Name: Génération de cisaillement dadhésion Carte Utilisation SynVivo réseaux microvasculaires synthétique (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2014-05-25T14:00:00.000+00:00
Duration: 9 min 52 s
Description: Découvrez comment générer des cartes de cisaillement d'adhésion cellulaire en une seule expérience à l'aide de réseaux microvasculaires synthétiques SynVivo. Cette méthode microfluidique réduit significativement le temps et les réactifs nécessaires.

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Technologie SynVivo a été développé sous subvention # 2R44HL076034 du NHLBI.

1. D&#39;amorçage du dispositif microfluidique SynVivo-SMN <ol><li> Chaque port (entrée / sortie) de l&#39;appareil est constitué de deux ports parallèles - une pour l&#39;écoulement dans des fragments de revêtement de surface (molécules d&#39;adhésion, des matrices de croissance, etc) et / ou des cellules destinées à l&#39;ensemencement et l&#39;autre pour l&#39;exécution de l&#39;essai (figure 1A ). </li><li> Immerger complètement le dispositif microfluidique SynVivo-SMN (figure 1B) dans une boîte de Pétri contenant déminéralisée stérile (DI) et placez le plat dans un dessiccateur à vide. Laisser le dessiccateur à fonctionner jusqu&#39;à ce que tout l&#39;air est éliminé à partir des canaux de l&#39;appareil. Cela devrait prendre environ 15 min. </li><li> Avant de retirer l&#39;appareil de l&#39;eau, placer le tuyau Tygon (OD de 0,06 &quot;et ID de 0,02&quot;) amorcée avec de l&#39;eau dans chaque port de l&#39;appareil avec pointes fines pinces. Le tube doit être d&#39;environ 1 pouce de longueur. L&#39;appareil peut maintenant être retiré de l&#39;eau. Figure 1C montre l&#39;image de la Device avec le tube. </li></ol> 2. Revêtement du dispositif microfluidique avec de la protéine souhaitée (par exemple, avidine) <ol><li> En utilisant une pipette, déposer une goutte de l&#39;eau (environ 100 pi) autour de la base du tube d&#39;un orifice d&#39;entrée. Retirez délicatement le tube utilisé pour amorcer le dispositif. La goutte d&#39;eau empêche l&#39;air d&#39;entrer dans le dispositif. </li><li> Préparer une seringue de 1 ml chargé avec de l&#39;avidine à une concentration de 20 pg / ml. Connectez la seringue à une aiguille et un tube en acier inoxydable 24 G. Insérer le tube pour l&#39;un des ports du dispositif d&#39;entrée. Serrer l&#39;orifice d&#39;entrée n&#39;étant pas utilisée avec un dispositif de serrage de la mâchoire. </li><li> Injecter de l&#39;avidine à un débit de 1 pl / min pendant 10 min pour permettre la perfusion complète du dispositif. A la fin de la durée d&#39;écoulement, serrer le tube avec la pince à mâchoires et placer le dispositif à 4 ° C pendant une nuit. </li></ol> 3. Circuler particules biotinylé pour les expériences d&#39;adhérence <ol><li> Permettre au dispositif derevenir à la température ambiante. Placer l&#39;appareil sur un microscope inversé à fluorescence équipé d&#39;une platine motorisée et une caméra à haute performance. </li><li> Préparer une solution de 2 um particules biotinylés à une concentration de 5 x 10 6 particules / ml dans le tampon phosphate salin (PBS). Charger les particules dans une seringue de 1 ml. Préparer une deuxième seringue de 1 ml de PBS seulement. Chargez chaque seringue sur une pompe à seringue et se connecter à l&#39;aiguille et la tubulure. </li><li> En utilisant une pipette, déposer une goutte de l&#39;eau (environ 100 pi) autour de la base du tube de l&#39;orifice d&#39;entrée. Retirez délicatement le tube utilisé pour recouvrir le dispositif. La goutte d&#39;eau empêche l&#39;air d&#39;entrer dans le dispositif. </li><li> Insérez délicatement le tube de particules pour biotinylés et PBS de l&#39;étape 3.2 dans chacun des ports d&#39;entrée. Figure 2A montre l&#39;image de la mise en place. </li><li> Commencer l&#39;injection de particules biotinylés à un débit de 2,5 ul / min. Surveillance de l&#39;orifice d&#39;entrée sur le microscope. Au premier signede particules, commencer la minuterie et continue de couler pendant 3 min. </li><li> A la fin de la 3 min, arrêter le flux de particules tout en fixant simultanément biotinylés l&#39;écoulement du PBS à un débit de 2,5 ul / min. Laisser PBS de s&#39;écouler dans l&#39;appareil pendant 3 minutes pour se laver de particules libres. </li></ol> 4. Acquisition d&#39;images et effectuer une zone d&#39;intérêt (AOI) Mesures Utilisation du logiciel d&#39;imagerie (NIKON Elements) <ol><li> Utilisez la fonction &quot;scan image de grande taille&quot; dans le logiciel d&#39;imagerie pour acquérir l&#39;image de l&#39;ensemble du dispositif. </li><li> nombre séquentielle de bifurcations dans le dispositif et créer un AOI circulaire avec deux fois le diamètre des canaux. Dans ce cas, régler le diamètre AOI à 200 um depuis diamètre du canal est de 100 um. </li><li> Utilisez la fonction de comptage automatisé dans le logiciel d&#39;imagerie pour exporter le nombre de particules dans chaque AOI à une feuille Excel. </li><li> De même, utiliser la fonction de comptage automatisé pour exporter le nombre de particules dans l&#39;ensembledispositif. </li></ol> 5. Analyse de particules Flux Utilisation Computational Fluid Dynamics (CFD) Modèles <ol><li> Simulations CFD sont gérés en utilisant un logiciel disponible dans le commerce (CFD-ACE +, ESI Inc.) pour le dispositif topologie SynVivo-SMN. Les résultats sont stockés dans une base de données pour l&#39;analyse des observations expérimentales. Le résultats de la simulation de stocker des informations sur les taux de cisaillement de paroi, la vitesse, le flux de particules, et l&#39;adhérence dans le dispositif. </li><li> Les résultats de simulation sont utilisées pour déterminer le nombre de particules entrant dans chaque zone d&#39;intérêt sur la base de la concentration d&#39;entrée de particules donnée. </li></ol> 6. Génération cisaillement adhérence Carte <ol><li> Calculer le% d&#39;adhérence en divisant les particules adhérentes dans la bifurcation par les particules s&#39;écoulant dans la bifurcation, comme indiqué dans l&#39;équation 6.1. <img alt="Equation 1" fo:content-width="3in" src="/files/ftp_upload/51025/51025eq1.jpg" /> où le nombre de particules adhérées et les particules fluides sont obtenus à partir de la protocol les étapes 4.3 et 5.2, respectivement. </li><li> Tracer la carte d&#39;adhésion de cisaillement en utilisant le taux de cisaillement à chaque bifurcation des réseaux obtenus à partir de la base de données à l&#39;étape (5.1) et les valeurs d&#39;adhérence% obtenus à partir de l&#39;équation 6.1. </li></ol>

