Name: Procédé de préparation de lame pour préserver l’architecture de chromatine tridimensionnelle de cellules germinales testiculaires (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2014-01-10T14:15:00.000+00:00
Duration: 7 min 34 s
Description: Découvrez une méthode de préparation de lame 3D pour préserver l'architecture de la chromatine dans les cellules germinales testiculaires. Cette technique améliore la détection des structures sous-nucléaires pour l'étude de la régulation génique.

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Je remercie Jeannie T. Lee pour la supervision de ce projet lorsque j’étais dans le laboratoire Lee et Tyler Broering pour l’édition du manuscrit. Ce travail a été soutenu par le Basil O’Connor Starter Scholar Award de la March of Dimes Foundation et le NIH Grant GM098605.

1.3D Préparation des diapositives
<ol><li>Préparez les réactifs suivants :<ol>
<li>Tampon CSK: NaCl 100 mM, saccharose 300 mM, TUYAUX 10 mM, MgCl 3 mM2. Ajuster le pH à 6,8 avec 1 M NaOH. Stockez la mémoire tampon CSK à 4 °C.</li>
		<li>Tampon CSK avec 0,5 % de Triton X-100 : Ajouter 200 μl de Triton X-100 à 40 ml de tampon CSK. Mélanger la solution à l’aide d’un agitateur magnétique jusqu’à ce que le Triton X-100 soit complètement dissous. Conservez le tampon CSK avec 0,5 % de Triton X-100 à 4 °C.</li>
		<li>Paraformaldéhyde (PFA) – PBS à 4 %, pH 7,4 : Dissoudre 4 g de PFA dans environ 70 à 80 ml d’eau. Afin d’accélérer le processus de dissolution, ajouter environ 20 μl de 4 N NaOH et maintenir la solution dans un bain-marie à 60 °C jusqu’à ce que le PFA soit complètement dissous et que la solution soit transparente. Ce processus prend environ 1 heure. Une fois que le PFA est complètement dissous, ajouter 10 ml de PBS 10x. Régler le volume final à 100 ml avec de l’eau et refroidir la solution à température ambiante (25 °C). Utilisez une solution fraîchement préparée pour chaque nouvelle expérience. Remarque : Obtenir la permission de l’établissement pour tous les travaux sur les animaux et respecter les lignes directrices pertinentes en matière de soins aux animaux.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Euthanasier les souris mâles. À l’aide de pinces et de ciseaux, excisez les testicules de la souris. Placez le testicule dans PBS (ou RPMI 1640). Après l’élimination des testicules, effectuez rapidement les étapes suivantes 1.3-1.4 afin d’empêcher la dégradation de l’ARN.</li>
	<li>Rompez le testicule sur une petite boîte de Petri et retirez la tunica albuginea. Démêler les tubules séminifères dans le PBS sur la glace à l’aide de pinces.</li>
	<li>À l’aide de pinces, transférer plusieurs tubules (plusieurs morceaux de tubules d’environ 5 à 10 mm de longueur) dans un puits d’une parabole de 4 puits contenant 500 ml de tampon CSK + 0,5 % de Triton X-100 sur de la glace, et incuber pendant 6 min. La surexposition au tampon CSK peut entraîner la perturbation des cellules.</li>
	<li>À l’aide de pinces, transférer tous les tubules dans un puits d’une parabole à 4 puits contenant une solution de PFA-PBS à 4 %. Cette étape peut être préformée sans stéréomicroscope, mais éventuellement elle peut être utilisée. Incuber pendant 10 min à température ambiante. Simultanément commencer à préparer 12 chambres cytospin pendant les périodes d’incubation.</li>
	<li>À l’aide de pinces, transférer tous les tubules dans un puits d’une parabole de 4 puits contenant du PBS. Incuber pendant 5 min à température ambiante.</li>
	<li>À l’arrière d’une lame de verre, transférer tous les tubules dans 30 μl de PBS (le haut de la lame doit être évité en raison de la charge cationique). En utilisant les pointes de deux pinces, déchirez les tubules en morceaux. Hachez les tubules dans une direction horizontale en coupant les tubules entre les extrémités de deux pinces et en tirant la pince horizontalement. Continuez avec cette étape pendant environ 10-20 secondes.</li>
	<li>Mélanger la suspension par pipetage à l’aide d’une pipette P20.</li>
