Eaux usées dérivées électroactifs microbiennes biofilms: croissance, l'entretien et la caractérisation de base

L’objectif global de cette procédure est de cultiver un biofilm microbien électroactif anodique à partir d’inoculation d’eaux usées et de caractériser ses propriétés bioélectrocatalytiques. Ceci est accompli en mettant d’abord en place, en inoculant et en démarrant un réacteur discontinu alimenté par bioélectrochimie à commande statique. La deuxième étape consiste à surveiller la production actuelle à l’aide de la pyrométrie Krono.

Ensuite, le milieu est échangé régulièrement après l’épuisement du substrat jusqu’à ce qu’une densité de courant maximale reproductible soit atteinte, représentant la formation d’un biofilm à l’état stationnaire. La dernière étape consiste à étudier le transfert d’électrons extracellulaires de bactéries électroactives à l’aide de la télémétrie volique cyclique pendant la présence et l’absence du substrat. En fin de compte, l’analyse des données fournit des informations fondamentales sur la thermodynamique du transfert d’électrons microbien et permet de déterminer le potentiel formel des sites de transfert d’électrons extracellulaires possibles et réels.

Le principal avantage de cette technique est qu’elle permet d’obtenir un aperçu direct du transfert d’électrons entre les micro-organismes et les électrodes solides, et ainsi d’obtenir des informations fondamentales sur le transfert d’électrons extracellulaires microbiens. En général, les personnes qui ne connaissent pas la méthode auront du mal à choisir le bon paramètre et à interpréter correctement le graphique dérivé. Lors de l’acquisition et de l’analyse des données, de graves erreurs peuvent être commises.

Avant de commencer cette procédure, préparez une quantité appropriée de milieu de culture à l’aide d’un tampon phosphaté, y compris d’autres nutriments selon la référence suivante. Utilisez 10 millimolaires d’acétate de sodium comme substrat. Ajouter un millilitre d’eaux usées primaires pour 20 millilitres de croissance, moyen comme inoculum.

Insérez ensuite une aiguille dans le milieu et rincez-le avec de l’azote pendant au moins une demi-heure. Pour le désaérer pendant le rinçage à l’azote, mesurez la taille de l’électrode pour la configuration à trois électrodes. Insérez l’électrode de travail, la contre-électrode et l’électrode de référence dans une fiole à fond rond modifiée à quatre cols de 250 millilitres à l’aide de bouchons en silicone.

Enveloppez les bouchons en silicone avec du paraform pour sceller le système pendant le rinçage à l’azote. Versez 250 millilitres du mélange de milieu de croissance et d’inoculum à travers l’orifice d’échantillonnage dans le réacteur. Fermez l’orifice d’échantillonnage à l’aide d’un bouchon en silicone et fermez-le hermétiquement avec du perfil.

Placez le récipient dans une chambre à température contrôlée de 35 degrés Celsius afin d’assurer des conditions environnementales constantes. Ensuite, connectez les électrodes aux câbles respectifs de la statistique potentielle. Ouvrez le logiciel pour contrôler la statistique potentielle et choisissez la technique.

Chrono pyrométrie. Réglez l’électrode de travail sur un potentiel constant de 0,2 volts pendant une durée de 500 heures, en enregistrant toutes les 600 secondes, puis démarrez la chronopyrométrie et observez le graphique du courant mesuré dans le temps. Après avoir calculé les densités de courant préférentielles, tracez la densité de courant mesurée en fonction du temps.

Une fois que le courant oxydatif a atteint un plateau et est revenu à zéro, interrompez la mesure métrique de l’ampère chrono pour un échange de fluide. Par conséquent, transférez le récipient dans une boîte à flux laminaire et rincez le système avec de l’azote. Déchargez soigneusement le milieu et remplissez-le de milieu frais et désaéré après le réapprovisionnement du milieu.

Fermez l’orifice d’échantillonnage et scellez-le avec du paraform. Répétez les étapes précédentes jusqu’à ce que le courant oxydatif maximal atteigne un état stable Après chaque cycle de croissance, prélevez un échantillon d’un millilitre des solutions de milieu frais et de milieu échangé pour l’analyse du substrat par HPLC. Pour étudier le transfert d’électrons extracellulaires, sélectionnez la technique de télémétrie cyclique dans le logiciel de contrôle des statistiques de potentiels.

Réglez ensuite le potentiel initial EI de l’électrode de travail à moins 0,5 volt par rapport à l’électrode de référence, le potentiel de sommet E à 0,3 volt et le potentiel final E deux à moins 0,5 volts. Utilisez une vitesse de balayage d’un millivolt par seconde. Démarrez l’expérience et enregistrez au moins trois cycles pour obtenir un CV reproductible.