<ol><li>Weitz-Schmidt, G., Chreng, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cell+adhesion+assays%5BTitle%5D)+AND+%22Methods+Mol+Biol%22%5BJournal%5D)">Cell adhesion assays.</a> Methods Mol Biol. 757, 15-30 (2012).</li>
<li>Parsons, S. A., Jurzinsky, C., Cuvelier, S. L., Patel, K. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Studying+leukocyte+recruitment+under+flow+conditions%5BTitle%5D)+AND+%22Methods+Mol+Biol%22%5BJournal%5D)">Studying leukocyte recruitment under flow conditions.</a> Methods Mol Biol. 946, 285-300 (2013).</li>
<li>Luscinskas, F. W., Gimbrone, M. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Jr+Endothelial-dependent+mechanisms+in+chronic+inflammatory+leukocyte+recruitment%5BTitle%5D)+AND+%22Annu+Rev+Med%22%5BJournal%5D)">Jr Endothelial-dependent mechanisms in chronic inflammatory leukocyte recruitment.</a> Annu Rev Med. 47, 413-421 (1996).</li>
<li>Adriani, G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+preferential+targeting+of+the+diseased+microvasculature+by+disk-like+particles%5BTitle%5D)+AND+%22Biomaterials%22%5BJournal%5D)">The preferential targeting of the diseased microvasculature by disk-like particles.</a> Biomaterials. 33, 5504-5513 (2012).</li>
<li>Decuzzi, P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Flow+chamber+analysis+of+size+effects+in+the+adhesion+of+spherical+particles%5BTitle%5D)+AND+%22Int+J+Nanomedicine%22%5BJournal%5D)">Flow chamber analysis of size effects in the adhesion of spherical particles.</a> Int J Nanomedicine. 2, 689-696 (2007).</li>
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<li>Tousi, N., Wang, B., Pant, K., Kiani, M. F., Prabhakarpandian, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Preferential+adhesion+of+leukocytes+near+bifurcations+is+endothelium+independent%5BTitle%5D)+AND+%22Microvasc+Res%22%5BJournal%5D)">Preferential adhesion of leukocytes near bifurcations is endothelium independent.</a> Microvasc Res. 80, 384-388 (2010).</li>
<li>Prabhakarpandian, B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Bifurcations%3A+focal+points+of+particle+adhesion+in+microvascular+networks%5BTitle%5D)+AND+%22Microcirculation%22%5BJournal%5D)">Bifurcations: focal points of particle adhesion in microvascular networks.</a> Microcirculation. 18, 380-389 (2011).</li>
</ol>