	<li>Transférer la suspension dans un tube à microcentrifugation, diluer avec du PBS à environ 1,3 ml. Appliquer 100 μl de suspension sur chacune des 12 chambres de cytospin (1,2 ml au total). À cette étape, la concentration des cellules n’a pas besoin d’être déterminée.</li>
	<li>Cytospin les échantillons à 2 000 tr/min pendant 10 min à température ambiante. Après le cytospinning, sécher les lames sur le banc de laboratoire pendant quelques minutes à température ambiante. Une fois que les toboggans ont été laissés sécher complètement pendant quelques minutes, passez à l’étape suivante.</li>
	<li>À l’aide d’un pot Coplin contenant du PBS, lavez les lames pendant 5 min à température ambiante.</li>
	<li>Transférer les lames dans un bocal Coplin contenant 70% d’éthanol et attendre au moins 2 min avant le début de l’ARN FISH. Les lames sont stables pendant quelques semaines dans de l’éthanol à 70 % à 4 °C. Pour le stockage à long terme, déshydrater les lames en utilisant un traitement en série avec 80% et 100% d’éthanol dans des pots Coplin pendant 2 min chacun et sécher à l’air déshydrater complètement les lames. Conserver à -80 °C dans une boîte à diapositives.</li>
</ol>2. Préparation de la sonde d’ADN Cot-1 par amorçage aléatoire
<ol><li>Préparez les réactifs suivants :<ol>
<li>Tampon d’hybridation : Mélanger les composants procédants pour préparer 900 ml de stock tampon d’hybridation; cette solution sera utilisée pour stocker des sondes. Ce stock tampon d’hybridation permet l’ajout de 10% de volume de solution inhibitrice de RNase (Ribonucleoside Vanadyl Complex) avant l’hybridation.<table><tbody>
<tr>
<td>composant</td>
					<td>Quantité (μl)</td>
					<td>Concentration finale</td>
				</tr>
<tr>
<td>Formamide</td>
					<td>500</td>
					<td>50 % (v/v)</td>
				</tr>
<tr>
<td>50% Dextrane</td>
					<td>200</td>
					<td>10 % (p/v)</td>
				</tr>
<tr>
<td>20x SSC</td>
					<td>100</td>
					<td>2x</td>
				</tr>
<tr>
<td>1% BSA</td>
					<td>100</td>
					<td>0.1%</td>
				</tr>
</tbody></table>Avant l’hybridation, ajouter 1/10 vol de 200 mM du complexe ribonucléoside vanadyl ou de l’eau au stock tampon d’hybridation pour correspondre à la concentration finale. À -20 °C, ce mélange est stable pendant plus d’un an.</li>
		<li>20x SSC : Dissoudre 88,2 g de citrate de sodium et 175,3 g de NaCl dans environ 800 ml d’eau. Réglez le pH à 7,0 en utilisant quelques gouttes de 1 M HCl. Ajoutez de l’eau pour ajuster le volume final à 1 L. Stérilisez par autoclavage. Après préparation, 20x SSC peuvent être stockés à température ambiante.</li>
		<li>50% (p / v) Dextrane: Incorporer l’eau et ajouter lentement 50 g de sulfate de dextrane. Continuez à remuer pendant la nuit à température ambiante. Ajouter de l’eau pour régler le volume final à 100 ml. Conserver à température ambiante.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Ajouter les constituants suivants énumérés ci-dessous à un tube pcr. À l’aide d’une machine PCR, mélanger et incuber la solution pendant 5 min à 95 °C.<table><tbody>
<tr>
<td>composant</td>
				<td align="center">Quantité par réaction (μl)</td>
				<td align="center">final</td>
			</tr>
<tr>
<td>ADN cot-1 : 1 mg/ml</td>
				<td align="center">1</td>
				<td align="center">1 μg</td>
			</tr>
<tr>
<td>Apprêt aléatoire de 9mer (du kit)</td>
				<td align="center">10</td>
				<td align="center"></td>
			</tr>
<tr>
<td>Eau</td>
				<td align="center">27</td>
				<td align="center"></td>
			</tr>
</tbody></table>
</li>
	<li>Centrifuger brièvement et placer sur la glace.</li>
	<li>Ajoutez les composants suivants. Mélanger et incuber pendant 30 min à 37 °C à l’aide d’un appareil pcr. (Pour plus de détails sur la trousse utilisée, voir le tableau des réactifs et de l’équipement).<table><tbody>
<tr>
<td>composant</td>
				<td align="center">Quantité par réaction (μl)</td>
				<td align="center">Concentration finale</td>
			</tr>
<tr>
<td>Mélange préparé à partir de l’étape 2.2</td>
