Name: Génération de cisaillement dadhésion Carte Utilisation SynVivo réseaux microvasculaires synthétique (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2014-05-25T14:00:00.000+00:00
Duration: 9 min 52 s
Description: Découvrez comment générer des cartes de cisaillement d'adhésion cellulaire en une seule expérience à l'aide de réseaux microvasculaires synthétiques SynVivo. Cette méthode microfluidique réduit significativement le temps et les réactifs nécessaires.

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Technologie SynVivo a été développé sous subvention # 2R44HL076034 du NHLBI.

1. D&#39;amorçage du dispositif microfluidique SynVivo-SMN <ol><li> Chaque port (entrée / sortie) de l&#39;appareil est constitué de deux ports parallèles - une pour l&#39;écoulement dans des fragments de revêtement de surface (molécules d&#39;adhésion, des matrices de croissance, etc) et / ou des cellules destinées à l&#39;ensemencement et l&#39;autre pour l&#39;exécution de l&#39;essai (figure 1A ). </li><li> Immerger complètement le dispositif microfluidique SynVivo-SMN (figure 1B) dans une boîte de Pétri contenant déminéralisée stérile (DI) et placez le plat dans un dessiccateur à vide. Laisser le dessiccateur à fonctionner jusqu&#39;à ce que tout l&#39;air est éliminé à partir des canaux de l&#39;appareil. Cela devrait prendre environ 15 min. </li><li> Avant de retirer l&#39;appareil de l&#39;eau, placer le tuyau Tygon (OD de 0,06 &quot;et ID de 0,02&quot;) amorcée avec de l&#39;eau dans chaque port de l&#39;appareil avec pointes fines pinces. Le tube doit être d&#39;environ 1 pouce de longueur. L&#39;appareil peut maintenant être retiré de l&#39;eau. Figure 1C montre l&#39;image de la Device avec le tube. </li></ol> 2. Revêtement du dispositif microfluidique avec de la protéine souhaitée (par exemple, avidine) <ol><li> En utilisant une pipette, déposer une goutte de l&#39;eau (environ 100 pi) autour de la base du tube d&#39;un orifice d&#39;entrée. Retirez délicatement le tube utilisé pour amorcer le dispositif. La goutte d&#39;eau empêche l&#39;air d&#39;entrer dans le dispositif. </li><li> Préparer une seringue de 1 ml chargé avec de l&#39;avidine à une concentration de 20 pg / ml. Connectez la seringue à une aiguille et un tube en acier inoxydable 24 G. Insérer le tube pour l&#39;un des ports du dispositif d&#39;entrée. Serrer l&#39;orifice d&#39;entrée n&#39;étant pas utilisée avec un dispositif de serrage de la mâchoire. </li><li> Injecter de l&#39;avidine à un débit de 1 pl / min pendant 10 min pour permettre la perfusion complète du dispositif. A la fin de la durée d&#39;écoulement, serrer le tube avec la pince à mâchoires et placer le dispositif à 4 ° C pendant une nuit. </li></ol> 3. Circuler particules biotinylé pour les expériences d&#39;adhérence <ol><li> Permettre au dispositif derevenir à la température ambiante. Placer l&#39;appareil sur un microscope inversé à fluorescence équipé d&#39;une platine motorisée et une caméra à haute performance. </li><li> Préparer une solution de 2 um particules biotinylés à une concentration de 5 x 10 6 particules / ml dans le tampon phosphate salin (PBS). Charger les particules dans une seringue de 1 ml. Préparer une deuxième seringue de 1 ml de PBS seulement. Chargez chaque seringue sur une pompe