Frais de publication de cet article parrainé par CFD Research Corporation.

Parallèles chambres d&#39;écoulement de la plaque, tout en fournissant des indications importantes sur les interactions cellule-cellule et cellule-particules, souffrent de plusieurs limitations telles que la consommation élevée de réactifs et de la nécessité de multiples essais expérimentaux pour générer une carte d&#39;adhérence au cisaillement. L&#39;utilisation des réseaux microvasculaires SynVivo-synthétiques (SynVivo-SMNS) permet la génération d&#39;une carte d&#39;adhésion au cisaillement d&#39;une expérience uniq...

Les tests actuellement pour étudier à cellule-cellule et les interactions particule-cellulaires impliquent généralement statique format de plaque de puits dans lesquels les particules ou les cellules sont incubées sur des matrices de protéines ou de cellules adhérentes. A la fin du temps d&#39;incubation spécifié, les nombres de particules ou de cellules adhérentes sont quantifiés en utilisant une microscopie. Même si ces tests donnent un aperçu significatif dans les processus biochimiques sous-tendent ces interactions, une limitation clé est l&#39;absence de flux de liquide physiologique (typique de la microcirculation) et son impact sur l&#39;adhérence des particules. Pour surmonter cette limitation, in vitro dans les chambres d&#39;écoulement ont été développés ces dernières années. Un élément commun de ces chambres d&#39;écoulement est un dispositif transparent perfusé à faibles nombres de Reynolds pour correspondre à des taux de cisaillement de paroi observées dans les vaisseaux sanguins in vivo 2. La paroi de la cuve est modélisée par une ou l&#39;autre revêtement de biomolécules ou de la croissance de cellules sur une surface de l&#39;écoulement chambre 3. Particules 4-7 ou 8-16 cellules sont ensuite coulé dans au gamme désirée de débits de quantifier le nombre de particules adhérentes sous différents taux de cisaillement. Cependant, l&#39;utilisation de chambres d&#39;écoulement parallèles de la plaque d&#39;étudier et de valider les phénomènes biochimiques est assez cher et prend du temps. Ceci est principalement dû au fait que de multiples expériences doivent être réalisées pour générer un plan de cisaillement fluidique par rapport au nombre de particules / cellules adhérant. De plus, les chambres d&#39;écoulement à plaques nécessitent de grands volumes de réactifs en raison de leur grande taille (hauteur&gt; 250 pm et une largeur&gt; 1 mm). Enfin, ces dispositifs ne modélisent pas exactement les caractéristiques géométriques (par exemple, des bifurcations) et des conditions de flux (par exemple, la convergence vs flux divergent) qui sont présents in vivo. Les progrès récents dans la lithographie basée microfabrication 17-19 ont accéléré le domaine de lab-on-a-chiples dispositifs 20 à 21. Ces dispositifs ont contribué à l&#39;élaboration d&#39;une version miniaturisée de la chambre parallèle des flux de plaque avec des dimensions dans le régime de micromètre. La réduction de la dimension donne également des avantages importants en termes de volumes de réactifs, de cellules ou de particules requise pour les expériences. Cependant, une limitation essentielle des dispositifs actuellement disponibles est l&#39;utilisation des canaux linéaires pour modéliser les microvaisseaux, qui ne reproduisent pas la microvascularisation complexe observé in vivo. Nous avons récemment développé une nouvelle méthode pour recréer des réseaux microvasculaires sur des substrats en plastique jetables résultant en une représentation synthétique des conditions in vivo. Ces dispositifs appelés réseaux microvasculaires SynVivo-synthétiques (SMN) sont développés en utilisant PDMS processus lithographie douce à base. Dispositifs SynVivo-SMN peuvent être utilisés pour obtenir cisaillement carte d&#39;adhésion de l&#39;adhérence cellulaire / particules 22, étude l&#39;administration de médicaments et 23 h cibléave été validé par des données in vivo 24-25. Dans cet article, nous présentons un protocole qui permet la génération de la carte d&#39;adhésion de cisaillement d&#39;une expérience unique dans des volumes aussi petits que 1-5 pi ce qui conduit à d&#39;importantes économies de temps et de ressources.

