Name: À haut débit Fluorometric Mesure de sol Potentiel activités enzymatiques extracellulaires (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2013-11-15T18:00:00.000+00:00
Duration: 12 min 33 s
Description: Apprenez à mesurer les activités enzymatiques extracellulaires du sol par fluorimétrie à haut débit. Cette méthode permet d'analyser simultanément de nombreux échantillons pour étudier le cycle des nutriments et l'écologie microbienne.

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Cette publication a été financée par les enzymes dans la coordination de la recherche du Réseau de recherche Environnement soutenu par la Fondation nationale des sciences des États-Unis (DEB n 1021559). Cette recherche a été financée par le US National Science Foundation (DEB n 1021559), et le Département de l&#39;énergie Bureau des sciences (biologiques et la recherche environnementale) des États-Unis. Les opinions, constatations, conclusions ou recommandations exprimées dans ce document sont celles des auteurs et ne reflètent pas nécessairement les vues des États-Unis NSF.

Une. Essai Set-up <ol><li> Étiquette 3 plaques à puits profonds: &quot;exemples&quot;, &quot;standard MUB&quot;, et &quot;standard MUC&quot;. </li><li> Verser chaque standard (MUB de 0, 2,5, 5, 10, 25, 50, et 100 M) et le substrat (BG, CB, NAG, PHOS, XYL, AG, LAP) en propre, des réservoirs pré-marqués distincts (orientée en lignes) . </li><li> Introduire à la pipette la norme MUB approprié dans les puits correspondants de MUB plaque standard (Tableau 1). <ol><li> Pipette 200 ul de 0 uM MUB dans la ligne A du MUB plaque standard. </li><li> Pipette 200 ul de 2,5 uM MUB dans la ligne B du MUB plaque standard. </li><li> Pipette 200 ul de 5 uM MUB dans la ligne C du MUB plaque standard. </li><li> Pipette 200 ul de 10 uM MUB en ligne D du MUB plaque standard. </li><li> Pipette 200 ul de 25 uM MUB en ligne E de MUB plaque standard. </li><li> Pipette 200 ul de 50 uM MUB en ligne F de MUB plaque standard. </li><li> Pipette 200 ul de 100 μM MUB en ligne G de MUB plaque standard. </li><li> Répétez les étapes 1.3.1 - 1.3.8 des normes MUC dans les puits correspondants de la plaque standard MUC. </li></ol></li><li> les boues, de préparation pour chaque échantillon de sol. <ol><li> Peser 2,75 g de champ sol humide dans un mélangeur. </li><li> Ajouter 91 ml de tampon 50 mM. Mélanger à haute pendant 1 min. </li><li> Verser le contenu dans un bol mélangeur en verre propre au moins aussi large que 8 canaux pipette avec une barre d&#39;agitation. </li><li> Placer sur une plaque d&#39;agitation, mélanger suspension de sol à basse température. </li><li> Introduire à la pipette 800 ul de suspension de sol dans la première colonne de la plaque d&#39;échantillon (tableau 2). </li><li> Répétez en 1 ère colonne de la norme MUB et plaques standard MUC (tableau 1). </li><li> Rincer mixeur, plaque d&#39;agitation et remuer bar avec DI H 2 O ou un tampon entre les échantillons de sol. </li><li> Répéter les étapes 1.4.1 - 1.4.7) pour chaque échantillon, se déplaçant à la colonne suivante avec chaque échantillon de sol subséquent (tableaux 1 et2). </li></ol></li><li> Introduire à la pipette le substrat approprié (dans cet exemple, 200 uM concentrations) dans les puits correspondants de la plaque échantillon (tableau 2). <ol><li> Pipette 200 ul de substrat BG dans la ligne A de la plaque échantillon. </li><li> Pipette 200 ul de substrat de CB dans la ligne B de la plaque échantillon. </li><li> Pipette 200 ul de substrat NAG dans la ligne C de la plaque échantillon. </li><li> Pipette 200 ul de substrat de PHOS en ligne D de la plaque échantillon. </li><li> Pipette 200 ul de substrat XYL en ligne E de la plaque échantillon. </li><li> Pipette 200 ul de substrat AG en ligne F de la plaque échantillon. </li><li> Pipette 200 ul de substrat LAP en ligne G de la plaque échantillon. </li><li> Répétez les étapes 1.5.1 - 1.5.7 pour chaque plaque de l&#39;échantillon de la température d&#39;incubation. </li></ol></li></ol> 2. L&#39;incubation de dosage plaques <ol><li> Sceller les plaques à puits profonds («exemples», «norme MUB&quot;, et &quot;standard MUC4 ;) avec plaque tapis. </li><li> Inversez chaque (scellé) plaque à la main jusqu&#39;à ce que la solution soit bien mélangé (~ 10x). </li><li> Placer les plaques dans l&#39;incubateur approprié pour la période d&#39;incubation nécessaire (tableau 3). </li><li> Enregistrer le temps initial Temps 0. Également enregistrer les temps d&#39;incubation appropriées de sorte que vous savez quand retirer la plaque de l&#39;incubateur (tableau 3). </li><li> A la fin de chaque période d&#39;incubation, centrifuger les plaques scellées pendant 3 min à 2900 x g ~. </li><li> Après la certification, transférer 250 pi de chaque puits de plaques à puits profonds incubés dans les puits correspondants dans des plaques à 96 puits à fond plat noir (une plaque noire sera utilisée pour chaque assiette creuse des puits incubés). Il est important de transférer les échantillons à partir des plaques à puits profonds incubés dans les mêmes puits (c.-à-A1 ... A12, etc) dans les plaques de 96 puits à fond plat noires (Tableau 1, 2). </li></ol> 3. Mesures fluorescents surun Fluorometer de microplaques <ol><li> En suivant les instructions du fabricant pour le lecteur de plaque fluorimétrique utilisé, régler la longueur d&#39;onde d&#39;excitation de 365 nm et une émission à la longueur d&#39;onde de 450 nm (ou utiliser des filtres appropriés). </li><li> Lisez les trois plaques sur le fluorimètre. Important: les échantillons et les plaques standard (c.-à-IUM ou MUC) doivent être lus en utilisant le même gain. <ol><li> Régler le spectrophotomètre à gain automatique et de lire les plaques MUC et MUB standard. </li><li> Ensemble gain manuel, et diminuer la valeur d&#39;être optimale au nombre le plus bas, arrondis à cinq le plus proche, pour chaque plaque standard. Répétez 2x pour chaque plaque. </li><li> Réglez le gain automatique et à exécuter la plaque échantillon. Relancez la plaque de l&#39;échantillon manuellement pour correspondre le plus haut gain pour chacune des plaques standard (c.