à seringue et se connecter à l&#39;aiguille et la tubulure. </li><li> En utilisant une pipette, déposer une goutte de l&#39;eau (environ 100 pi) autour de la base du tube de l&#39;orifice d&#39;entrée. Retirez délicatement le tube utilisé pour recouvrir le dispositif. La goutte d&#39;eau empêche l&#39;air d&#39;entrer dans le dispositif. </li><li> Insérez délicatement le tube de particules pour biotinylés et PBS de l&#39;étape 3.2 dans chacun des ports d&#39;entrée. Figure 2A montre l&#39;image de la mise en place. </li><li> Commencer l&#39;injection de particules biotinylés à un débit de 2,5 ul / min. Surveillance de l&#39;orifice d&#39;entrée sur le microscope. Au premier signede particules, commencer la minuterie et continue de couler pendant 3 min. </li><li> A la fin de la 3 min, arrêter le flux de particules tout en fixant simultanément biotinylés l&#39;écoulement du PBS à un débit de 2,5 ul / min. Laisser PBS de s&#39;écouler dans l&#39;appareil pendant 3 minutes pour se laver de particules libres. </li></ol> 4. Acquisition d&#39;images et effectuer une zone d&#39;intérêt (AOI) Mesures Utilisation du logiciel d&#39;imagerie (NIKON Elements) <ol><li> Utilisez la fonction &quot;scan image de grande taille&quot; dans le logiciel d&#39;imagerie pour acquérir l&#39;image de l&#39;ensemble du dispositif. </li><li> nombre séquentielle de bifurcations dans le dispositif et créer un AOI circulaire avec deux fois le diamètre des canaux. Dans ce cas, régler le diamètre AOI à 200 um depuis diamètre du canal est de 100 um. </li><li> Utilisez la fonction de comptage automatisé dans le logiciel d&#39;imagerie pour exporter le nombre de particules dans chaque AOI à une feuille Excel. </li><li> De même, utiliser la fonction de comptage automatisé pour exporter le nombre de particules dans l&#39;ensembledispositif. </li></ol> 5. Analyse de particules Flux Utilisation Computational Fluid Dynamics (CFD) Modèles <ol><li> Simulations CFD sont gérés en utilisant un logiciel disponible dans le commerce (CFD-ACE +, ESI Inc.) pour le dispositif topologie SynVivo-SMN. Les résultats sont stockés dans une base de données pour l&#39;analyse des observations expérimentales. Le résultats de la simulation de stocker des informations sur les taux de cisaillement de paroi, la vitesse, le flux de particules, et l&#39;adhérence dans le dispositif. </li><li> Les résultats de simulation sont utilisées pour déterminer le nombre de particules entrant dans chaque zone d&#39;intérêt sur la base de la concentration d&#39;entrée de particules donnée. </li></ol> 6. Génération cisaillement adhérence Carte <ol><li> Calculer le% d&#39;adhérence en divisant les particules adhérentes dans la bifurcation par les particules s&#39;écoulant dans la bifurcation, comme indiqué dans l&#39;équation 6.1. <img alt="Equation 1" fo:content-width="3in" src="/files/ftp_upload/51025/51025eq1.jpg" /> où le nombre de particules adhérées et les particules fluides sont obtenus à partir de la protocol les étapes 4.3 et 5.2, respectivement. </li><li> Tracer la carte d&#39;adhésion de cisaillement en utilisant le taux de cisaillement à chaque bifurcation des réseaux obtenus à partir de la base de données à l&#39;étape (5.1) et les valeurs d&#39;adhérence% obtenus à partir de l&#39;équation 6.1. </li></ol>