				<td align="center">38</td>
				<td align="center"></td>
			</tr>
<tr>
<td>Tampon nucléotidique 5x (du kit)</td>
				<td align="center">9.2</td>
				<td align="center"></td>
			</tr>
<tr>
<td>Cy3-dUTP (1 mM)</td>
				<td align="center">0.8</td>
				<td align="center">16 μM</td>
			</tr>
<tr>
<td>Klenow (du kit)</td>
				<td align="center">2</td>
				<td align="center"></td>
			</tr>
</tbody></table>
</li>
	<li>Ajouter 2 μl de tampon d’arrêt (du kit) pour interrompre la réaction.</li>
	<li>Purifier la réaction arrêtée à l’aide de colonnes microspin.</li>
	<li>Ajouter 50 μg (5 μl) d’ADN de sperme de hareng (50 fois plus d’ADN cot-1) à la fraction purifiée.</li>
	<li>Mesurez le volume total à l’aide d’une pipette. Ajouter 0,7x volume d’éthanol à 100 % et 0,1x volume d’acétate de sodium 3 M (pH 5,2), bien mélanger et centrifuger pendant 15 min à la vitesse maximale (17 000 x g) à l’aide d’une microcentrifugation à 4 °C.</li>
	<li>Retirer le liquide et ajouter 200 μl d’éthanol à 70 %, bien mélanger et centrifuger pendant 5 min à la vitesse maximale à 4 °C.</li>
	<li>Retirez l’excès de liquide. Sécher le précipité pendant 10-30 min à température ambiante.</li>
	<li>Dissoudre le culot dans 20 μl de stock tampon d’hybridation. Parce que le culot est souvent difficile à dissoudre, pipettez à plusieurs reprises. Comme autre option, un mélangeur de vortex peut également être utilisé pour dissoudre efficacement la pastille. Les sondes peuvent être maintenues à -20 °C jusqu’à leur utilisation.</li>
</ol>3. Poisson à ARN cot-1
<ol><li>Ajoutez les composants répertoriés ci-dessous à un tube PCR. À l’aide d’un appareil de PCR, incuber pendant 10 min à 80 °C, suivi d’une étape de préannealage d’environ 10-30 min à 42 °C. Conserver à 42 °C jusqu’à l’hybridation. Ribonucleoside Vanadyl Complex est facultatif; il peut être remplacé par de l’eau.<table><tbody>
<tr>
<td>composant</td>
				<td align="center">Quantité par réaction (μl)</td>
				<td align="center">final</td>
			</tr>
<tr>
<td>Sonde d’ADN Cot-1 (50 ng/μl)</td>
				<td align="center">2</td>
				<td align="center">100 ng</td>
			</tr>
<tr>
<td>Complexe Ribonucleoside Vanadyl (200 mM)</td>
				<td align="center">2</td>
				<td align="center">20 mM</td>
			</tr>
<tr>
<td>Tampon d’hybridation</td>
				<td align="center">ajouté à 20</td>
				<td align="center"></td>
			</tr>
</tbody></table>
</li>
	<li>Déshydrater les lames dans un bocal Coplin contenant 80 % d’éthanol pendant 2 min, suivi d’un bocal Coplin contenant 100 % d’éthanol pendant 2 min. Sécher complètement les lames sur le banc de laboratoire à température ambiante.</li>
	<li>Préchauffer à l’avance une chambre de boîte à pointe (remplie de 2 à 3 cm d’eau) dans un incubateur à 42 °C. Placez la diapositive sur la chambre de la boîte de pointe. Centrifuger brièvement les sondes préannealées et pipetter directement sur les lames déshydratées. Évitez de faire des bulles. Couvrez doucement la glissière avec un glissement de couverture.</li>
	<li>Hybrider pendant 6 h à une nuit (14-15 h) à 42 °C.</li>
	<li>Préparer des solutions de lavage dans des pots Coplin (deux pots avec 2x SSC et 50% formamide, et deux pots avec 2x SSC). Préchauffer à 42 °C pendant 30 min au bain-marie.</li>
	<li>Utilisez une lame de rasoir pour retirer le glissement du couvercle du bord de la glissière. Évitez de gratter les échantillons. Laver les lames dans un bocal Coplin contenant 2x SSC et 50% de formamide pendant 5 min à 45 °C. Répétez cette étape une fois.</li>
	<li>Laver les lames dans un bocal Coplin contenant 2x SSC pendant 5 min à 45 °C. Répétez cette étape une fois.</li>
	<li>Ajoutez 20 μl de support de montage DAPI aux diapositives et couvrez-les avec un bordereau de couverture. Appuyez doucement sur le verre du couvercle pour retirer le support de montage supplémentaire. Épongez le support de montage supplémentaire avec du tissu de nettoyage. Les lames sont prêtes pour l’évaluation par microscopie.</li>
</ol>