-à-IUM et MUC). </li></ol></li></ol> 4. Analyse des données <ol><li> Entrez les données courbe de fluorescence standards dans un tableur pour MUB (tableau 4a) Et la norme MUC (tableau 4b) <ol><li> Autre (um) à des concentrations (mol) (tableaux 4a et 4b). </li></ol></li><li> Pour les données courbe de fluorescence standard de chaque échantillon, calculer la pente, ordonnée à l&#39;origine, et R 2 valeurs pour MUB et MUC (pmol) de concentrations standard. Acceptables R 2 valeurs devraient dépasser 0,98 pour chaque échantillon (tableaux 4a et 4b). Il peut être utile de visualiser des courbes d&#39;étalonnage dans un nuage de points; avec la fluorescence lectures tracé comme la variable dépendante (axe des y) et la concentration standard (pmol) tracée comme variable indépendante (axe des x) (figure 1). </li><li> Vous allez utiliser la pente de la courbe standard MUB et MUC et valeurs ordonnée à l&#39;origine pour calculer l&#39;échantillon + données de fluorescence brute de substrat dans AEE potentiels. Vous devez d&#39;abord entrer + données de fluorescence des échantillons de substrat premières dans une nouvelle feuille de calcul (tableau 5a </strong&gt;). Vous devrez également saisir le temps d&#39;incubation (h) et le sol en poids sec pour chaque échantillon (tableau 5b). Notez, les valeurs entrées de temps dans cet exemple sont les 3 h, parce que les échantillons ont été incubés à 25 ° C (tableau 3). <ol><li> Soustraire les valeurs d&#39;ordonnée de la courbe standard de valeurs d&#39;échantillons correspondants de fluorescence, puis divisez par la pente de la courbe standard correspondant (tableau 5c). Pour ce faire, réorganiser l&#39;équation de la ligne standard à résoudre pour l&#39;échantillon concentration d&#39;enzyme (x), x = (yb) / m où: [y = fluorescence de l&#39;échantillon lecture brute; b = ordonnée à l&#39;origine de MUB ou courbe MUC standard; m = pente de MUB ou MUC courbe standard]. </li><li> Multiplier échantillon mol, de l&#39;étape 4.3.1 ci-dessus, par 91 ml (volume de tampon utilisé dans la suspension de sol) (tableau 5d). </li><li> valeur de la fracture obtenue dans l&#39;étape 4.3.2 par le temps d&#39;incubation spécifique-échantillon et la masse sèche de sol (tableau 5e): [amt enzymatique. (&amp; #956; mol) x 91 ml x incubation (h) x sol sec (g) x 0,8 ml x 1 000] Note: 0,8 ml est le volume de bouillie utilisé dans chaque puits, et 1000 corrige pour la quantité réelle du sol dans chaque puits. </li><li> Multiplier la valeur obtenue à l&#39;étape 4.3.3 en 1000 pour obtenir les unités désirées (activité nmol / g sol sec / h) (Tableau 5f). </li></ol></li></ol>

Aucun conflit d&#39;intérêt déclaré.

La mesure de la SEAE sol potentiels en laboratoire peut fournir des informations importantes sur les réponses microbiennes à leur environnement abiotique, et leurs conséquences pour le fonctionnement des écosystèmes. Les résultats de cet exemple suggèrent que l&#39;ensemble de données existe des différences minimes de l&#39;activité enzymatique du sol ou cinétique entre parcelles traitées climatique. Cependant, les tendances inverses entre parcelles encourager une enquête plus approfondie de variables qui peuvent influer sur la production d&#39;AEE microbiennes telles que l&#39;humidité du sol, le pH du sol ou la croissance des plantes. Dans l&#39;ensemble, l&#39;évaluation AEE en termes de (1) l&#39;EEE globale dans les sols, (2) l&#39;EEE stoechiométrie (3) d&#39;énergie parcelles Arrhenius / d&#39;activation, et (4) Q 10 fournit un large éventail d&#39;approches qui peuvent être le signe de processus au niveau de l&#39;écosystème à partir de laquelle pour caractériser robuste dynamique fonctionnelle de l&#39;écosystème du sol. Haut-débit essais de l&#39;EEE basées sur la fluorescence sont un outil utile qui est largement utilisé pour examiner AEE potentiels dans les sols etd&#39;autres environnements. Surtout, les activités potentielles reflètent la taille de la piscine de l&#39;enzyme, mais ne se quantifient pas par la production ou les taux de roulement enzymes 46. Bien que la technique est relativement simple, les différences apparemment mineures entre les protocoles de laboratoire peuvent nuisent à la comparabilité des résultats 13. Malheureusement, nous n&#39;avons actuellement pas de contrôles positifs normalisés appropriés pour SEAE. L&#39;utilisation des rapports stœchiométriques est une approche pour surmonter ces défis. Dans le cas contraire, l&#39;avènement des techniques à haut débit a avancé l&#39;étude des enzymes dans le milieu 4. Une interprétation prudente des données générées par ces tests peut dégager des tendances importantes de l&#39;activité microbienne. La robustesse du protocole découle de la possibilité de sélectionner des conditions spécifiques à chaque échantillon, mais cela peut également entraîner des limitations. Une série de modifications sera nécessaire pour s&#39;assurer que les échantillons sont mesurés avec précision pour<html> sites individuels sur le terrain: Tampon Le tampon que vous sélectionnez dépend du pH du sol. Mise en mémoire tampon stabilise également l&#39;intensité de fluorescence des normes fluorescentes, ce qui est hautement dépendante du pH 27,47. Le tampon de pH que l&#39;on utilise habituellement pour faire la suspension de sol est un acétate 50 mM de sodium ou du tampon Tris, qui est choisie pour le particulier, la constante de dissociation d&#39;acide du tampon (pKa) au meilleur sol de match - le niveau de pH de l&#39;échantillon. L&#39;acétate de sodium a un pKa de 4,76, et Tris a un pKa de 8,06 de sorte que les quantités de ces deux mémoires tampons peut varier afin d&#39;atteindre le pKa souhaitée pour l&#39;échantillon individuel. Tampon phosphate (pKa = 7,2) a été proposé pour les sols neutres / légèrement basiques. Cependant, nous mettons en garde pour tester la variabilité analytique dans les études préliminaires avant d&#39;utiliser ce tampon, comme de fortes concentrations de phosphate peuvent interférer avec l&#39;activité de l&#39;enzyme. Manipulation et stockage de substrats fluorescents jove_content &quot;&gt; tests de fluorescence peuvent souffrir d&#39;interférences causées par des impuretés et / ou l&#39;instabilité de nombreux composés fluorescents lorsqu&#39;ils sont exposés à la lumière, donc la prudence est requise lors de la manipulation des substrats fluorescents. Nous vous recommandons fortement de minimiser toute exposition à la lumière à des substrats et MUB et normes MUC marqué par fluorescence . utilisant des bouteilles en verre ambré ou couvrant la verrerie et les récipients utilisés pour la fabrication et le stockage de substrats et les normes fluorescentes est fortement recommandé; une feuille d&#39;aluminium pour envelopper la verrerie et des récipients fonctionne bien même, l&#39;inoculation efficace plaques et transférer aux incubateurs sombres sont les meilleures pratiques Nous vous recommandons.. stockage des substrats et des normes (-20 ° C) pendant plus de deux mois (tout en les protégeant de la lumière) et des substrats de décongélation (5 ° C) ~ 24-48 h avant le début du test (s) de l&#39;enzyme. Conception et réplication Pour mieux compte du bien aux variations de l&#39;échantillon ainsi, la mise en œuvre negative les contrôles d&#39;analyse et (si possible) dosage réplique est recommandé. Variation se produit généralement en raison de différences dans la quantité de particules du sol dans chaque puits et les erreurs de pipetage. Par conséquent, un fort mélange et une bonne technique de pipetage seront sensiblement réduire ainsi à une variation bien. En outre, nous vous suggérons fortement la mise en œuvre d&#39;un contrôle de dosage négatif (tampon + solution de substrat) pour contrôler