<ol><li>Weitz-Schmidt, G., Chreng, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cell+adhesion+assays%5BTitle%5D)+AND+%22Methods+Mol+Biol%22%5BJournal%5D)">Cell adhesion assays.</a> Methods Mol Biol. 757, 15-30 (2012).</li>
<li>Parsons, S. A., Jurzinsky, C., Cuvelier, S. L., Patel, K. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Studying+leukocyte+recruitment+under+flow+conditions%5BTitle%5D)+AND+%22Methods+Mol+Biol%22%5BJournal%5D)">Studying leukocyte recruitment under flow conditions.</a> Methods Mol Biol. 946, 285-300 (2013).</li>
<li>Luscinskas, F. W., Gimbrone, M. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Jr+Endothelial-dependent+mechanisms+in+chronic+inflammatory+leukocyte+recruitment%5BTitle%5D)+AND+%22Annu+Rev+Med%22%5BJournal%5D)">Jr Endothelial-dependent mechanisms in chronic inflammatory leukocyte recruitment.</a> Annu Rev Med. 47, 413-421 (1996).</li>
<li>Adriani, G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+preferential+targeting+of+the+diseased+microvasculature+by+disk-like+particles%5BTitle%5D)+AND+%22Biomaterials%22%5BJournal%5D)">The preferential targeting of the diseased microvasculature by disk-like particles.</a> Biomaterials. 33, 5504-5513 (2012).</li>
<li>Decuzzi, P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Flow+chamber+analysis+of+size+effects+in+the+adhesion+of+spherical+particles%5BTitle%5D)+AND+%22Int+J+Nanomedicine%22%5BJournal%5D)">Flow chamber analysis of size effects in the adhesion of spherical particles.</a> Int J Nanomedicine. 2, 689-696 (2007).</li>
<li>Zou, X., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((PSGL-1+derived+from+human+neutrophils+is+a+high-efficiency+ligand+for+endothelium-expressed+E-selectin+under+flow%5BTitle%5D)+AND+%22Am+J+Physiol+Cell+Physiol%22%5BJournal%5D)">PSGL-1 derived from human neutrophils is a high-efficiency ligand for endothelium-expressed E-selectin under flow.</a> Am J Physiol Cell Physiol. 289, 415-424 (2005).</li>
<li>Sakhalkar, H. S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Leukocyte-inspired+biodegradable+particles+that+selectively+and+avidly+adhere+to+inflamed+endothelium+in+vitro+and+in+vivo%5BTitle%5D)+AND+%22Proc+Natl+Acad+Sci+U+S+A%22%5BJournal%5D)">Leukocyte-inspired biodegradable particles that selectively and avidly adhere to inflamed endothelium in vitro and in vivo.</a> Proc Natl Acad Sci U S A. 100, 15895-15900 (2003).</li>
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<li>Tousi, N., Wang, B., Pant, K., Kiani, M. F., Prabhakarpandian, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Preferential+adhesion+of+leukocytes+near+bifurcations+is+endothelium+independent%5BTitle%5D)+AND+%22Microvasc+Res%22%5BJournal%5D)">Preferential adhesion of leukocytes near bifurcations is endothelium independent.</a> Microvasc Res. 80, 384-388 (2010).</li>
<li>Prabhakarpandian, B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Bifurcations%3A+focal+points+of+particle+adhesion+in+microvascular+networks%5BTitle%5D)+AND+%22Microcirculation%22%5BJournal%5D)">Bifurcations: focal points of particle adhesion in microvascular networks.</a> Microcirculation. 18, 380-389 (2011).</li>
</ol>