<ol><li>Peters, A. H., Plug, A. W., van Vugt, M. J., de Boer, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+drying-down+technique+for+the+spreading+of+mammalian+meiocytes+from+the+male+and+female+germline%5BTitle%5D)+AND+%22Chromosome+Res%22%5BJournal%5D)">A drying-down technique for the spreading of mammalian meiocytes from the male and female germline.</a> Chromosome Res. 5, 66-68 (1997).</li>
<li>Namekawa, S. H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Postmeiotic+sex+chromatin+in+the+male+germline+of+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Curr+Biol%22%5BJournal%5D)">Postmeiotic sex chromatin in the male germline of mice.</a> Curr Biol. 16, 660-667 (2006).</li>
<li>Namekawa, S. H., Lee, J. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Detection+of+nascent+RNA%2C+single-copy+DNA+and+protein+localization+by+immunoFISH+in+mouse+germ+cells+and+preimplantation+embryos%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Protoc%22%5BJournal%5D)">Detection of nascent RNA, single-copy DNA and protein localization by immunoFISH in mouse germ cells and preimplantation embryos.</a> Nat Protoc. 6, 270-284 (2011).</li>
<li>Mahadevaiah, S. K., Costa, Y., Turner, J. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Using+RNA+FISH+to+study+gene+expression+during+mammalian+meiosis%5BTitle%5D)+AND+%22Methods+in+molecular+biology%22%5BJournal%5D)">Using RNA FISH to study gene expression during mammalian meiosis.</a> Methods in molecular biology. 558, 433-444 (2009).</li>
<li>Hall, L. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((An+ectopic+human+XIST+gene+can+induce+chromosome+inactivation+in+postdifferentiation+human+HT-1080+cells%5BTitle%5D)+AND+%22Proc+Natl+Acad+Sci+U+S+A%22%5BJournal%5D)">An ectopic human XIST gene can induce chromosome inactivation in postdifferentiation human HT-1080 cells.</a> Proc Natl Acad Sci U S A. 99, 8677-8682 (2002).</li>
<li>Huynh, K. D., Lee, J. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Inheritance+of+a+pre-inactivated+paternal+X+chromosome+in+early+mouse+embryos%5BTitle%5D)+AND+%22Nature%22%5BJournal%5D)">Inheritance of a pre-inactivated paternal X chromosome in early mouse embryos.</a> Nature. 426, 857-862 (2003).</li>
<li>Namekawa, S. H., VandeBerg, J. L., McCarrey, J. R., Lee, J. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Sex+chromosome+silencing+in+the+marsupial+male+germ+line%5BTitle%5D)+AND+%22Proceedings+of+the+National+Academy+of+Sciences+of+the+United+States+of+America%22%5BJournal%5D)">Sex chromosome silencing in the marsupial male germ line.</a> Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 104, 9730-9735 (2007).</li>
<li>Namekawa, S. H., Payer, B., Huynh, K. D., Jaenisch, R., Lee, J. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Two-step+imprinted+X+inactivation%3A+repeat+versus+genic+silencing+in+the+mouse%5BTitle%5D)+AND+%22Mol+Cell+Biol%22%5BJournal%5D)">Two-step imprinted X inactivation: repeat versus genic silencing in the mouse.</a> Mol Cell Biol. 30, 3187-3205 (2010).</li>
<li>Ichijima, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((MDC1+directs+chromosome-wide+silencing+of+the+sex+chromosomes+in+male+germ+cells%5BTitle%5D)+AND+%22Genes+Dev%22%5BJournal%5D)">MDC1 directs chromosome-wide silencing of the sex chromosomes in male germ cells.</a> Genes Dev. 25, 959-971 (2011).</li>
<li>Sin, H. S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((RNF8+regulates+active+epigenetic+modifications+and+escape+gene+activation+from+inactive+sex+chromosomes+in+post-meiotic+spermatids%5BTitle%5D)+AND+%22Genes+Dev%22%5BJournal%5D)">RNF8 regulates active epigenetic modifications and escape gene activation from inactive sex chromosomes in post-meiotic spermatids.</a> Genes Dev. 26, 2737-2748 (2012).</li>
</ol>