les incohérences de substrat au fil du temps. Ceci peut être facilement contrôlée lors de la lecture des plaques de l&#39;enzyme en comparant les puits témoins négatifs (on utilise en général la dernière colonne sur les plaques à 96 puits). Les contrôles négatifs de substrat sont généralement stables, donc le signal augmente bien au-dessus de la limite de détection, elle est indicative d&#39;une contamination ou d&#39;un substrat d&#39;instabilité, ce qui nécessite le remplacement du substrat et / ou des standards. Pour maximiser le débit, notre protocole comprend plusieurs AEE potentiels dans un seul microplaques à puits profonds, bien que d&#39;autres protocoles effectuer un type dedosage par plaque (c&#39;est à dire un substrat par plaque) depuis différents AEE se produisent à des vitesses différentes. Peu importe, l&#39;optimisation de l&#39;enzyme doit être effectuée sur des sols avant d&#39;effectuer cette démarche ou élevé tout au long de l&#39;approche de la plaque unique. Substrats multiples peuvent être utilisés sur une seule plaque, si les vitesses de réaction sont relativement uniformes pour chaque enzyme à l&#39;intérieur de la période de temps de l&#39;incubation. Notre protocole recommande ~ 2,75 g de sol pour rendre la solution de suspension, tandis que ~ 1 gramme est recommandé dans d&#39;autres protocoles 24. Nous suggérons que l&#39;utilisation de plus de terre (si possible) est une approche efficace pour une meilleure capture sein de l&#39;échantillon de sol variation des niveaux d&#39;activité enzymatique. Dans ce protocole, on incuber 800 ul de suspension de sol avec 200 ul de substrat, tandis que d&#39;autres ne incuber 200 ul de suspension de sol avec 50 ul de substrats. Il s&#39;agit simplement d&#39;une fonction de mise à l&#39;échelle jusqu&#39;à ce que finalement, ne change pas l&#39;activité mesurée. Il ya aussi des avantages pratiquespour l&#39;utilisation de plus grands volumes. Premièrement, il est plus facile d&#39;éviter les particules du sol lors du pipetage en noir des plaques à 96 puits à fond plat avant d&#39;enregistrer l&#39;intensité sur le fluorimètre correspondant. En second lieu, le volume supplémentaire est utile dans le cas de déversements accidentels tout en transférant les plaques à 96 puits à fond plat noires au fluorimètre avant l&#39;enregistrement des intensités de fluorescence relatifs aux enzymes. Même de légères déviations dans le volume diminuera de façon significative la fluorescence entre puits. Enfin, en raison de la nature à haut débit de ce protocole, nous choisissons souvent de s&#39;appuyer sur la réplication expérimentale pour représenter la variation du niveau de l&#39;activité enzymatique plutôt que d&#39;effectuer dosage réplique. Il est toujours préférable d&#39;inclure la pratique répétitions d&#39;analyse, mais dans la pratique, nous nous sentons notre protocole fournit un compromis équilibré entre les répétitions analytiques et expérimentales compte tenu des ressources limitées. De même, notre approche utilise un sol relativement plus bien homogénéisé (2,75 g) par dosage 25, qui sont inhérentesdiminue ntly-sol à l&#39;intérieur de variations. La décision d&#39;utiliser les répétitions d&#39;analyse doit être soigneusement examinée par le test d&#39;erreur d&#39;analyse dans les études préliminaires 48. Cependant, nous recommandons que des modèles expérimentaux de moins de 4 répétitions du groupe expérimental devraient considérer sérieusement l&#39;utilisation essai répétitions. Sol, volumes de tampon, et l&#39;optimisation de la concentration en substrat Le tampon du sol: rapport de concentration substrat est une variable importante qui influence fortement la fluorescence mesurée lors de l&#39;exécution des dosages enzymatiques. La quantité de terre dans la suspension ajoutée à doser ou la concentration du substrat peut être nécessaire d&#39;ajuster en fonction de l&#39;activité des enzymes dans l&#39;échantillon de sol. Les montants retenus pour cet exemple ont été basées sur des tests précédente de ces sols pour s&#39;assurer que la disponibilité du substrat a été non limitatif, et que nous mesurions taux maximal potentiel dans les conditions d&#39;essai (V max) 44,45. Cependant, pour des échantillons de sol qui ont des concentrations élevées d&#39;enzymes, la quantité de sol ou de la concentration de substrat doit être augmentée. Nous avons trouvé que l&#39;augmentation des concentrations de substrat (et l&#39;ajustement de la courbe d&#39;étalonnage en conséquence) peut affecter la linéarité de la courbe. Par conséquent, nous vous recommandons de réduire les montants de sol et / ou des ajustements proportionnels à tampon volumes que nécessaire. Quoiqu&#39;il en soit, il est important d&#39;optimiser la concentration du substrat pour chaque type de sol à cause dosée AEE mesurés peuvent varier d&#39;un ordre de grandeur plus grand entre les concentrations de substrat sous-saturés et saturés 26. Par conséquent les différences entre les traitements expérimentaux (etc) sont susceptibles de type II d&#39;erreur statistique et moins susceptibles d&#39;être détectées dans des conditions de sous-saturation, et l&#39;erreur statistique 27,35. Pour optimiser les concentrations de substrat, préliminaires des essais enzymatiques devraient réalisée sur des échantillons représentatifs de sols en utilisant une large gamme de concentrations en substrat. Aprèsl&#39;enregistrement de la fluorescence, tracer simplement les données (de manière similaire à l&#39;exemple de courbe d&#39;étalonnage, la figure 1) afin de déterminer la concentration du substrat (axe des x) qui correspond à l&#39;activité enzymatique (axe des y), où les niveaux de réduction de pente (~ 0). De même, la concentration du substrat qui correspond au point où les niveaux de pente hors tension (0 ~) est une bonne indication de la concentration du substrat optimal pour que le sol notamment. Ce dosage mesure la fluorescence en fin de compte sur une période donnée produite par le groupement fluorogène qui est clivé à partir du substrat à la suite de l&#39;intermédiaire d&#39;enzyme substrat dépolymérisation. Par conséquent, l&#39;étape 5 (addition de substrat) est critique et doit être réalisée le plus efficacement possible afin de minimiser le temps entre le moment où le substrat est ajouté dans les sols et lorsque les dosages sont incubés. De même, une fois que le substrat entre en contact avec l&#39;échantillon, les réactions enzymatiques vont commencer à se produire. Nous vous recommandons d&#39;utiliser une multi-canalpipette pour cette raison. Il est fortement suggéré de devenir efficace en utilisant la pipette multi-canaux avant le jour où vous effectuez vos dosages enzymatiques. Pour ce faire, vous pouvez pratiquer le pipetage avec de l&#39;eau jusqu&#39;à ce que vous pouvez facilement transférer des volumes dans les plaques à 96 puits avec votre pipette. Sol trempe Trempe se réfère à la