Frais de publication de cet article parrainé par CFD Research Corporation.

Parallèles chambres d&#39;écoulement de la plaque, tout en fournissant des indications importantes sur les interactions cellule-cellule et cellule-particules, souffrent de plusieurs limitations telles que la consommation élevée de réactifs et de la nécessité de multiples essais expérimentaux pour générer une carte d&#39;adhérence au cisaillement. L&#39;utilisation des réseaux microvasculaires SynVivo-synthétiques (SynVivo-SMNS) permet la génération d&#39;une carte d&#39;adhésion au cisaillement d&#39;une expérience uniq...

Les tests actuellement pour étudier à cellule-cellule et les interactions particule-cellulaires impliquent généralement statique format de plaque de puits dans lesquels les particules ou les cellules sont incubées sur des matrices de protéines ou de cellules adhérentes. A la fin du temps d&#39;incubation spécifié, les nombres de particules ou de cellules adhérentes sont quantifiés en utilisant une microscopie. Même si ces tests donnent un aperçu significatif dans les processus biochimiques sous-tendent ces interactions, une limitation clé est l&#39;absence de flux de liquide physiologique (typique de la microcirculation) et son impact sur l&#39;adhérence des particules. Pour surmonter cette limitation, in vitro dans les chambres d&#39;écoulement ont été développés ces dernières années. Un élément commun de ces chambres d&#39;écoulement est un dispositif transparent perfusé à faibles nombres de Reynolds pour correspondre à des taux de cisaillement de paroi observées dans les vaisseaux sanguins in vivo 2. La paroi de la cuve est modélisée par une ou l&#39;autre revêtement de biomolécules ou de la croissance de cellules sur une surface de l&#39;écoulement chambre 3. Particules 4-7 ou 8-16 cellules sont ensuite coulé dans au gamme désirée de débits de quantifier le nombre de particules adhérentes sous différents taux de cisaillement. Cependant, l&#39;utilisation de chambres d&#39;écoulement parallèles de la plaque d&#39;étudier et de valider les phénomènes biochimiques est assez cher et prend du temps. Ceci est principalement dû au fait que de multiples expériences doivent être réalisées pour générer un plan de cisaillement fluidique par rapport au nombre de particules / cellules adhérant. De plus, les chambres d&#39;écoulement à plaques nécessitent de grands volumes de réactifs en raison de leur grande taille (hauteur&gt; 250 pm et une largeur&gt; 1 mm). Enfin, ces dispositifs ne modélisent pas exactement les caractéristiques géométriques (par exemple, des bifurcations) et des conditions de flux (par exemple, la convergence vs flux divergent) qui sont présents in vivo. Les progrès récents dans la lithographie basée microfabrication 17-19 ont accéléré le domaine de lab-on-a-chiples dispositifs 20 à 21. Ces dispositifs ont contribué à l&#39;élaboration d&#39;une version miniaturisée de la chambre parallèle des flux de plaque avec des dimensions dans le régime de micromètre. La réduction de la dimension donne également des avantages importants en termes de volumes de réactifs, de cellules ou de particules requise pour les expériences. Cependant, une limitation essentielle des dispositifs actuellement disponibles est l&#39;utilisation des canaux linéaires pour modéliser les microvaisseaux, qui ne reproduisent pas la microvascularisation complexe observé in vivo. Nous avons récemment développé une nouvelle méthode pour recréer des réseaux microvasculaires sur des substrats en plastique jetables résultant en une représentation synthétique des conditions in vivo. Ces dispositifs appelés réseaux microvasculaires SynVivo-synthétiques (SMN) sont développés en utilisant PDMS processus lithographie douce à base. Dispositifs SynVivo-SMN peuvent être utilisés pour obtenir cisaillement carte d&#39;adhésion de l&#39;adhérence cellulaire / particules 22, étude l&#39;administration de médicaments et 23 h cibléave été validé par des données in vivo 24-25. Dans cet article, nous présentons un protocole qui permet la génération de la carte d&#39;adhésion de cisaillement d&#39;une expérience unique dans des volumes aussi petits que 1-5 pi ce qui conduit à d&#39;importantes économies de temps et de ressources.

<table><tbody><tr><td>SynVivo-SMN</td><td>CFD Research</td><td>SMN-001</td><td>Exclusivité chez CFDRC-ACE</td></tr><tr><td>+</td><td>ESI Inc.</td><td>N/A</td><td></td></tr><tr><td>Avidin</td><td>Invitrogen</td><td>43-4401</td><td>N’importe quelle source d’avidine fonctionnera pour ce test</td></tr><tr><td>Particules biotinylées</td><td>Polysciences</td><td>24173-1</td><td>Toute source de particules biotinylées fonctionnera pour le test</td></tr><tr><td>Tygon Tubing</td><td>VWR</td><td>63018-044</td><td>La taille est typique pour une utilisation avec SynVivo-SMN</td></tr><tr><td>NIKON Elements</td><td>NIKON Instruments N</td><td>/A</td><td>Toute autre imagerie logiciel peut être utilisé</td></tr></tbody></table>

génération de cisaillement d&#39;adhésion carte utilisation synvivo réseaux microvasculaires synthétique