L’auteur n’a rien à divulguer.

Dans la préparation de la lame 3D, l’étape de perméabilisation précède l’étape de fixation. Ces étapes sont effectuées directement sur des tubules séminifères, préservant ainsi la structure tridimensionnelle de la chromatine. Une autre option pour préserver la structure de la chromatine pour l’ARN/ADN FISH est d’effectuer l’étape de perméabilisation et l’étape de fixation simultanément. Cette technique alternative a été réalisée dans des cellules germinales marsupiales et chez des embryons de préimplantation de souris<su...

Dans les testicules, les cellules germinales se différencient des spermatogones diploïdes par méiose en spermatozoïdes matures et haploïdes. Au cours de ce processus, la structure de la chromatine nucléaire des cellules germinales est continuellement et dynamiquement remodelée. Les étalements de surface sont couramment utilisés pour l’examen cytologique des cellules spermatogéniques individuelles. Une méthode dominante d’étalements de surface emploie un traitement hypotonique par lequel les cellules spermatogéniques individuelles sont étalées et aplatir1. Ces conditions sont optimales pour l’analyse détaillée des chromosomes méiotiques. Des dispositifs chromosomiques tels que le statut synaptique et les foyers de recombinaison sont facilement observés utilisant cette méthode. Cependant, le traitement hypotonique perturbe l’architecture subnucléaire de chromatine, ainsi cette technique n’est pas appropriée pour l’analyse structurale des noyaux. Par conséquent, une méthode améliorée a été conçue pour préserver la structure tridimensionnelle de la chromatine des cellules germinales testiculaires. Cette méthode a été appelée méthode tridimensionnelle (3D) de diapositives (Figure 1). La méthode de lame 3D a permis la détection de la localisation naissante de l’ARN dans les noyaux car elle a été initialement optimisée pour examiner l’expression des gènes et les états de la chromatine lors de la différenciation des cellules germinales testiculaires par hybridation in situ de fluorescence de l’ARN (FISH)2,3. Cette méthode 3D est également applicable à la combinaison de l’immunofluorescence, de l’ADN et de l’ARN FISH. De plus, cette méthode a aidé à la découverte de la chromatine sexuelle postméiotique (PMSC), un compartiment silencieux des chromosomes sexuels trouvés dans les spermatides postméiotiques2.
La méthode de lame 3D a été optimisée à l’origine par la combinaison de deux étapes essentielles de préparation de la lame couramment utilisées pour la coloration nucléaire: l’étape de fixation conçue pour fixer les matières nucléaires et l’étape de perméabilisation destinée à éliminer les matériaux cytoplasmiques afin d’améliorer l’accessibilité des réactifs de coloration, tels que les anticorps et les sondes FISH. Comme décrit précédemment dans une autre publication3,il a été déterminé que l’étape de perméabilisation doit précéder l’étape de fixation afin d’obtenir des résultats optimaux avec un faible fond cytoplasmique. Dans cette méthode de lame 3D, l’étape de perméabilisation et l’étape de fixation subséquente sont effectuées directement sur des tubules séminifères et sont suivies par la dissociation mécanique des cellules germinales avec une pince avant le cytospinning sur les lames. Une méthode alternative pour l’ARN FISH de cellules spermatogéniques a été développée dans un autre laboratoire4. Dans cette méthode, compatible avec la méthode 3D, l’étape de perméabilisation doit précéder l’étape de fixation afin d’obtenir des résultats optimaux de l’ARN FISH.
Le protocole suivant décrit la méthode de lame 3D et fournit un exemple d’application possible, Cot-1 RNA FISH pour la détection des ARN naissants nucléaires. L’ADN cot-1 est constitué d’éléments répétitifs dans le génome. Ici, une sonde d’ADN Cot-1 est hybridée à un intron et un UTR des transcriptions naissantes, détectant ainsi les régions transcriptionnellement actives dans le noyau5,6. Les lames 3D sont polyvalentes et peuvent être appliquées à une combinaison de techniques d’immunofluorescence, d’ADN et d’ARN FISH afin d’obtenir un examen détaillé des relations spatiales entre l’architecture de la chromatine.