<table><tbody><tr><td>SynVivo-SMN</td><td>CFD Research</td><td>SMN-001</td><td>Exclusivité chez CFDRC-ACE</td></tr><tr><td>+</td><td>ESI Inc.</td><td>N/A</td><td></td></tr><tr><td>Avidin</td><td>Invitrogen</td><td>43-4401</td><td>N’importe quelle source d’avidine fonctionnera pour ce test</td></tr><tr><td>Particules biotinylées</td><td>Polysciences</td><td>24173-1</td><td>Toute source de particules biotinylées fonctionnera pour le test</td></tr><tr><td>Tygon Tubing</td><td>VWR</td><td>63018-044</td><td>La taille est typique pour une utilisation avec SynVivo-SMN</td></tr><tr><td>NIKON Elements</td><td>NIKON Instruments N</td><td>/A</td><td>Toute autre imagerie logiciel peut être utilisé</td></tr></tbody></table>

génération de cisaillement d&#39;adhésion carte utilisation synvivo réseaux microvasculaires synthétique

Generation of Shear Adhesion Map Using SynVivo Synthetic Microvascular Networks

Cellules / particules tests d&#39;adhésion sont essentielles à la compréhension des interactions biochimiques impliqués dans la physiopathologie de la maladie et des applications importantes dans la recherche pour le développement de nouveaux produits thérapeutiques. Tests utilisant des conditions statiques ne parviennent pas à capturer la dépendance de l&#39;adhérence sur cisaillement, ce qui limite leur corrélation avec l&#39;environnement in vivo. Parallèles chambres d&#39;écoulement à plaques qui permettent de quantifier l&#39;adhérence sous l&#39;écoulement du fluide physiologique besoin de plusieurs expériences pour la génération d&#39;une carte d&#39;adhérence au cisaillement. En outre, ils ne représentent pas l&#39;ampleur et de la morphologie in vivo et nécessitent de grands volumes (~ ml) de réactifs pour les expériences. Dans cette étude, nous avons démontré la génération de la carte d&#39;adhérence au cisaillement à partir d&#39;une seule expérience en utilisant un réseau microvasculaire basé dispositif microfluidique, SynVivo-SMN. Ce dispositif recrée le complexe dans le système vasculaire in vivo, y compris l&#39;échelle géométrique, éléments morphologiques, les caractéristiques d&#39;écoulement et les interactions cellulaires dans unFormat in vitro, fournissant ainsi un environnement biologiquement réaliste pour la recherche fondamentale et appliquée dans le comportement cellulaire, l&#39;administration de médicaments, et la découverte de médicaments. Le dosage a été démontrée par l&#39;étude de l&#39;interaction des particules 2 um revêtue de la biotine avec des surfaces revêtues d&#39;avidine de la micro-puce. L&#39;ensemble de la gamme de cisaillement observée dans le système microvasculaire est obtenu en permettant à un seul essai d&#39;adhérence par rapport à la carte de cisaillement pour les particules dans des conditions physiologiques.

