimulées sans le sandwich phloème. Ensuite, nous avons observé une réduction de la production d&#39;œufs avec notamment les traitements sonores. Le caractère mobile du sandwich phloème permis pour eobservations gg à être accomplies sous un microscope à dissection sans déranger les coléoptères. Au cours de ces observations, nous avons capturé comportement dendroctone du ponte avec une caméra haute définition fixée au microscope. Autres observations notables inclus le meurtre de copains et l&#39;initiation de vol associés à des traitements acoustiques. Le dosage en sandwich phloème était crucial pour notre étude de scolytes réponses aux traitements acoustiques. Ces découvertes, ce qui serait impossible à observer sous l&#39;écorce d&#39;un arbre, sont de précieuses contributions à l&#39;élaboration d&#39;options de gestion pour la lutte contre les épidémies de scolytes. <img alt="Figure 1" src="/files/ftp_upload/50793/50793fig1highres.jpg" /> Figure 1. A) Outils nécessaires pour enlever l&#39;écorce de l&#39;arbre. Articles 1 et 2 sont des lames de traction utilisés pour racler écorce de l&#39;arbre. Articles 3 (hache) et 4 (pull scie) sont utiles pour enlever les brancheszone de rasage près. B) Utilisation de la lame de tirage au sort pour enlever l&#39;écorce de l&#39;arbre. Notez la couleur de la lumière du phloème sous l&#39;écorce rougeâtre. <img alt="Figure 2" src="/files/ftp_upload/50793/50793fig2highres.jpg" /> Figure 2. A) Retrait de phloème après écorce est grattée de l&#39;arbre. B) phloème douce stockée dans le vide sac scellé. C) Phloème sandwich avec des pinces tenant les pièces acryliques ensemble et parafilm autour des bords pour éviter la contamination et à la dessiccation du phloème. D ) scolytes près trou percé dans acrylique. E) utilisant un microscope pour observer phloème sandwich. affichage F) Vidéo de scolytes dans le phloème sandwich. <img alt="Figure 3" src="/files/ftp_upload/50793/50793fig3highres.jpg" /> Figure 3. <strong&gt; A) acquisition de phéromone de coléoptères dans le phloème sandwich. L&#39;air est aspiré par des tubes contenant Super-Q absorbant. B) Enregistrement et lecture du son via un transducteur piézo-électrique (centre de la photo) pour le dendroctone du pin de montagne dans le phloème sandwich.

Nous proposons une technique pour préserver intact le phloème des arbres et le préparer à l’observation. Nous créons un appareil appelé sandwich de phloème qui permet l’introduction et l’observation d’arthropodes, de microbes et d’autres organismes qui habitent les tissus du phloème.

Technique pour l&#39;étude des arthropodes et communautés microbiennes dans les tissus des arbres

Phloem tissues of pine are habitats for many thousands of organisms.  Arthropods and microbes use phloem and cambium tissues to seek mates, lay eggs, rear ...