<table><tbody><tr><td>ADN de Cot-1&nbsp ;</td><td>Invitrogen</td><td>18440-016</td><td></td></tr><tr><td>Stratagene Prime-It Fluor Fluorescence Labeling Tagent</td><td></td><td>300380</td><td></td></tr><tr><td>Solution d’ADN de spermatozoïdes de hareng</td><td>Invitrogen</td><td>15634-017</td><td></td></tr><tr><td>Éthanol. 200 proof (absolu)</td><td>Pharmco-aaper</td><td>111000200</td><td></td></tr><tr><td>Acétate de sodium</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>S2889</td><td></td></tr><tr><td>Formamide désionisé</td><td>American Bioanalytical</td><td>AB00600-00500</td><td></td></tr><tr><td>Citrate de sodium tribasique dihydraté</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>C8532</td><td></td></tr><tr><td>Albumine sérique bovine</td><td>Lifeblood Medical</td><td>77110-100</td><td></td></tr><tr><td>Sulfate de dextran sel de sodium de Leuconostoc spp.</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>D6001</td><td></td></tr><tr><td>RPMI 1640</td><td>Invitrogen</td><td>A10491-01</td><td></td></tr><tr><td>Saccharose</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>S0389</td><td></td></tr><tr><td>PIPES</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>P6757</td><td></td></tr><tr><td>Chlorure de magnésium hexahydraté</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>M0250</td><td></td></tr><tr><td>Triton X-100</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>T8787</td><td></td></tr><tr><td>Paraformaldéhyde</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>76240</td><td></td></tr><tr><td>Hydroxyde de sodium</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>221465</td><td></td></tr><tr><td>Solution saline tamponnée au phosphate</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>P4417</td><td></td></tr><tr><td>VECTASHIELD Milieu de montage avec DAPI</td><td>Vector Laboratories</td><td>H1200</td><td></td></tr><tr><td>Complexe ribonucléoside-vanadyle</td><td>New England Biolabs</td><td>S1402S</td><td></td></tr><tr><td>Illustra MicroSpin G-50 Colonnes</td><td>GE Healthcare</td><td>27-5330-01</td><td></td></tr><tr><td>Microcentrifugeuse</td><td>Eppendorf</td><td>5424</td><td></td></tr><tr><td>Pince</td><td>VWR</td><td>300-050</td><td></td></tr><tr><td>Microtubes à centrifuger</td><td>Bioexpress</td><td>C-3262-1</td><td></td></tr><tr><td>Cytospin 3</td><td>Shandon</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Coplin Jar</td><td>Fisher</td><td>08-815</td><td></td></tr><tr><td>Superfrost /Plus Lames de microscope</td><td>Fisher</td><td>12-550-15</td><td></td></tr><tr><td>Plat 4 puits</td><td>Fisher</td><td>12-566-301</td><td></td></tr><tr><td>Verre de protection&nbsp ;</td><td>Fisher</td><td>12-544-G</td><td></td></tr><tr><td>Incubateur à air</td><td>Revolutionary Science</td><td>RS-IF-203</td><td></td></tr></tbody></table>

procédé de préparation de lame pour préserver l’architecture de chromatine tridimensionnelle de cellules germinales testiculaires

Slide Preparation Method to Preserve Three-dimensional Chromatin Architecture of Testicular Germ Cells