diminution de l&#39;intensité de la fluorescence provoquée par des particules et / ou de matière organique dans les sols boues-incubations 26. Trempe peut être influencé par le réglage de la terre: les ratios de tampons 25. En raison de la fluorescence de fond à partir d&#39;échantillons individuels, il est essentiel pour exécuter les normes avec des échantillons pour tenir compte de fond (trempe) fluorescence. Bien que certains protocoles utilisent une seule concentration après l&#39;essai que le signal est linéaire, nous recommandons fortement la mise en œuvre d&#39;un contrôle de refroidissement standard pour chaque échantillon à un meilleur contrôle des effets de la trempe. Ne pas le faire se traduira par un standcourbe ard pas applicable à l&#39;échantillon, et une mauvaise estimation de l&#39;activité enzymatique. L&#39;ajout de normes pour les boues, n&#39;est pas sensible au temps, comme l&#39;ajout d&#39;étalon n&#39;affecte pas la fluorescence de l&#39;échantillon de fond. NaOH plus L&#39;addition de NaOH est utilisé dans certains protocoles d&#39;optimiser les mesures d&#39;activité enzymatique fluorométriques parce que le colorant fluorescent libéré à partir des substrats synthétiques présente une fluorescence pic à pH&gt; 9,0 26,49. Lorsque l&#39;on considère cette suggestion, la concentration de NaOH nécessaire à la suspension du sol pH (c&#39;est à dire à pH&gt; 9) varie en fonction du sol particulier et le tampon de pH utilisé 26. Cependant, d&#39;autres soutiennent que NaOH peut-être pas nécessaire, car l&#39;intensité du signal est généralement très élevé même à faible pH, et parce qu&#39;il introduit une source supplémentaire d&#39;erreur de mesure. Par exemple, l&#39;effet des additions de NaOH à pH de la suspension et donc MUB fluore ou MUCchangements de scence au fil du temps 25. Substrats MUB liés ont été présentés pour démontrer fluorescence accrue cohérente pour 20 min après ajout de NaOH avant que les niveaux se rétrécissent, tandis MUC a démontré constante diminution fluorescence jusqu&#39;à 60 min 26. Par conséquent, il est important de standardiser le temps entre l&#39;addition de NaOH et la mesure de la fluorescence. Par ailleurs, si les niveaux de fluorescence sont suffisamment détectable sans plus, la conduite des essais sans addition de NaOH a été suggérée comme une alternative tout aussi acceptable 26. Température Sensibilité à la température doit être prise en compte pour déterminer la température d&#39;incubation. Si l&#39;intérêt principal est de comprendre la cinétique enzymatique, en utilisant trois ou plusieurs températures comme illustré en utilisant des parcelles d&#39;Arrhenius (dans la section des résultats) est une approche robuste. Si le site de l&#39;échantillon a caractéristique basse température tels que le sol du pergélisol, le duration de l&#39;incubation peut être étendue pour tenir compte des enzymes pour réagir à des températures d&#39;incubation plus froides. Bien que la cinétique enzymatique traditionnelles suggère qu&#39;une augmentation de la température devrait se traduire par une activité accrue de l&#39;enzyme, on a trouvé que les enzymes peuvent être spécifiques au site en terme de sensibilité à la température 50. Par conséquent, pour comprendre le potentiel de l&#39;activité enzymatique spécifique de site, il est essentiel que soient ajustés température d&#39;incubation et la durée de refléter les valeurs de site sur le terrain. Conclusion EE sont des facteurs critiques des processus biogéochimiques dans les sols, et donc nous devons être en mesure d&#39;évaluer leurs activités. Il ya de nombreux défis à la mesure AEE dans les sols, y compris les interférences et l&#39;inhibition. Malgré ces difficultés, des protocoles standardisés (comme celui décrit ici) peuvent être appliqués universellement pour mesurer AEE pour une large gamme d&#39;enzymes. S&#39;il est relativement facile de produire des données de qualité suivant ces protocoles, l&#39;eninterprétation de ces données dans un contexte écologique nécessite un examen attentif de ce que ces tests sont vraiment mesurent, et comment AEE dans des conditions d&#39;essai peuvent différer de ceux en vertu des conditions in situ.

Enzymes extracellulaires (EE) produites par les bactéries du sol, les champignons et les archées sont impliqués dans les processus biogéochimiques innombrables, et sont au cœur de la transformation, la stabilisation et la déstabilisation de matière organique du sol et le cycle des éléments nutritifs dans les écosystèmes terrestres 1. En produisant EE, les microbes du sol se décomposent et se transforment en matière organique polymérique en molécules solubles plus petits, ce qui libère auparavant liés micro-et macro-éléments, ce qui permet des plantes et des microbes à assimiler les nutriments disponibles dans le sol. EE ont été étudiées pendant des décennies, notamment par la mesure de leur activité dans des essais de laboratoire de 2 à 4, car il est très difficile de détecter et de quantifier directement les enzymes. Activité enzymatique extracellulaire (EEE) est le plus fortement contrôlée par la concentration des enzymes et des substrats correspondants. L&#39;abondance des différents C-, N-, et les enzymes dégradant P dans les sols est contrôlée par de nombreux facteurs including biomasse microbienne, la composition de la communauté, la disponibilité du substrat, le microclimat, et les exigences stoechiométriques 5,6. Cependant, dans AEE in situ au sein de l&#39;environnement du sol sont également affectés par la température 7,8, la liaison d&#39;enzymes pour les argiles du sol et les propriétés humiques 2, et les contraintes de diffusion 9, qui régissent finalement la piscine de l&#39;enzyme active, en termes de taille, la disponibilité du substrat , et le taux de roulement 10-12. Par conséquent, en reconnaissant dans des conditions de sol in situ est essentiel lors de l&#39;utilisation des tests de laboratoire de l&#39;enzyme d&#39;interpréter la fonction microbienne du sol dans les différents sites environnementaux. De nombreuses classes différentes de l&#39;EEE peuvent être quantifiés dans des essais de laboratoire en utilisant une variété de substrats synthétiques (s&#39;il vous plaît se référer à la «Liste des réactifs tableau&quot; pour plus de détails). Certains protocoles utilisent des substrats dans des dosages qui sont couplés à une réaction colorimétrique qui peut être détecté avec un spectrophotomètre, wien que les autres, y compris le protocole que nous décrivons ici, utiliser des substrats qui sont liés à un groupement fluorescent. Tests de fluorescence EE sont généralement plus sensibles (par un ordre de grandeur) que les tests colorimétriques (qui utilisent une partie chromogène lié à un substrat synthétique) 12-14. Sensibilité dans la détection de l&#39;EEE comporte deux aspects: l&#39;un est lié à la quantité de composé d&#39;intérêt détectés et l&#39;autre