Generation of Shear Adhesion Map Using SynVivo Synthetic Microvascular Networks

Cellules / particules tests d&#39;adhésion sont essentielles à la compréhension des interactions biochimiques impliqués dans la physiopathologie de la maladie et des applications importantes dans la recherche pour le développement de nouveaux produits thérapeutiques. Tests utilisant des conditions statiques ne parviennent pas à capturer la dépendance de l&#39;adhérence sur cisaillement, ce qui limite leur corrélation avec l&#39;environnement in vivo. Parallèles chambres d&#39;écoulement à plaques qui permettent de quantifier l&#39;adhérence sous l&#39;écoulement du fluide physiologique besoin de plusieurs expériences pour la génération d&#39;une carte d&#39;adhérence au cisaillement. En outre, ils ne représentent pas l&#39;ampleur et de la morphologie in vivo et nécessitent de grands volumes (~ ml) de réactifs pour les expériences. Dans cette étude, nous avons démontré la génération de la carte d&#39;adhérence au cisaillement à partir d&#39;une seule expérience en utilisant un réseau microvasculaire basé dispositif microfluidique, SynVivo-SMN. Ce dispositif recrée le complexe dans le système vasculaire in vivo, y compris l&#39;échelle géométrique, éléments morphologiques, les caractéristiques d&#39;écoulement et les interactions cellulaires dans unFormat in vitro, fournissant ainsi un environnement biologiquement réaliste pour la recherche fondamentale et appliquée dans le comportement cellulaire, l&#39;administration de médicaments, et la découverte de médicaments. Le dosage a été démontrée par l&#39;étude de l&#39;interaction des particules 2 um revêtue de la biotine avec des surfaces revêtues d&#39;avidine de la micro-puce. L&#39;ensemble de la gamme de cisaillement observée dans le système microvasculaire est obtenu en permettant à un seul essai d&#39;adhérence par rapport à la carte de cisaillement pour les particules dans des conditions physiologiques.

La figure 1A montre une image de champ lumineux et schématique de dispositif SynVivo-SMN. Figure 1B montre le dispositif SynVivo-SMN monté sur une lame de verre. Figure 1C montre le dispositif avec des tubes après sensibilisation avec de l&#39;eau dans un dessicateur sous vide. La figure 2A montre une image de l&#39;expérimental-mis en place. Figure 2B montre un dispositif typique de l&#39;avidine revêtu Syn...

Les chambres d’écoulement utilisées dans les expériences d’adhérence sont généralement constituées de voies d’écoulement linéaires et nécessitent plusieurs expériences à différents débits pour générer une carte d’adhérence par cisaillement. SynVivo-SMN permet de générer une carte d’adhérence au cisaillement à l’aide d’une seule expérience utilisant des volumes de microlitres, ce qui permet de réaliser des économies significatives de temps et de consommables.

Génération de cisaillement d&#39;adhésion Carte Utilisation SynVivo réseaux microvasculaires synthétique

Cell/particle adhesion assays are critical to understanding the biochemical interactions involved in disease pathophysiology and have important ...