Au cours de la différenciation des cellules germinales testiculaires, la structure de la chromatine nucléaire change dynamiquement. Ce qui suit décrit une méthode conçue pour préserver la disposition tridimensionnelle de la chromatine des cellules germinales testiculaires trouvées chez la souris; cette méthode a été appelée méthode de glissement tridimensionnelle (3D). Dans cette méthode, les tubules testiculaires sont directement traités par une étape de perméabilisation qui élimine le matériel cytoplasmique, suivie d’une étape de fixation qui fixe les matières nucléaires. Les tubules sont ensuite dissociés, la suspension cellulaire est cytospun et les cellules adhèrent aux lames. Cette méthode améliore la sensibilité à la détection des structures subnucléaires et est applicable à l’hybridation in situ par immunofluorescence, ADN et fluorescence arn (FISH) et à la combinaison de ces méthodes de détection. À titre d’exemple d’application possible de la méthode de lame 3D, un FISH à ARN Cot-1 est montré pour détecter les ARN naissants. La méthode de lame 3D facilitera l’examen détaillé des relations spatiales entre la structure de la chromatine, l’ADN et l’ARN lors de la différenciation des cellules germinales testiculaires.

Un résultat représentatif d’une diapositive 3D est illustré à la figure 2. Dans cette expérience, Cot-1 RNA FISH a été réalisée pour détecter la transcription naissante ainsi que l’immunomarquage à l’aide d’anticorps anti CBX1 et γH2AX. Pour combiner l’ARN FISH et l’immunomarquage, l’immunomarquage a été réalisé en premier, suivi de l’ARN FISH comme décrit en3. CBX1 est une protéine d’hétérochromatine qui se localise à l’hétérochromatine péricentromérique et aux chromosomes sexuels silencieux ...

Le matériau décrit ici une méthode développée pour préserver la structure tridimensionnelle de la chromatine des cellules germinales testiculaires. C’est ce qu’on a appelé la méthode de glissement tridimensionnelle (3D). Cette méthode améliore la sensibilité pour la détection des structures subnucléaires et est applicable à l’hybridation in situ par immunofluorescence, ADN et fluorescence de l’ARN (FISH).

Procédé de préparation de lame pour préserver l’architecture de chromatine tridimensionnelle de cellules germinales testiculaires

During testicular germ cell differentiation, the structure of nuclear chromatin dynamically changes. The following describes a method designed to preserve ...

Cette méthode de préparation de lames tridimensionnelle préserve l’arrangement chromatinal 3D des cellules tel qu’il a été démontré avec des cellules germinales testiculaires de souris. Tout d’abord, perméez les tubules féreux pour éliminer les matériaux cytoplasmiques et améliorer l’accessibilité des réactifs de coloration tels que les anticorps et les sondes de poisson. Après avoir fixé les matériaux nucléaires, dissocier mécaniquement les cellules germinales à l’aide d’une pince et cytoser les échantillons sur des lames.Ensuite, acquérez des données avec plusieurs sections Z pour couvrir un noyau en 3D lorsqu’elles sont appliquées stratégiquement à partir de préparations de lames 3D. En utilisant COT one RNA, les poissons peuvent montrer les ARN nucléaires naissants pour détecter les régions transcriptionnellement actives dans le noyau. J’ai développé cette méthode lorsque j’étais dans le laboratoire de gènes du Massachusetts General Hospital.À cette époque, j’ai optimisé la méthode de préparation des lames pour l’analyse fluorescente de l’ARN du coton à l’hybridation, également appelée poisson pour détecter nacent. ARN. Les sondes en coton peuvent hybrider des séquences répétit

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Ce protocole vidéo illustre la technique de squash utilisés dans le laboratoire de Johansen pour...

Préparation des Courges drosophile chromosomes polytènes pour marquage de l&#39;anticorps

Les chromosomes peuvent être isolés à partir de cellules vivantes telles que des lymphocytes ou des fibroblastes de la peau, et à partir d'organismes, y compris les humains et les souris. Ces préparations de chromosomes peuvent en outre être utilisés pour G-banding routine et les procédures de cytogénétique moléculaire telles que l'hybridation fluorescente in situ (FISH), l'hybridation génomique comparative (CGH), et le caryotype spectral (SKY).

Chromosome Préparation partir des cellules cultivées

Méthodes pour isoler et préparer Drosophila testicules échantillons (vivre et fixe) pour l'imagerie par contraste de phase et microscopie de fluorescence sont décrits ici.