liées à l&#39;activité la plus faible de l&#39;enzyme potentiel détectable. Des procédés pour colorimétrique P-nitrophénol dosages à base de (PNP) peuvent être trouvés dans les travaux passés 15,16. En bref, le sol (généralement tamisé à &lt;2 mm et séché à l&#39;air) est incubé à température optimale et ou domaine pertinent pH. La vitesse à laquelle le produit de réaction libérée est déterminée par colorimétrie avec un spectrophotomètre 14. La plus grande sensibilité des dosages d&#39;enzymes de fluorescence est dû en partie à la détection plus sensible de la séparation de la fraction fluorogène associé à substrmangé dégradation absorbance plutôt que l&#39;enregistrement après la séparation d&#39;une partie chromogène spécifique à une longueur d&#39;onde spécifique. Les deux indicateurs fluorescents synthétiques les plus couramment utilisés sont 4 méthylumbelliférone (MUB) 17 et 7-amino-4-méthylcoumarine (MUC) 18,19. MUC-substrats liés sont généralement associés à des substrats synthétiques riches en azote tels que les protéines et / ou des acides aminés. Techniques fluorescentes ont été développés pour des échantillons aquatiques 20,21, et leur application à des sols nécessite des contrôles pour la trempe de signal et les interférences 22,23. Les dosages peuvent, soit être menées en utilisant &quot;paillasse&quot; chimie traditionnelle avec de grands volumes, ou peuvent être utilisés dans les protocoles de microplaques, avec un débit augmenté, mais peut-être l&#39;erreur de mesure plus élevée. Bien qu&#39;il existe plusieurs protocoles fréquemment cités pour la détection fluorescente AEE dans les sols 24, de nombreux laboratoires emploient subtiles variations sur ces protocoles, souvent par inadvertance ou en raison de la différences d&#39;équipement ou de réactifs de laboratoire. Apparemment petites différences dans les détails de protocoles peuvent fortement affecter mesurée AEE 25,26 et le manque d&#39;enzymes standardisées fait qu&#39;il est difficile de calibrer tests entre les différents laboratoires. Ainsi, il existe un besoin important pour la diffusion des protocoles détaillés pour encourager la normalisation des tests de l&#39;EEE. Dans notre protocole, les échantillons de sol sont préparés en mélangeant des échantillons de sol avec un tampon de pH et l&#39;homogénéisation avec un mélangeur. Les boues sont ensuite inoculés avec une quantité non limitative de marquage fluorescent C-, N-, ou substrat P-riche, choisi en fonction de la question spécifique de recherche d&#39;intérêt. Utilisation des suspensions de sol dans les dosages enzymatiques sert de contrôle pour minimiser les limitations de la diffusion du substrat. Les fragments fluorescents sont trempés jusqu&#39;à ce qu&#39;elles soient clivées à partir de leurs substrats respectifs, et donc l&#39;activité enzymatique peut être détectée en tant que le colorant fluorescent est libéré du substrat by une réaction catalysée par une enzyme. L&#39;intensité de fluorescence croissante dans le temps reflète la vitesse de la réaction catalysée par une enzyme. Le concept général de l&#39;analyse de fluorescence enzyme est que les substrats synthétiques liées avec un fragment fluorogène (colorant fluorescent), sont ajoutés à des échantillons de sol 27. Au cours de la dégradation du substrat catalysée par une enzyme, la liaison rompt entre le colorant fluorescent et le substrat. Le colorant fluorescent libéré du substrat est par conséquent utilisé comme une évaluation indirecte de l&#39;activité enzymatique, et peut être quantifiée en utilisant un lecteur de microplaque pour détecter l&#39;intensité de fluorescence du colorant. En bref, la fluorescence quantification est réalisée en tant que le colorant émet de la lumière libérée d&#39;une longueur d&#39;onde après avoir absorbé la lumière d&#39;une longueur d&#39;onde différente. L&#39;intensité de fluorescence est enregistrée par un lecteur de plaque capable à la fois d&#39;excitation et de détection. L&#39;activité enzymatique peut être quantifiée par la suite sur la base de la conce-colorant fluorescent connuntrations du substrat (quantités à-dire connus de substrat synthétique ajoutées à des échantillons de sol) en même temps que le référencement d&#39;une courbe de dilution standard d&#39;intensités de fluorescence pour le fragment fluorogène spécifique du substrat utilisé dans le dosage (c&#39;est à dire la 4-méthylumbelliférone (MUB) ou amino-7 -4-méthylcoumarine (MUC)). (S&#39;il vous plaît se référer à la section de protocole pour des détails précis sur l&#39;activité enzymatique quantification). dosages enzymatiques du sol en laboratoire sont utiles pour évaluer la fonction de la communauté microbienne, mais il existe plusieurs limitations techniques que les utilisateurs doivent reconnaître 10. tests de fluorescence peuvent souffrir d&#39;interférences causées par des impuretés et / ou l&#39;instabilité de nombreux composés fluorescents lorsqu&#39;ils sont exposés à la lumière, donc la prudence est requise lors de la manipulation des substrats fluorescents 25. les particules de sol et / ou des matières organiques dans les boues, peuvent également interférer avec des intensités de fluorescence, connu sous le nom d&#39;effet de trempe 26.En outre, des tests de laboratoire de l&#39;enzyme ne détermine AEE potentiels dans des conditions de laboratoire. Dans des essais in vitro mesurent AEE dans des conditions où la diffusion de substrat et l&#39;abondance n&#39;est pas limitatif. Par conséquent, les données fournies par ces tests peuvent ne pas être un bon indicateur de SEAE conformément à l&#39;état du sol in situ 10. Globalement, l&#39;activité de l&#39;enzyme est très utile pour les comparaisons relatives dans lesquelles les types de sols sont semblables. Toutefois, lorsque vous utilisez cette méthode pour comparer les activités entre les sols qui diffèrent des propriétés physiques ou chimiques, il faut être prudent. Cela est dû au fait que les différences dans le type et la température du sol peuvent considérablement altérer l&#39;état de la cinétique enzymatique en in situ. Une autre limitation est que relativement peu de substrats sont disponibles dans le commerce (par rapport à l&#39;environnement naturel). En outre, les substrats synthétiques utilisés pour des dosages enzymatiques sont relativement simples (facilement soluble) peuvent ne pas représenter exactement les substrats de sol présents ou disponibe in situ. Un autre facteur à considérer est que l&#39;utilisation de boues, intégrera l&#39;activité de certaines enzymes stabilisées (ie immobilisés par la matière organique ou des argiles) qui peuvent ne pas être active dans des conditions in situ 2. Tests de laboratoire de l&#39;enzyme ne fournissent pas de renseignements sur la persistance des enzymes dans le sol (taux de rotation de l&#39;enzyme) ou des informations sur les espèces microbiennes spécifiques qui produisent des enzymes du sol.

