IRM et la TEP dans les modèles de souris de l'infarctus du myocarde

L’objectif global de cette procédure est d’évaluer l’efficacité de nouvelles stratégies de traitement de l’infarctus du myocarde in vivo à l’aide de la TEP et de l’IRM. Pour ce faire, il faut d’abord effectuer un examen IRM sur l’animal. Ensuite, le lit d’imagerie avec l’animal est transféré sur le scanner TEP.

Ensuite, la souris est soumise à une imagerie TEP. Enfin, l’analyse des données hors ligne de l’IRM et de la TEP est effectuée. En fin de compte, on peut obtenir des résultats qui montrent la réponse du cœur à un traitement putatif à plusieurs niveaux grâce à l’IRM et à l’imagerie TEP.

Le principal avantage de cette technique par rapport aux méthodes exvivo est qu’elle permet une conception longitudinale et qu’elle est prête à être transposée aux patients. De plus, en raison de sa sensibilité et de sa spécificité élevées, cette méthode peut contribuer de manière significative à la réduction du raffinement dans la recherche sur les animaux. Après avoir préparé l’animal avec une intervention chirurgicale pour induire des infarctus et une anesthésie et l’avoir préparé pour l’administration de médicaments, selon le protocole de texte, placez la souris sur le lit IRM et délivrez un à 2 % d’isoflurane dans un litre par minute d’oxygène.

Pour maintenir l’anesthésie, maintenez le rythme respiratoire de l’animal entre 20 et 70 respirations par minute. Centrez la bobine d’IRM sur la position du cœur de la souris. Ensuite, placez un capteur d’oreiller respiratoire légèrement sous le diaphragme pour surveiller la respiration et insérez un thermomètre rectal avec une lamelle prélubrifiée pour surveiller la température centrale.

Assurez-vous que la température est maintenue constante pendant les balayages. Pour la surveillance ECG, placez une électrode sur chacune des pattes antérieures et sur la patte arrière gauche, en vous assurant que la paume de la patte est complètement ouverte. Torsadez les câbles ECG ensemble pour vous assurer qu’ils ne forment pas de circuits de résonance à la fréquence de résonance de l’IRM, ce qui corromprait gravement le signal ECG.

Lors de l’exécution de séquences d’impulsions, utilisez du ruban adhésif pour vous assurer que les électrodes sont fermement fixées au lit. Placez ensuite une couverture chauffée à l’eau sur la souris. L’encapsulation de la surveillance et de la bobine permet de maintenir la température corporelle.

Alignez ensuite le laser du lit avec la position du cœur en utilisant la ligne de la patte antérieure comme point de repère, utilisez un lit automatique pour le positionner dans le centre ISO de l’aimant. Réglez l’équipement de surveillance pour détecter l’onde R dans l’ECG. Ajustez les seuils pour chaque souris et au sein des sessions d’imagerie afin qu’il y ait un déclenchement fiable pour effectuer l’imagerie IRM.

Commencez par acquérir une image pilote. Pour planifier les images pilotes multiplanaires. Identifiez le cœur dans l’image plus facilement par ses artefacts de flux.

Ensuite, obtenez un écho de gradient rapide avec cinq tranches par orientation et un champ de vision de trois centimètres, ou FOV avec le déclenchement ECG activé. Ensuite, exécutez un scan 3D non testé centré sur le cœur pour le co-enregistrement de l’animal pendant que le scan est en cours. Planifiez un balayage à quatre chambres qui coupera l’apex et les valves tricuspide et mitrale montrant les quatre chambres.

Prévoyez ensuite une vue à deux chambres. Cela coupera à travers l’apex et la valve tricuspide montrant l’oreillette et le ventricule gauches, vérifiera la géométrie des deux vues du grand axe. Si la planification de la tranche n’est pas optimale, répétez l’examen couvrant l’ensemble du plan cardiaque.

Une pile de coupes d’axe court est orthogonale aux vues à quatre et à deux chambres. À partir de la première tranche apicale sans flaque de sang jusqu’à la première tranche basale sans aucune tranche RV, doit être espacée de manière égale sans lacunes. Pour effectuer une amélioration tardive du gadolinium Pour l’imagerie IRM, augmentez le temps vide pour le déclenchement afin d’acquérir un battement de cœur sur deux.