L'objectif général de l'expérience suivante est d'obtenir une carte de l'adhérence au cisaillement des particules cellulaires à partir d'une seule expérience utilisant des réseaux microvasculaires synthétiques. Cela est réalisé en premier lieu en recouvrant le dispositif microfluidique de la protéine d'intérêt, dans ce cas l'avadon. Dans un deuxième temps, des particules biotinylées sont injectées dans le dispositif à des débits de cisaillement physiologiques, qui se lient au dispositif revêtu d'avadon selon des schémas différents en fonction des taux de cisaillement locaux.Ensuite, le nombre de particules liées est décompté afin de générer une carte d'adhérence au cisaillement des particules à l'aide d'une base de données créée par calcul des valeurs de taux de cisaillement dans le réseau. Les résultats montrent qu'une carte d'adhérence au cisaillement peut être obtenue à partir d'une seule expérience, ce qui permet des économies significatives de temps et de réactifs par rapport aux chambres à écoulement à plaques parallèles conventionnelles. Le principal avantage de cette technologie par rapport aux méthodes existantes, telles que les canaux d'écoulement linéaires, est que nous pouvons générer des cartes d'adhérence à partir d'une seule expérience, ce qui entraîne une réduction importante des coûts et du temps.Cette méthode peut aider à répondre à des questions clés dans le domaine de la vectorisation des médicaments, notamment concernant la capacité des vecteurs de délivrance à se lier aux cibles souhaitées. Nous avons eu l'idée de cette méthode lorsque nous utilisions des chambres d'écoulement à plaque mobile pour étudier des lésions cellulaires particulières. Toutefois, dans des conditions fluides, l'objectif de ce test est de fournir des connaissances fondamentales sur l'adhésion des particules et des cellules.La plateforme syn vivo peut être appliquée à divers autres systèmes, tels que la délivrance dans le cancer et le système nerveux central, l'infection et l'inflammation, la thrombose et le dysfonctionnement de la microcirculation. La démonstration visuelle de cette méthode est essentielle, car les étapes impliquant le dispositif microfluidique sont difficiles à apprendre, l'habitude des petits volumes d'échantillon s'acquiert progressivement, et les meilleures pratiques pour éviter la formation de bulles sont mieux transmises par voie visuelle. La procédure sera démontrée par Ashley Smith, scientifique chercheuse de notre laboratoire.Le dispositif microfluidique SynVivo SMN est composé de deux séries de ports parallèles, l'une destinée à l'écoulement d'agents de revêtement de surface, de groupements fonctionnels ou de cellules pour leur immobilisation, et l'autre pour la réalisation du test. Pour commencer, immergez complètement le dispositif dans une boîte de Pétri contenant de l'eau déionisée stérile et placez la boîte sous vide. Procédez au dessiccation en laissant le dessiccateur fonctionner jusqu'à ce que tout l'air soit éliminé des canaux du dispositif.Cela devrait prendre environ 15 minutes avant de retirer l'appareil de l'eau. Utilisez une pince fine pour insérer un tube tigon prérempli d'eau dans chaque orifice de l'appareil. Le tube doit mesurer environ un pouce de long.L'appareil peut désormais être retiré de l'eau à l'aide d'une pipette ou d'une seringue. Déposez une goutte d'eau autour de la base du tube d'un orifice d'entrée. Retirez soigneusement le tube.La goutte d'eau empêchera l'air d'entrer dans l'appareil. Ensuite, préparez une seringue d'un millilitre chargée d'avadon à une concentration de 20 microgrammes par millilitre. Connectez la seringue à une aiguille en acier inoxydable de calibre 24 et de tubulure, puis serrez le port d'entrée non utilisé à l'aide d'une pince à mâchoire.Insérez le tube dans le port d'entrée du dispositif. Injectez de l'avadon à un débit de un microlitre par minute pendant 10 minutes afin d'assurer une perfusion complète du dispositif. À la fin du temps d'écoulement.Serrer tous les tubes avec des pinces et placer l'appareil à quatre degrés pendant la nuit. Laisser l'appareil atteindre la température ambiante. Ensuite, placer l'appareil sur un microscope à fluorescence inversé équipé d'une platine motorisée et d'une caméra haute performance.Préparer une solution de particules biotinylées de deux microns à une concentration de 5 millions de particules par millilitre dans du tampon salin au phosphate ou PBS. Charger les particules dans une seringue d'un millilitre. Préparer une deuxième seringue d'un millilitre contenant du PBS.Chargez uniquement chaque seringue sur une pompe à seringue, puis connectez-les à l'aiguille et au tube à l'aide d'une pipette seringue. Déposez une goutte d'eau autour de la base du tube du port d'entrée et retirez soigneusement le tube utilisé pour revêtir le dispositif. Insérez délicatement les tubes destinés aux particules biotinylées et au PBS dans chacun des ports d'entrée.Ensuite, commencez à injecter les particules biotinylées à un débit de 2,5 microlitres par minute. Surveillez le port d'entrée au microscope dès les premiers signes de présence des particules. Démarrez le chronomètre et maintenez l'écoulement pendant trois minutes.