<table><tbody><tr><td>Réactifs : </td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>4-Methylumbelliferyl &alpha ;-D-glucopyranoside (AG)</td><td>Sigma Aldrich</td><td>M9766</td><td>Dégradation du sucre</td></tr><tr><td>4-Methylumbelliferyl &beta ;-D-glucopyranoside (BG)</td><td>Sigma Aldrich</td><td>M3633</td><td>Dégradation du sucre</td></tr><tr><td>4-Methylumbelliferyl &beta ;-D-cellobioside (CB)</td><td>Sigma Aldrich</td><td>M6018</td><td>Dégradation de la cellulose</td></tr><tr><td>L-Leucine-7-amido-4-chlorhydrate de méthylcoumarine (LAP)</td><td>Sigma Aldrich</td><td>L2145</td><td>Dégradation des protéines</td></tr><tr><td>4-Méthylumbellifère N-acétyl-&bêta ;-D-glucosaminide (NAG)</td><td>Sigma Aldrich</td><td>M2133</td> Dégradation de la <td>chitine</td></tr><tr><td>4-Méthylumbellifère phosphate (PHOS)</td><td>Sigma Aldrich</td><td>M8883</td><td>Minéralisation du</td></tr> <tr><td>phosphore4-Méthylumbellifèreryl-&bêta ;-D-xylopyranoside (XYL)</td><td>Sigma Aldrich</td><td>M7008</td><td>Dégradation de l’hémicellulose</td></tr><tr><td>4-Méthylombelliférone (MUB)</td><td>Sigma Aldrich</td><td>M1381</td><td></td></tr><tr><td>7-Amino-4-méthylcoumarine (MUC)</td><td>Sigma Aldrich</td><td>A9891</td><td></td></tr><tr><td>50 mM Acétate de sodium tampon anhydre</td><td>Fisher Scientific</td><td>S210-500</td><td>sols acides et neutres</td></tr><tr><td>50 mM Tris tampon de base</td><td>Fisher Scientific</td><td>BP154-1</td><td>sols basiques</td></tr><tr><td><forts>Équipement</forts></td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Bel-Art Scienceware réservoirs de pipetage jetables</td><td>Fisher Scientific</td><td>14-512-65</td><td>Électronique</td></tr><tr><td> ; Eppendorf Xplorer ; Pipette à 8 canaux</td><td>Fisher Scientific</td><td>13-684-265</td><td>à 8 canaux, plage : 50-1 200 &mu ; l</td></tr><tr><td>TipOne 101-1 250 &mu ; l pointes naturelles de longueur allongée</td><td>USA Scientific</td><td>1112 - 1720</td><td>10 grilles de 96 pointes (960 pointes)</td></tr><tr><td>Plaque chauffante ; surface chauffante : 10 in x 10 in.</td><td>Fisher Scientific</td><td>11-100-100SH</td><td>Disque de laboratoire plaque d’agitation magnétique</td></tr><tr><td>Mélangeur Waring</td><td>Fisher Scientific</td><td>14-509-7P</td><td>Récipient en acier inoxydable à deux vitesses ; 1 L (34 oz)</td></tr><tr><td>Distributeurs de bouteilles BRAND Dispensette III Fisher</td><td>Scientific</td><td>13-688-231</td><td>Distributeur ; gamme : 5-50 ml</td></tr><tr><td>Wheaton Unispense &mu ; Pompes péristaltiques</td><td>P Fisher Scientific</td><td>13-683-7</td><td>Distributeur en option</td></tr><tr><td>Barre d’agitation magnétique Fisherbrand</td><td>Fisher Scientific</td><td>1451363SIX</td><td>Utilisé pour agiter le sol après mélange</td></tr><tr><td>Bols en verre Pyrex</td><td>World Kitchen</td><td>5304218</td><td>Pyrex 10 oz Verre à crème pâtissière à rebords</td></tr><tr><td>Costar Plaques solides noires à 96 puits</td><td>Fisher Scientific</td><td>07-200-590</td><td>Utilisé pour l’étape de lecteur de plaques</td></tr><tr><td>Blocs de dosage Costar 96 puits</td><td>Fisher Scientific</td><td>07-200-700</td><td>V-bottom ; 2 ml ; stérile</td></tr><tr><td>Thermo Scientific Nunc 96 puits Tapis de recouvrement</td> Fisher <td>Scientific</td><td>14-387-93</td><td>Tapis de recouvrement stérile 96 puits pour puits carrés</td></tr><tr><td>Centrifugeuse équipée de supports pour plaques de puits profonds</td><td>Thermo Scientific</td><td>3121</td><td>Centra-GP8 (ce modèle n’est plus disponible)</td></tr><tr><td>Lecteur de microplaques multifonctionnel Tecan Infinite série 200</td> Lecteur de plaques <td>Tecan</td><td>30016058</td><td>(ce modèle n’est plus disponible)</td></tr></tbody></table>

À haut débit fluorometric mesure de sol potentiel activités enzymatiques extracellulaires

High-throughput Fluorometric Measurement of Potential Soil Extracellular Enzyme Activities

Les microbes dans le sol et d&#39;autres environnements produisent des enzymes extracellulaires à dépolymérisent et hydrolyser les macromolécules organiques de sorte qu&#39;ils peuvent être assimilés pour l&#39;énergie et les nutriments. Mesure de l&#39;activité de l&#39;enzyme microbienne du sol est essentielle pour comprendre la dynamique des écosystèmes fonctionnels du sol. Le concept général de l&#39;analyse de fluorescence qui est une enzyme de synthèse C-, N-, ou des substrats riches en P lié à un colorant fluorescent sont ajoutés à des échantillons de sol. Lorsque intact, les substrats marqués ne sont pas fluorescentes. L&#39;activité enzymatique est mesurée comme l&#39;augmentation de la fluorescence en tant que colorants fluorescents sont clivés à partir de leurs substrats, qui leur permet de fluorescence. mesures d&#39;enzymes peuvent être exprimés en unités de molarité ou activité. Pour effectuer cet essai, des suspensions de sol sont préparés en combinant le sol avec un tampon de pH. Le tampon de pH (généralement un acétate de sodium à 50 mM ou du tampon Tris 50 mM), est choisi pour particulier l&#39;acide constante de dissociation de la mémoire tampon (pKa) pour correspondre au mieux la SA du solmple pH. Les suspensions de sol sont inoculés avec une quantité non limitative de marqué par fluorescence (à savoir C-, N-, P-ou riche) substrat. Utilisation des suspensions de sol dans l&#39;essai sert à minimiser les limitations de l&#39;enzyme et diffusion de substrat. Par conséquent, cet essai de contrôle pour les différences de limitation de substrat, les vitesses de diffusion et les conditions de pH du sol, détecter ainsi les taux d&#39;activité d&#39;enzymes potentiels en fonction de la différence des concentrations de l&#39;enzyme (par exemple). Dosages enzymatiques fluorescence sont généralement plus sensibles que spectrophotométriques (c. colorimétriques) les essais, mais peuvent souffrir d&#39;interférences causées par des impuretés et de l&#39;instabilité de nombreux composés fluorescents lorsqu&#39;ils sont exposés à la lumière, donc la prudence est requise lors de la manipulation des substrats fluorescents. De même, cette méthode ne évalue les activités enzymatiques potentiels dans des conditions de laboratoire lors de substrats ne sont pas limitatifs. Il faut être prudent dans l&#39;interprétation des données représentant croix-sites des comparaisons avec des températures différentes ou des types de sol, comme dans le type de sol in situ et la température peuvent influer sur la cinétique enzymatique.