La figure 1A montre une image de champ lumineux et schématique de dispositif SynVivo-SMN. Figure 1B montre le dispositif SynVivo-SMN monté sur une lame de verre. Figure 1C montre le dispositif avec des tubes après sensibilisation avec de l&#39;eau dans un dessicateur sous vide. La figure 2A montre une image de l&#39;expérimental-mis en place. Figure 2B montre un dispositif typique de l&#39;avidine revêtu Syn...

Les chambres d’écoulement utilisées dans les expériences d’adhérence sont généralement constituées de voies d’écoulement linéaires et nécessitent plusieurs expériences à différents débits pour générer une carte d’adhérence par cisaillement. SynVivo-SMN permet de générer une carte d’adhérence au cisaillement à l’aide d’une seule expérience utilisant des volumes de microlitres, ce qui permet de réaliser des économies significatives de temps et de consommables.

Génération de cisaillement d&#39;adhésion Carte Utilisation SynVivo réseaux microvasculaires synthétique

Cell/particle adhesion assays are critical to understanding the biochemical interactions involved in disease pathophysiology and have important ...

L'objectif général de l'expérience suivante est d'obtenir une carte de l'adhérence au cisaillement des particules cellulaires à partir d'une seule expérience utilisant des réseaux microvasculaires synthétiques. Cela est réalisé en premier lieu en recouvrant le dispositif microfluidique de la protéine d'intérêt, dans ce cas l'avadon. Dans un deuxième temps, des particules biotinylées sont injectées dans le dispositif à des débits de cisaillement physiologiques, qui se lient au dispositif revêtu d'avadon selon des schémas différents en fonction des taux de cisaillement locaux.Ensuite, le nombre de particules liées est décompté afin de générer une carte d'adhérence au cisaillement des particules à l'aide d'une base de données créée par calcul des valeurs de taux de cisaillement dans le réseau. Les résultats montrent qu'une carte d'adhérence au cisaillement peut être obtenue à partir d'une seule expérience, ce qui permet des économies significatives de temps et de réactifs par rapport aux chambres à écoulement à plaques parallèles conventionnelles. Le principal avantage de cette technologie par rapport aux méthodes existantes, telles que les canaux d'écoulement linéaires, est que nous

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Chambres d'écoulement microfluidiques gravés par photolithographie et fabriqué à partir de PDMS sont appliqués à sonder les résultats fonctionnels associés à une dysfonction CE et de l'inflammation. Dans une expérience représentative, la capacité de contrainte de cisaillement différentiel de moduler l'adhésion cellulaire monocytaire à cytokine activé monocouches CE est démontrée.

On-Chip phénotypage endothélium inflammatoire

Source: Claes, J., et al, In Vitro and In Vivo Model to Study Bacterial Adhesion to the Vessel Wall Under Flow Conditions. J. Vis. Exp. (2015).This video demonstrates an in vivo method for analyzing shear-dependent bacterial adhesion in a live mouse model. Following surgical preparation and catheterization, the mesenteric vasculature is exposed for real-time imaging under a fluorescence microscope. Perfusion with an ionophore and fluorescently labeled bacteria reveals how shear stress triggers...

An In Vivo Model to Study Shear-Dependent Bacterial Adhesion

Cellules endothéliales primaires de la veine ombilicale humaine (HUVECs) ont été cultivées jusqu’à la confluence au sein d’un dispositif de réseau microfluidique. La jonction cellulaire endothéliale et les distributions de l’actine F ont été illustrées et les changements dans la concentration intracellulaire de calcium et la production d’oxyde nitrique en réponse à l’adénosine triphosphate (ATP) ont été quantifiés en temps réel au niveau cellulaire individuel.

Développement et caractérisation de<em&gt; In vitro</em&gt; Microvaisseaux réseau et des mesures quantitatives de l&#39;endothélium [Ca<sup&gt; 2+</sup&gt;]<sub&gt; i</sub&gt; Et production d&#39;oxyde nitrique

Ce manuscrit présente un procédé de moulage par injection pour concevoir des microvaisseaux qui récapitulent les propriétés physiologiques de l'endothélium. Le procédé à base microfluidique crée des réseaux vasculaires 3D de brevet avec conditions, adaptable telles que le débit, la composition cellulaire, la géométrie, et les gradients biochimiques. Le procédé de fabrication et des exemples d'applications possibles sont décrites.