À la fin des trois minutes, arrêter l’écoulement des particules biotinylées tout en démarrant simultanément l’écoulement de PBS à un débit de 2,5 microlitres par minute. Laisser le PBS circuler dans le dispositif pendant trois minutes afin de laver les particules non liées. Pour commencer l’acquisition, utiliser la fonction de balayage d’image grand format dans le logiciel d’imagerie afin d’acquérir l’image complète du dispositif, puis numérotéer séquentiellement les bifurcations du dispositif et créer une zone d’intérêt circulaire dont le diamètre est deux fois supérieur à celui des canaux.Dans ce cas, régler le diamètre de la zone d'intérêt à 200 microns, puisque le diamètre du canal est de 100 microns. Utiliser la fonction de comptage automatisé du logiciel d'imagerie pour exporter le nombre de particules dans chaque zone d'intérêt vers un tableur. De même, utiliser la fonction de comptage automatisé pour exporter le nombre de particules dans l'appareil entier.Les simulations de dynamique des fluides computationnelle (CFD) sont exécutées et les résultats sont stockés dans une base de données pour une analyse ultérieure. Les informations incluses dans les résultats comprennent les taux de cisaillement pariétaux, le flux de particules en vitesse et l'adhérence au dispositif. Ces données servent à déterminer le nombre de particules adhérentes dans chaque zone d'intérêt, étant donné une concentration de particules en entrée définie.Pour générer une carte d'adhérence au cisaillement, calculez le pourcentage d'adhérence comme indiqué dans le protocole textuel comme étape finale. Tracez la carte d'adhérence au cisaillement en utilisant la vitesse de cisaillement à chaque bifurcation des réseaux et les valeurs de pourcentage d'adhérence. Cette image montre un dispositif SMN syn vivo typique revêtu d'avidine après la liaison de particules biotinylées de deux microns.Remarquez que les particules adhèrent préférentiellement près des bifurcations dans le réseau. Les bifurcations numérotées dans le réseau SMN syn vivo sont visibles ici. Cette image représente la carte de cisaillement pariétal échantillonnée générée par le modèle CFD du dispositif. Le taux de cisaillement varie dans le dispositif, allant de 250 secondes inverses à 15 secondes inverses, comme observé dans la microvasculature in vivo. Notez que ces taux de cisaillement variables ne peuvent pas être obtenus simultanément dans des canaux microfluidiques linéaires, car ceux-ci fournissent un taux de cisaillement constant pour chaque débit. Le graphique présenté ici, montrant les valeurs du taux de cisaillement à chacune des bifurcations du réseau, révèle que les profils de taux de cisaillement sont complexes et ne peuvent pas être décrits par une relation analytique simple, contrairement aux canaux d'écoulement linéaires.En outre, plusieurs bifurcations sont présentes dans le réseau et se situent dans le même intervalle de cisaillement, ce qui renforce la fiabilité statistique des données présentées. Voici des résultats typiques de l'analyse CFD des flux de particules dans le réseau, utilisés pour calculer les flux de particules dans les branches et les bifurcations du réseau expérimental.La carte d'adhérence au cisaillement calculée à partir d'une seule expérience SMN syn vivo suit la relation inverse observée à partir des cartes d'adhérence au cisaillement obtenues lors d'expériences sur des canaux linéaires. Toutefois, grâce à un test SynVivo, une seule expérience permet de générer cette carte de cisaillement, alors que plusieurs séries expérimentales sont nécessaires avec les canaux linéaires. Après avoir visionné cette vidéo, vous devriez bien comprendre comment utiliser les dispositifs SynVivo SMN pour produire la carte d'adhérence partagée à partir d'une seule expérience.Lors de la réalisation de cette expérience, il est important de ne pas introduire de bulles dans le dispositif microfluidique SynVivo SMN après son développement. Cette technique a ouvert la voie aux chercheurs dans le domaine de l'inflammation pour étudier l'interaction entre les leucocytes et l'endothélium à différents taux de cisaillement lors d'une seule expérience. Dans la prochaine génération de dispositifs, les chercheurs pourront étudier l'adhésion par roulement des leucocytes et leur migration dans un seul et même test, ce qui n'est pas possible actuellement.Après avoir suivi cette procédure, d'autres méthodes permettant d'étudier l'adhésion de médicaments, de vecteurs de délivrance de médicaments et de cellules peuvent être réalisées afin d'aborder des questions telles que l'effet physiologique du flux sur l'adhésion cellule-cellule, cellule-médicament et médicament-vecteur.

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