Pour mesurer les taux potentiels de sol activités enzymatiques extracellulaires, des substrats synthétiques qui sont liés à un colorant fluorescent sont ajoutés à des échantillons de sol. L&#39;activité enzymatique est mesurée en tant que le colorant fluorescent est libéré du substrat par une réaction catalysée par une enzyme, où la fluorescence est élevé, plus la dégradation du substrat.

À haut débit Fluorometric Mesure de sol Potentiel activités enzymatiques extracellulaires

Microbes in soils and other environments produce extracellular enzymes to depolymerize and hydrolyze organic macromolecules so that they can be ...

L'objectif général de cette procédure est de quantifier les taux maximaux potentiels auxquels les enzymes extracellulaires présentes dans les sols dégradent leurs substrats cibles. Cela est réalisé en mélangeant d'abord du sol humide prélevé sur le terrain et un tampon dans un homogénéisateur, puis en pipetant les échantillons mélangés dans une plaque d'échantillonnage à puits profonds et des plaques de standard à puits profonds. Les plaques à puits profonds sont incubées puis centrifugées avant de transférer 250 microlitres de chaque puits des plaques à puits profonds vers les puits correspondants d'une plaque noire à fond plat.Plaques de 96 puits. Les trois plaques sont ensuite lues au fluorimètre et les données obtenues sont analysées. En fin de compte, les activités potentielles des enzymes extracellulaires du sol sont déterminées par la vitesse à laquelle le colorant fluorescent est libéré à partir du substrat par une réaction catalysée par une enzyme, une fluorescence plus élevée indiquant une dégradation plus importante du substrat.Le principal avantage de cette technique par rapport aux méthodes existantes réside dans la possibilité de mesurer l'activité enzymatique dans un grand nombre d'échantillons en exploitant le format de microplaque profonde à 96 puits. Nous avons eu pour la première fois l'idée de cette méthode en identifiant la possibilité d'augmenter le volume d'échantillon par rapport à la microplaque standard, en adaptant d'autres protocoles au format de plaque à puits profonds. Les implications de cette technique nous permettent d'établir des liens plus étroits entre la physiologie microbienne et les processus à l'échelle des écosystèmes.La démonstration visuelle est essentielle pour cette technique, car de nombreuses subtilités et manipulations d'échantillons ne sont pas faciles à suivre dans une procédure écrite. Cette méthode peut aider à répondre à des questions clés dans les domaines de l'écologie microbienne et de la biogéochimie des sols, telles que la manière dont les micro-organismes du sol réagissent aux changements de leur environnement, et comment leurs réponses physiologiques influencent des processus écosystémiques essentiels, comme la décomposition et le recyclage des nutriments. Bien que cette méthode puisse fournir des éclairages sur la décomposition de la matière organique du sol, le recyclage des nutriments et les écosystèmes terrestres, elle peut également être appliquée à des systèmes marins et dulçaquicoles.En général, les personnes novices dans cette méthode éprouvent des difficultés avec les compétences de pipetage et les contraintes liées au temps dans le cadre de ce protocole. De plus, la grande quantité de données générées par cette procédure peut parfois sembler accablante pour les nouveaux utilisateurs. Pour commencer la mise en place du test, étiquetez trois plaques à puits profonds comme suit : échantillon, MUB standard pour quatre méthyl et béone, et MUC standard pour sept amino quatre méthyl coumarin.Verser chaque standard et substrat dans des réservoirs propres et préalablement étiquetés séparés, disposés en lignes. Ensuite, pipeter le standard MUB approprié dans les puits correspondants de la plaque de standard MUB, comme indiqué dans le protocole écrit. Répéter ce processus pour les standards MUC dans les puits correspondants de la plaque de standard MUC afin de préparer les boues de sol.Pour chaque échantillon de sol, peser 2,75 grammes de sol frais avant de l'ajouter à un mixeur. Ajouter 91 millilitres d'un tampon à 50 millimolaire et mixer à pleine puissance pendant une minute. Verser le contenu du mixeur dans un bol en verre propre, d'au moins la largeur d'une pipette à huit canaux, muni d'un barreau aimanté.La boue de sol peut être versée à travers un tamis d'environ un millimètre avant de l'ajouter au bol. Placer le bol sur une plaque chauffante et mélanger la boue de sol. Ensuite, prélever à la pipette 800 microlitres de boue de sol et les transférer dans la première colonne de la plaque d'échantillons.Procédez de la même manière pour la première colonne des plaques témoins MUB et MUC. Rincez le broyeur, la plaque chauffante agitée et l'agitateur magnétique avec de l'eau désionisée ou du tampon entre chaque échantillon de sol. Répétez ce processus pour chaque échantillon de sol.Passer à la colonne suivante pour chaque échantillon successif. Ensuite, pipeter le substrat approprié dans les puits correspondants de la plaque d'échantillons. Comme indiqué dans le protocole écrit, préparer une plaque d'échantillons pour chaque température d'incubation à tester.Sceller les plaques à puits profonds avec des films protecteurs. Inverser manuellement chaque plaque scellée jusqu'à ce que la solution soit complètement homogénéisée. Placer les plaques dans l'incubateur approprié pendant la durée d'incubation requise indiquée dans le protocole écrit, enregistrer l'heure initiale comme temps zéro, ainsi que les temps d'incubation appropriés à la fin de chaque période d'incubation.Centrifuger les plaques scellées pendant trois minutes à environ 2 900 ×g. Après la centrifugation, transférer 250 microlitres de chaque puits des plaques à puits profonds incubées dans les puits correspondants de plaques noires plates à fond 96 puits. Une plaque noire sera utilisée pour chaque plaque à puits profonds incubée.Il est important de transférer les échantillons des plaques profondes incubées vers les puits correspondants des plaques 96 puits noires à fond plat, en suivant les instructions du fabricant pour le lecteur de plaque Flora Metric utilisé. Régler la longueur d'onde d'excitation à 365 nanomètres et la longueur d'onde d'émission à 450 nanomètres.Chargez l'une des plaques standard, réglez le fluorimètre sur le gain automatique et lisez la plaque. Ensuite, réglez le gain sur manuel et diminuez la valeur optimale jusqu'au prochain nombre inférieur arrondi au multiple de cinq le plus proche. Pour chaque plaque standard, répétez la mesure deux fois par plaque.Ensuite, chargez la plaque d'échantillons. Réglez le gain sur automatique et exécutez la plaque d'échantillons. Réexécutez manuellement la plaque d'échantillons afin d'égaler le gain le plus élevé pour chacune des plaques standards.Commencez l'analyse des données en entrant les données de fluorescence de la courbe standard dans un tableur pour les étalons MUB et MUC. Convertissez les concentrations en micromolaires en micromoles pour chaque échantillon. À partir des données de fluorescence de la courbe standard, calculez la pente, l'ordonnée à l'origine et les valeurs R² pour les concentrations standard de MUB et de MUC.Les valeurs de r carré acceptables doivent dépasser 0,98 pour chaque échantillon. Les courbes standards peuvent être visualisées sur un graphique de dispersion, les mesures de fluorescence étant portées