L'objectif général de cette procédure est de concevoir un dispositif appelé sandwich AOL, qui permet l'introduction et l'observation de micro-organismes arthropodes et d'autres organismes habitant les tissus végétaux tombés. Ce protocole, parfois avec de légères variations, s'est révélé un outil efficace pour les chercheurs et les enseignants souhaitant étudier les scolytes, les acariens, les nématodes et les champignons. Tout d'abord, on localise un arbre approprié.Ensuite, l'écorce est retirée pour faire apparaître la couche F flom. Une fois le flom retiré, il est ramené au laboratoire ou placé entre deux morceaux de plexiglas. Une fois scellé et solidement fixé avec des pinces, vous pouvez alors introduire l'organisme.En cours d'étude, les pins possèdent une couche d'écoulement distinctive pouvant atteindre plusieurs millimètres d'épaisseur. L'organisme étudié détermine quelle espèce de flux F est requise. Nous nous trouvons ici dans une forêt de pins ponderosas du nord de l'Arizona.Nous recherchons un arbre idéal de taille modeste, possédant une couronne large et peu de branches basses. Ici, nous avons trouvé un arbre approprié. Ces caractéristiques devraient probablement fournir une résine abondante et plus facile à extraire, car chaque branche doit être coupée autour lors du retrait de la résine.Voici un exemple du matériel que nous utilisons pour abattre un arbre. N'oubliez pas que l'abattage d'un arbre est dangereux et ne doit être effectué que par une personne expérimentée portant les équipements de sécurité appropriés. Une fois l'arbre posé en toute sécurité au sol, commencez à retirer les branches.Ensuite, découpez la bille en morceaux plus petits, généralement d'environ deux à deux mètres et demi, selon le diamètre de l'arbre. Il est maintenant temps d'enlever l'écorce. Voici un exemple des outils que nous utilisons pour y parvenir.Les crochets John Ice sont indispensables pendant ce processus ; grattez soigneusement l'écorce jusqu'à l'apparition de traces blanches ou beiges claires visibles indiquant la couche de sève. Il est important de ne pas entamer cette couche, car cela réduirait considérablement son utilité par la suite. Une fois qu'une partie de l'arbre est suffisamment débarrassée de son écorce, utilisez un couteau pour découper le morceau de duramen.Tirez délicatement sur cette couche en coupant sur le dessous si nécessaire. Notez que certains arbres sont plus faciles à retirer que d'autres. La patience est essentielle.Lorsqu'on travaille avec un arbre difficile, l'été est généralement une période de l'année plus facile pour enlever les chutes. Une fois que nous avons récolté cinq à sept morceaux dans le sac en plastique, nous les transférons dans un sac pour scelleuse sous vide que nous emportons sur le terrain. Il est préférable de conserver ces sacs légèrement au-dessus du point de congélation.Nous avons maintenant terminé la composante sur le terrain de ce protocole et retournons au laboratoire pour construire le sandwich. Voici ce que nous utilisons pour construire le sandwich. En bas se trouvent différentes plaques de plexiglas et des paires.Le paraforme est utilisé pour sceller les bords et des pinces sont utilisées afin d'éliminer tout espace entre le plexiglas et le flux. Une fois les morceaux de plexiglas découpés et percés, ils sont ensuite stérilisés avec un éthanol à 90 % ou plus. Commencez à monter le sandwich en retirant une nouvelle pièce de flux et en mesurant.Il convient de l’ajuster à la taille du morceau de plexiglas. Du verre peut également être utilisé à la place du plexiglas. Des sandwichs de différentes tailles peuvent également être préparés afin de s’adapter à divers organismes et à des durées d’essai variables.Par exemple, un couple de scolytes pourrait utiliser un morceau de bois tombé de quatre mètres carrés pendant un mois, mais n'aurait besoin que d'un morceau d'un mètre carré si l'étude se déroule sur plusieurs jours. Notez que vous pouvez également modifier le nombre d'orifices d'entrée dans le plexiglas afin d'introduire plusieurs organismes simultanément. Ceci est utile pour observer la compétition ou la prédation entre différentes espèces.Maintenant, on utilise du paraforme de deux pouces pour sceller les bords. D'autres matériaux peuvent être utilisés pour le scellement, comme une colle époxy sans G ou de la vaseline. Ensuite, placer un nombre suffisant de pinces autour du bord afin de maintenir fermement le plexiglas contre la couche d'écoulement.Nous sommes maintenant prêts à présenter l'organisme d'étude. Dans notre laboratoire, nous utilisons souvent le protocole fourni pour observer les scolytes et les organismes associés. Ce protocole offre une excellente opportunité d'observer des paramètres tels que la longueur quotidienne de creusement de galeries et la production d'œufs, entre bien d'autres aspects.Nous pouvons également extraire les émissions chimiques, les charançons étincelants, les produire et les analyser ultérieurement, ou bien initier un traitement et observer la réponse. Ici, un scolyte tente de s'éloigner d'un traitement acoustique. Nous avons également observé des acariens, des nématodes et des insectes prédateurs utilisant ce protocole.Après avoir visionné cette vidéo, vous devriez être en mesure de construire un « flown sandwich » et de le modifier afin qu’il réponde à vos besoins particuliers d’étude. En plus d’être un outil de recherche efficace, cette procédure est excellente à des fins pédagogiques et de découverte pour des étudiants de niveau primaire jusqu’au niveau universitaire.

technique-for-studying-arthropod-microbial-communities-within-tree

Research

Recherche

JoVE Journal

Environment

Environnement

Cette vidéo illustre la technique d'extraction d'ADN à partir des espèces de microbes réside dans l'intestin postérieur des termites. La préparation d'une lame de montage humide, ce qui est utile pour visualiser la communauté microbienne intestinale est également illustré, et une tournée à travers les riches en espèces environnement intestinal est donné.

Extraction d&#39;ADN de l&#39;microbes de l&#39;intestin des termites (Zootermopsis Angusticollis) et Visualisation microbes de l&#39;intestin

Jared Leadbetter explique pourquoi la communauté microbienne de l'intestin des termites est un excellent système pour étudier les interactions complexes entre les microbes. La relation symbiotique existant entre l'insecte hôte et la lignocellulose dégradants microbes de l'intestin est expliqué, ainsi que les utilisations industrielles de ces microbes pour la biomasse végétale et de biocarburants générant dégradants.