Appliquer un délai qui permet d’effectuer l’acquisition à la fin de la phase diastolique de l’ECG juste avant l’injection. Effectuez une version basse résolution de la séquence LGE afin de vérifier que le gating est correct et qu’aucun artefact de flux n’est présent. Ensuite, lentement et régulièrement, injectez la solution Gato Vista pendant 15 secondes.

Pour obtenir le meilleur contraste, lancez l’imagerie LGE dans les 15 minutes suivant l’injection. Ensuite, pour l’imagerie des animaux de compagnie, transférez le lit IRM dans le scanner TEP, en laissant le récepteur en place et ancrez-le fermement au support de lit pour animaux. Connectez l’équipement d’anesthésie et de surveillance.

Positionnez le cœur au centre du champ de vision de l’animal, en déplaçant le lit uniquement dans la direction axiale. Acquérir un balayage de transmission en un seul passage avec une source de germanium. Ensuite, à l’aide d’une seringue, extrayez 10 à 30 méga borres de fluoro désoxy glucose ou FDG radioactivement marqué de son contenant.

Utilisez un compteur de puits pour mesurer son activité. Démarrez le balayage d’émission réglé pour acquérir le PET contrôlé en mode liste pendant 45 minutes. Injectez simultanément le traceur dans un volume total de 50 à 100 microlitres lentement et régulièrement pendant 15 secondes.

Ensuite, utilisez suffisamment de solution saline pour rincer la ligne afin de délivrer la totalité du traceur radioactif. Pour mesurer l’activité résiduelle, replacez la seringue dans le compteur du puits pour effectuer l’IRM. Segmentation. Commencez par charger les images IRM cinéma dans la version 1.9 du segment et exécutez les outils automatiques de segmentation.

En commençant par un point à l’intérieur du ventricule. Les outils automatiques gonfleront les parois du ventricule estimées jusqu’à ce que la meilleure correspondance soit trouvée. Délimitez manuellement le ventricule gauche ou VG et le ventricule droit ou RV à n systole ou ES et n diastole ou ED définis respectivement comme les cadres avec le volume global VG maximal et minimal.

Délimitez manuellement l’épicarde à l’ES et à l’ED pour les calculs de masse VG. Comme montré ici, le muscle cardiaque est incompressible, de sorte que la masse VG doit être cohérente en ES et DE à la base des ventricules. Utilisez une ligne droite pour distinguer les ventricules des oreillettes.

Identification de l’angle de la tranche à l’aide des vues sur les axes longs. Vérifiez la segmentation sur les vues à axe long. Délimitez la zone cicatricielle sur les images LGE pour commencer l’analyse de l’animal et le co-enregistrement avec les données IRM.

Utilisez un algorithme de rétroprojection filtrée en 3D pour reconstruire les images d’animaux et exporter les données dans un format astucieux. Affichage des valeurs d’absorption standard. Utilisez l’outil de co-enregistrement en masse de souris SPM pour enregistrer l’image moyenne d’un animal de compagnie dans l’IRM 3D.

L’un des avantages de l’utilisation de l’IRM est qu’une conception longitudinale peut être utilisée pour stadifier la maladie. Ceci est particulièrement important lors de l’évaluation de nouveaux composés, car l’évolution temporelle de l’effet peut ne pas être connue, comme le montre cet exemple. Les variations du volume cardiaque dues à la progression de la maladie chez un animal sont visibles et correctes.

La géométrie est cruciale pour le succès d’une expérience d’IRM cardiaque. Cette figure montre la planification représentative des coupes et la géométrie résultante pour divers examens IRM. La segmentation de deux tranches d’axe court IRM peut être vue dans cette figure.

Notre procédure d’IRM ciné a atteint une précision de 4 % pour la masse VG, 3 % pour l’EDV, 5 % pour l’ESV, 2 % pour le sv, 2 % pour l’ef et 4 % pour la taille de l’infarctus. Le PET peut être utilisé pour mesurer la liaison de traceurs spécifiques dans tout le corps. Cette figure montre une image de projection d’intensité maximale en TEP FDG.

Comme on peut s’y attendre chez un animal anesthésié, la plus grande absorption se trouve dans le cœur et le cerveau illustrés Voici un exemple de coenregistré. TEP L-G-E-M-R-I et FDG. Les zones améliorées sur l’IRM représentant des tissus non viables correspondent aux zones d’absorption réduite de FDG dans la TEP.

Une fois maîtrisée, cette technique peut être réalisée en moins de 90 minutes. S’il est effectué correctement, l’utilisation simultanée d’un système d’IRM TEP pourrait être encore réduite. 45 minutes.