Micromodelage et l&#39;Assemblée des microvaisseaux 3D

Ce protocole décrit la mise en œuvre de la dégradation de l’hydrogel guidée par l’image, basée sur le laser, pour fabriquer des réseaux microfluidiques biomimétiques dérivés de vaisseaux intégrés dans des hydrogels de poly(éthylène glycol) diacrylate (PEGDA). Ces systèmes microfluidiques biomimétiques peuvent être utiles pour les applications d’ingénierie tissulaire, la génération de modèles de maladies in vitro et la fabrication de dispositifs avancés « sur puce ».

, Fabrication de réseaux microfluidiques vasculaire dérivés à base de laser guidée par l&#39;image

Les progéniteurs endothéliaux dérivés de cellules souches pluripotentes induites (iPS-EP) ont le potentiel de révolutionner les traitements des maladies cardiovasculaires et de permettre la création de modèles de maladies cardiovasculaires plus fidèles. Ici, l'encapsulation des iPSC-EPs dans les microenvironnements tridimensionnels (3D) de collagène et une analyse quantitative du potentiel vasculogenic de ces cellules sont décrites.

Un modèle 3D in vitro et un pipeline computationnel pour quantifier le potentiel vasculogénique des progéniteurs endothéliaux dérivés de l'iPSC

Les tissus modifiés s’appuient fortement sur des réseaux vasculaires appropriés pour fournir des nutriments et des gaz vitaux et éliminer les déchets métaboliques. Dans ce travail, un protocole d’ensemencement par étapes de cellules endothéliales et de cellules de soutien crée des réseaux vasculaires hautement organisés dans une plate-forme à haut débit pour étudier le développement du comportement des vaisseaux dans un environnement 3D contrôlé.

Ensemencement de cellules par étapes sur des échafaudages tessellés pour étudier les vaisseaux sanguins en germination

Ici, nous fournissons une puce microfluidique et un système microfluidique de circulation automatiquement contrôlé et très efficace qui récapitule le microenvironnement initial de la néovascularisation, permettant aux cellules endothéliales (CE) d'être stimulées simultanément par un stress de cisaillement luminal élevé, un niveau physiologique de flux transendothelial et diverses distributions simultanées du facteur de croissance endothéliale vasculaire (VEGF).

Modèle microfluidique pour imiter l&apos;événement initial de la néovascularisation

Le but de ce protocole est de décrire la génération et l’analyse volumétrique des équivalents humains vascularisés de peau utilisant des techniques accessibles et simples pour la culture à long terme. Dans la mesure du possible, la justification des étapes est décrite pour permettre aux chercheurs de personnaliser en fonction de leurs besoins en matière de recherche.

Génération d’équivalents de peau humaine vascularisée auto-assemblés

Dans ce protocole, un test de microfluide biomimétique, qui peut reproduire un environnement microvasculaire physiologiquement pertinent et reproduire l’ensemble de la cascade d’adhésion / migration des leucocytes, est utilisé pour étudier les interactions leucocytes-cellules endothéliales dans les maladies inflammatoires.

Un système microphysiologique pour étudier l’interaction leucocytaire-endothéliale pendant l’inflammation

L’angiogenèse germinative, fondamentale pour le développement et la maladie, implique des processus moléculaires et mécaniques complexes. Nous présentons un modèle 2,5D ex vivo polyvalent qui analyse la germination cellulaire des artères carotides porcines, révélant l’angiogenèse dépendante de la rigidité et la mécanique cellulaire distincte leader-follower. Ce modèle aide à faire progresser les stratégies d’ingénierie tissulaire et les approches de thérapie contre le cancer.

Modèle 2.5D pour la caractérisation mécanique ex vivo de l’angiogenèse germinative dans les tissus vivants

Découvrez comment générer des cartes de cisaillement d'adhésion cellulaire en une seule expérience à l'aide de réseaux microvasculaires synthétiques SynVivo. Cette méthode microfluidique réduit significativement le temps et les réactifs nécessaires.

Génération de cisaillement d'adhésion Carte Utilisation SynVivo réseaux microvasculaires synthétique

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