Enquêter la communauté microbienne dans l&#39;intestin postérieur des termites - Interview

Nous présentons ici un protocole décrivant comment échantillonner des échantillons de bois pour l’évaluation globale de leurs structures de croissance. Les techniques de préparation et de visualisation macroscopiques et microscopiques nécessaires pour générer des données anatomiques et dendroécologiques du bois bien répliquées et hautement résolues sont décrites.

Un point de vue technique dans Modern Arbre torique de recherche - Comment surmonter dendroécologique et bois anatomiques défis

Excavation des racines des plantes sur le terrain, ainsi que traitement d’échantillons dans la rhizosphère, endosphère et le sol sont décrites en détail, y compris les méthodes d’analyse de données et extraction de l’ADN. Cet article est conçu pour permettre aux autres laboratoires d’utiliser ces techniques pour l’étude du sol, endosphère et rhizosphère microbiomes.

Isolement et analyse des communautés microbiennes dans le sol, rhizosphère et racines dans des expériences de graminée vivace

Afin d'observer l'ultrastructure de la sensibilité d'insecte, le protocole de préparation d'échantillon de balayage et de transmission d'électron (SEM et TEM, respectivement) ont été présentés dans l'étude. Tween 20 a été ajouté dans le fixatif pour éviter la déformation de l'échantillon dans LA microscopie de fluorescence DE SEM a été utile pour améliorer la précision de tranchage dans TEM.

Méthode de préparation d'échantillons de microscope électronique de balayage et de transmission pour les appendices du bec de bois

Nous décrivons comment quantifier les arthropodes d'habitation de feuille en scellant les feuilles et l'extrémité des branches dans un sac, coupant et congelant le matériel ensaché, et en rinçant le matériel précédemment congelé dans l'eau pour séparer des arthropodes du substrat pour la quantification.

Une méthode pour quantifier les arthropodes foliage-dwelling

Nous décrivons une approche semi-quantitative de mesurer des caractéristiques des communautés d'arthropodes de corticolous (écorce-habitant). Nous avons placé des pièges collants fabriqués commercialement sur des boulons d'arbres pour estimer l'abondance, la longueur totale (un substitut à la biomasse), la richesse et la diversité de Shannon pour la comparaison entre les espèces d'arbres.

Quantifier les arthropodes corticolous à l'aide de pièges collants

La micro-tomodensitométrie est un outil non destructif qui permet d’analyser les structures végétales en trois dimensions. Le présent protocole décrit la préparation de l’échantillon pour tirer parti de la micro-CT afin d’analyser la structure et la fonction parasitaires des plantes. Différentes espèces sont utilisées pour mettre en évidence les avantages de cette méthode lorsqu’elle est associée à des préparations spécifiques.

Tirer parti de la micro-tomodensitométrie pour analyser les interactions parasites-plantes et hôtes

Ce protocole vise à fournir des procédures détaillées pour la collecte, la fixation et la conservation d’échantillons de plantes mycohétérotrophes, en appliquant différentes techniques de microscopie telles que la microscopie électronique à balayage et à transmission, la microscopie optique, confocale et à fluorescence pour étudier la colonisation fongique dans les tissus et les graines des plantes germées avec des champignons mycorhiziens.

Techniques de microscopie pour interpréter la colonisation fongique dans les tissus végétaux mycohétérotrophes et germination symbiotique des graines

Ce protocole présente un flux de travail fiable et efficace, de la collecte d’échantillons à l’analyse des données, pour le profilage des microbiomes bactériens endophytes et épiphytes présents dans l’écorce de Populus trichocarpa.

Un flux de travail pour l’évaluation quantitative des microbiomes bactériens endophytes et épiphytes de l’écorce de Populus trichocarpa

Nous proposons un protocole optimisé de microscopie électronique à balayage pour visualiser des échantillons hautement hétérogènes et délicats contenant de la biomasse végétale et fongique, ainsi que du microbiote et du biofilm. Ce protocole permet de décrire les dimensions spatiales de l’organisation du microbiote.

Microbiote des jardins de fourmis attines : visualisation d’un paysage microbien par microscopie électronique à balayage

Découvrez la technique du sandwich de phloème pour étudier les arthropodes et communautés microbiennes dans les tissus des arbres. Cette méthode permet d'observer les comportements de coléoptères, acariens et nématodes.

Technique pour l'étude des arthropodes et communautés microbiennes dans les tissus des arbres

Explorer plus de vidéos