Cytologique Analyse de la spermatogenèse: Préparatifs en direct et fixes de<em&gt; Drosophila</em&gt; Testicules

Nous fournissons ici un protocole efficace et fiable pour immunologique, hybridation fluorescente in situ, la coloration de l'ADN suivie quantitative, imagerie à haute résolution dans des ovules d'Arabidopsis thaliana l'ensemble du montage. Cette méthode a été utilisée avec succès pour analyser des modifications de la chromatine nucléaire et de l'architecture.

Une méthode efficace pour quantitative, analyse unicellulaire de la chromatine Modification et architecture nucléaire dans l&#39;ensemble du montage ovules dans<em&gt; Arabidopsis</em

La méiose est le processus de développement par lequel les gamètes sont constituées par une seule tournée de réplication de l’ADN et de deux cycles successifs de la ségrégation des chromosomes. La méiose chez les mammifères peut être examinée en utilisant une technique pour préparer les tartinades méiotique. Ici, nous démontrons une méthode de préparation des étalements de noyaux de spermatocytes de souris.

Préparation des chromosomes à la méiose se propage de Spermatocytes de souris

L’ovogenèse chez les mammifères est connu pour être source d’erreurs, notamment en raison de missegregation de chromosome. Ce manuscrit décrit des méthodes de préparation de la chromatine se propager de la prophase de la souris, métaphase I et II-mise en scène des ovocytes. Ces techniques fondamentales permettent l’étude des protéines liées à la chromatine et la morphologie des chromosomes tout au long de l’ovogenèse chez les mammifères.

La chromatine propager des préparations pour l’analyse de Progression d’ovocyte de souris de la Prophase à la métaphase II

Présenté ici est un protocole pour enrichir les spermatozoïdes pachytenés, spermatides ronds, et spermatids allongeant des testicules adultes de souris utilisant un gradient discontinu de densité d'albumine de sérum bovin avec l'équipement standard de laboratoire.

Enrichissement des spermatozoïdes pachytenés et des spermatides à partir de testeurs de souris à l'aide d'équipement de laboratoire standard

Les écarts de surface nucléaires sont un outil indispensable pour étudier les événements chromosomiques pendant la méiose. Ici nous démontrons une méthode pour préparer et visualiser des chromosomes méiotiques pendant la prophase I des spermatocytes de poisson zèbre.

Préparation des propagations méiotiques de chromosome des spermatocytes de poisson-zèbre

Le but de ce protocole est d’analyser la division cellulaire dans les tissus intacts par microscopie cellulaire vivante et fixe à l’aide de spermatocytes méiotiques Drosophila. Le protocole démontre comment isoler des testicules entiers et intacts des larves de Drosophila et des pupes précoces, et comment les traiter et les monter pour la microscopie.

Préparation de Drosophila Larval et Pupal Testes pour l’analyse de la division cellulaire en direct, Tissu intact

Nous présentons ici un protocole amélioré pour la préparation et l’immunomarquage de tout-monture des testicules de drosophile, adapté à la microscopie confocale et permettant également un étiquetage reproductible et fiable. Nous illustrant ce protocole par la représentation 3D et la quantification des expériences de colocalisation sur les grands spermatocytes S4-S5.

Immunomarquage de testicules de drosophiles de mont entier pour l’analyse confocale 3D de grands spermatocytes

Les erreurs méiotiques dans les synapses et la recombinaison sont courantes chez les ovocytes de mammifères. Une analyse rigoureuse des protéines impliquées dans ces processus est essentielle pour comprendre comment et pourquoi l’ovogenèse tourne souvent mal. Les techniques présentées ici permettent un suivi complet de la recombinaison et des synapses pour évaluer la qualité des ovocytes chez la souris.

Préparation de la propagation des chromosomes méiotiques à partir d’ovocytes de souris pour l’évaluation de la synapse et de la recombinaison

Découvrez une méthode de préparation de lame 3D pour préserver l'architecture de la chromatine dans les cellules germinales testiculaires. Cette technique améliore la détection des structures sous-nucléaires pour l'étude de la régulation génique.

Procédé de préparation de lame pour préserver l’architecture de chromatine tridimensionnelle de cellules germinales testiculaires (Vidéo) | JoVE Journal

Procédé de préparation de lame pour préserver l’architecture de chromatine tridimensionnelle de cellules germinales testiculaires

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