Après avoir calculé les densités de courant préférentielles, tracez la densité de courant mesurée en fonction du potentiel de l’électrode de travail. À partir des mesures métriques chrono ampères, la densité de courant maximale et l’efficacité Kula peuvent être mesurées. Voici une courbe chronométrique typique de croissance d’un biofilm de plusieurs cycles de croissance à l’aide d’un réacteur discontinu alimenté.

Après la phase de latence initiale, un premier maximum de densité de courant commence, puis le courant diminue jusqu’à un flux de courant presque nul en raison de l’épuisement du substrat. Après le réapprovisionnement du substrat. La densité de courant augmente à nouveau avec une densité de courant maximale plus élevée.

Après plusieurs cycles de croissance, la densité maximale du courant est constante, ce qui indique la formation d’un biofilm à l’état stationnaire. Comme le maximum à l’état d’équilibre. La valeur de la densité de courant dépend de plusieurs paramètres.

Il est souvent considéré comme une caractéristique des systèmes d’électrodes à biofilm microbien électroactif. La deuxième caractéristique de fonctionnement est l’efficacité omic, qui est le nombre d’électrons enregistrés sous forme de flux de courant électrique par cycle de lot alimenté par rapport au nombre maximum théorique d’électrons. Voir le protocole texte pour plus de détails sur la façon de calculer l’efficacité de l’appel, le flux de courant électrique et le nombre maximum théorique d’électrons indiqué.

Voici un CV typique pour des conditions sans rotation. À une vitesse de balayage élevée, le CV d’un biofilm pour des vitesses de balayage élevées où une seule paire de pics et donc une FE potentielle formelle peuvent être identifiées est représentée. Ici. En général, le potentiel formel d’un couple redox peut être calculé à partir du potentiel de crête du pic d’oxydation EPA et du pic de réduction de l’EPC de l’espèce respective.

En formant la moyenne arithmétique, voir le protocole texte pour plus de détails sur la façon de calculer le potentiel formel. En appliquant une vitesse de balayage suffisamment faible au biofilm identique, il est possible d’identifier jusqu’à quatre paires redox. Cependant, le CV sans retournement ne montre que tous les composés actifs redox à l’électrode, et donc la FE des sites possibles de transfert d’électrons extracellulaires.

Seule l’analyse du CV du chiffre d’affaires fournit l’EF des sites EET réels lors de l’analyse plus approfondie des CV hors chiffre d’affaires. D’autres paramètres caractéristiques tels que la séparation des crêtes, le courant de crête maximal et la densité de courant de crête minimale peuvent être analysés. Ces paramètres, en particulier lorsqu’ils sont enregistrés pour différentes vitesses de balayage, peuvent être utilisés pour les analyses mécanistes et cinétiques des processus de transfert d’électrons au niveau des électrodes.

Cependant, cette analyse cinétique bien établie pour les systèmes chimiques n’est pas simple pour les biofilms microbiens électroactifs. Lors de la mesure du CV en présence de substrat, un CV de retournement est obtenu. Après avoir tracé les données, la courbe bioélectrocatalytique typique en forme de S est observée.

Lors d’une analyse plus poussée des données, le maximum de la dérivée première ou le point d’inflexion de la courbe fournit le FE potentiel formel des sites EET réels. Dans le cas d’un biofilm mince dominé par le rapport geobacter, deux points d’inflexion peuvent être observés. Par la suite, la dérivée présente deux maxima correspondant au potentiel formel des sites EET actifs bioélectrocatalytiques, qui sont respectivement dénommés EF deux et EF trois.

Cette découverte montre également que les processus redox associés aux potentiels formels EF un et EF 4 ne sont pas liés à la bioélectrolyse. Au fur et à mesure que le biofilm grandit et s’épaissit, le CV ne montre qu’un seul point d’inflexion. Ce potentiel formel EEF négatif de 0,32 volts par rapport à l’argent et au chlorure d’argent est à peu près égal à la moyenne arithmétique des deux potentiels formels attribués à l’EET du biofilm mince.

Ce résultat montre que l’analyse CV fondamentale fournit des informations sur la thermodynamique de l’EET de manière rapide et non invasive. Une fois maîtrisée, cette technique peut être facilement adaptée à différents systèmes d’intérêt et, en fonction des données, permet une profondeur d’analyse des données différente si elle est effectuée correctement. En suivant cette procédure et en apprenant les bases de la géométrie des biofilms microbiens, on peut facilement apprendre d’autres méthodes comme la télémétrie à ondes carrées ou la spectroscopie d’impédance électrochimique, ainsi que l’analyse approfondie des données.