en tant que variable dépendante et la concentration des standards en tant que variable indépendante. Saisissez les données brutes de fluorescence de l’échantillon additionné du substrat dans un nouveau classeur.Inclure également le temps d'incubation et la masse sèche du sol pour chaque échantillon, soustraire des valeurs de fluorescence des échantillons correspondants les valeurs d'ordonnée à l'origine de la courbe standard, puis diviser par la pente de la courbe standard correspondante. À l'aide de l'équation de la droite standard, multiplier les micromoles de l'échantillon par 91 millilitres, qui correspond au volume de tampon utilisé dans la suspension de sol. Diviser la valeur obtenue par le temps d'incubation spécifique à l'échantillon et par la masse de sol sec.Enfin, multiplier la valeur obtenue par 1000 afin d'obtenir les unités souhaitées. Les résultats présentés proviennent d'une étude expérimentale sur le climat comparant des sols ayant subi des conditions climatiques ambiantes à des sols exposés à un enrichissement en dioxyde de carbone et à des traitements de chauffage ; les données illustrées ici correspondent aux activités enzymatiques extracellulaires potentielles, ou EEAs, sur le site de prairie soumis à un chauffage et à un enrichissement en dioxyde de carbone, dans les parcelles témoins et les parcelles traitées. Dans cet exemple, les activités enzymatiques potentielles liées à l'acquisition du carbone, de l'azote et du phosphore, mesurées à des profondeurs de sol de 0 à 5 centimètres, ne différaient pas selon le traitement expérimental.Cependant, à des profondeurs de sol de cinq à quinze centimètres, plusieurs EAE potentielles différaient de manière significative. Par exemple, les enzymes dégradant le carbone, à savoir la bêta-1,4-glucosidase et la bêta-D-cellobiosidase, étaient plus faibles dans les parcelles soumises à une concentration élevée de dioxyde de carbone et à un réchauffement, par rapport aux parcelles sous conditions climatiques ambiantes ; les enzymes minéralisant l'azote et le phosphore étaient également plus faibles dans les parcelles traitées que dans celles sous conditions climatiques ambiantes, à des profondeurs de sol de cinq à quinze centimètres.Le calcul et le tracé de la somme de toutes les activités enzymatiques extracellulaires (EEA) potentielles liées au cycle du carbone, de l'azote ou du phosphore peuvent constituer une approche utile pour observer des schémas plus larges concernant les cycles potentiels du carbone, de l'azote et/ou du phosphore dans le sol. Dans cet exemple, la somme des EEA potentielles de la bêta-1,4-glucosidase, de la bêta-D-cellobiosidase, de la bêta-xylosidase et de la alpha-1,4-glucosidase a été calculée pour représenter les activités potentielles de cyclage du carbone. La somme des EEA potentielles de la bêta-1,4-N-acétylglucosaminidase et de la L-leucine aminopeptidase a été calculée pour représenter les activités potentielles de cyclage de l'azote.La phosphatase a été utilisée pour représenter les activités potentielles de cyclage du phosphore. Les PEA potentielles liées au cyclage du carbone, de l'azote et du phosphore totaux ont montré une tendance à la baisse dans les parcelles soumises à une concentration élevée de dioxyde de carbone et à un réchauffement, comparées aux parcelles exposées à des conditions climatiques ambiantes, à des profondeurs de sol comprises entre cinq et quinze centimètres. Toutefois, cette tendance n'était significative que pour les activités de cyclage de l'azote et du phosphore totaux, et les PEA du sol ne différaient pas de manière significative entre les parcelles expérimentales.À des profondeurs de sol allant de zéro à cinq centimètres. Les résultats indiquent des tendances contrastées de l'activité enzymatique et des groupes fonctionnels parmi les parcelles traitées en fonction de la profondeur du sol ; le rapport des activités enzymatiques potentielles est une méthode permettant d'évaluer les besoins microbiens en nutriments. Ici, les enzymes du sol, la géométrie tochi, les rapports carbone sur azote, carbone sur phosphore ou azote sur phosphore présentent des différences significatives parmi les parcelles traitées à des profondeurs de sol allant de zéro à cinq centimètres.Cependant, les rapports potentiels entre l'enzyme carbone et phosphore et entre azote et phosphore étaient plus élevés dans les parcelles soumises à une concentration élevée de dioxyde de carbone et à un traitement de réchauffement. Par rapport aux conditions climatiques ambiantes, la température aux profondeurs de sol de cinq à quinze centimètres peut fortement influencer les activités enzymatiques extracellulaires du sol. Toutefois, dans les essais de laboratoire typiques, les enzymes du sol sont mesurées à une température unique qui peut ne pas correspondre aux conditions de température C₂.Les graphiques d’Arrhenius sont utilisés pour visualiser l’énergie d’activation et sont tracés en portant le logarithme de l’activité enzymatique en fonction de l’inverse de la température convertie en kelvins sur l’axe des abscisses. L’énergie d’activation est couramment définie comme l’énergie minimale requise pour catalyser une réaction chimique et est utilisée ici comme indicateur de la sensibilité à la température des réactions enzymatiques. Une énergie d’activation plus élevée indique une sensibilité accrue de l’enzyme à la température.De même, les énergies d'activation correspondent directement au coefficient Q 10. Les valeurs du coefficient de température des cinétiques enzymatiques potentielles des EAE impliquant le carbone, l'azote et le phosphore ont été évaluées parmi les deux parcelles traitées à deux profondeurs de sol, et les résultats ont montré que la sensibilité à la température des EAE n'était pas significativement différente entre les parcelles traitées à aucune des deux profondeurs. Une fois maîtrisée, la technique permet d'ensemencer 12 échantillons dans des plaques microtitration à roue de 96 puits en 30 minutes ou moins.En outre, après les durées d'incubation prescrites, vous pouvez généralement centrifuger, transférer et relire les plaques sur le uromètre dans un délai d'une demi-heure lors de la tentative de cette procédure. Il est important de pipeter de manière constante. Toute présence d'air lors du pipetage affectera négativement vos résultats suite à cette procédure.D'autres méthodes, telles que l'extraction et le séquençage de l'ADN, peuvent être réalisées afin de répondre à des questions supplémentaires liées au rôle de la composition des communautés microbiennes du sol dans la fonction du sol après son développement. Cette technique a ouvert la voie aux chercheurs dans le domaine de l'écologie microbienne pour explorer le recyclage des nutriments et les processus biogéochimiques dans les écosystèmes terrestres. Après avoir visionné cette vidéo, vous devriez avoir une très bonne idée de la manière de quantifier les activités enzymatiques potentielles.En outre, vous devriez être en mesure d'interpréter les données afin de refléter les réponses microbiennes potentielles à des facteurs tels que le climat et les différents types de sols au sein d'écosystèmes variés. N'oubliez pas que lors de la manipulation de matériaux fluorescents, des précautions doivent toujours être prises afin de minimiser l'exposition à la lumière en raison de la sensibilité à la lumière du groupe fluoro.

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