Name: Détecter des anomalies dans les vaisseaux sanguins de la choroïde dans un modèle de souris de la dégénérescence maculaire liée à lâge par Time-sûr indocyanine vert angiographie (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2014-02-19T15:00:00.000+00:00
Duration: 10 min 24 s
Description: Découvrez l'angiographie à l'indocyanine verte pour détecter les anomalies vasculaires choroïdiennes chez la souris modèle de dégénérescence maculaire liée à l'âge. Cette méthode par injection veineuse caudale permet une imagerie temporelle de haute qualité.

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Ce travail a été soutenu par NIH 1R01EY022901, le Prix de carrière développement de la recherche à prévenir la cécité (RPB), CMReeves &amp; MA Fondation Reeves, Fondation E. Matilda Ziegler pour les aveugles, la Fondation Templiers yeux, et une subvention sans restriction au ministère de la Ophtalmologie à l&#39;Université de l&#39;Utah de RPB. Nous remercions Balamurali Ambati d&#39;assistance technique sur la multi-modalité système d&#39;imagerie Spectralis et Tao Zhang pour des discussions et des commentaires sur le manuscrit.

Une. Préparation des instruments <ol><li> La procédure est réalisée dans un bain de procédure dans une animalerie. </li><li> Porter des masques, bonnets, blouses chirurgicales, pied-housses stériles et des gants avant de commencer l&#39;expérience. </li><li> Chauffer l&#39;eau dans un gobelet pour ~ 40 ° C sur une plaque chauffante. </li><li> Placez un coussin bleu stérile sur un coussin chauffant qui sera utilisé plus tard pour maintenir la température du corps de la souris lors de l&#39;imagerie. Mettez le coussin chauffant. </li><li> Préparer le système d&#39;imagerie: <ol><li> Retirez le couvercle de la poussière et allumer le laser. </li><li> Sortez la lentille de 55 ° et le monter sur la machine. </li><li> Ouvrez le logiciel d&#39;imagerie de l&#39;ordinateur et entrer les informations de la souris pour l&#39;imagerie sous la feuille d&#39;un nouveau patient (par exemple, génotype, âge, etc.). Sous la rubrique «type de dispositif», choisissez mode infrarouge (IR). </li></ol></li></ol> Remarque: Il a été rapporté que l&#39;utilisation of un à double lentille asphérique externe peut améliorer la qualité d&#39;image 17-20, même si nous n&#39;avons pas de problème à obtenir des images de haute qualité en IV-ICGA sans l&#39;aide de lentilles externes (voir résultats représentatifs, les figures 1-4). 2. L&#39;injection de la veine caudale ICG <ol><li> Dilater les yeux de souris avec 1% Tropicamide solution ophtalmique et attendre 5 min. </li><li> Peser la souris pour déterminer le montant de l&#39;anesthésie (kétamine / xylazine / acépromazine 65-100/10-20/1-3 mg / kg) nécessaire. </li><li> Récupérer un 1 ml seringue stérile avec une aiguille 32 G. Injecter la souris par voie intrapéritonéale avec les anesthésiques (13 mg / ml de kétamine, 2,6 mg / ml de xylazine 0,3 mg / ml dans du PBS stérile acépromazine). Attendez jusqu&#39;à ce que la souris est totalement anesthésié (~ 5 min). </li><li> Placez la queue de la souris dans 40 ° C l&#39;eau chaude pour provoquer une vasodilatation de la veine. </li><li> Récupérer une seringue de 1 ml avec une aiguille 32 G. Prélever la quantité voulue de l&#39;ICG, typiquement 50 ul de 1 mg / ml ICG, qui est stérilisée par filtration avec un filtre à seringue de 0,2 uM dans un tube stérile, pour une souris de 25 g (2 mg / kg). Veillez à ne pas introduire de l&#39;air dans la seringue. </li><li> Essuyez la queue avec un tampon d&#39;alcool pour stériliser la zone à injecter. </li><li> Tenez la queue d&#39;une main de sorte que la veine caudale latérale est à la hausse. Avec le biseau de l&#39;aiguille vers le haut, injecter l&#39;aiguille ~ 2 mm dans la veine à un angle minimal. Veillez à ne pas perforer la veine. Dessiner sur la seringue légèrement et retrouver des traces de la circulation sanguine dans le moyeu de l&#39;aiguille, ce qui indique que l&#39;aiguille a été insérée avec succès dans la veine. </li><li> Injecter lentement ICG dans la veine. Il devrait y avoir une résistance minimale lors de l&#39;injection. Retirer l&#39;aiguille et appliquer un tampon imbibé d&#39;alcool directement sur le site d&#39;injection pendant environ 5-10 secondes pour arrêter le saignement. La souris est ensuite prêt pour l&#39;imagerie. Afin de rattraper la première phase (0-4 min après l&#39;injection), il est essential à l&#39;image de la souris rapidement. </li></ol> Remarque: les yeux de souris peuvent facilement se sécher et peuvent développer une cataracte sous anesthésie. Il est important de garder l&#39;oeil humide en appliquant PBS stérile pendant la procédure. Essuyez l&#39;excès de PBS avec un coton-tige stérile avant l&#39;enregistrement ICG. D&#39;autres laboratoires ont utilisé une lentille de contact pour éviter la déshydratation de la cornée de 17 à 20. 3. Angiographie ICG <ol><li> Commencer à prendre des images 30-40 secondes après injection ICG, qui permet la capture de la première phase de remplissage de la choroïde jusqu&#39;à circulations rétiniennes et choroïdiennes sont à la luminosité maximale (0-4 min). La vascularisation rétinienne est mieux visualisé à discussion ~ 35-45 dioptries et vasculaire de la choroïde est visualisé à 10-15 dioptries. Remarque: Lors du premier examen d&#39;un modèle animal, il est recommandé de capturer des images sous tous les angles (nasales, temporelle, dorsale et ventrale) pour identifier tous abno possiblermalities dans le système vasculaire. Au cours de la première phase, les deux artères et des veines choroïdiennes moyennes et grandes sont bien visualisées. Dans le modèle animal utilisé dans ce protocole, les lésions de la choroïde (par exemple polypoïdale de dilatations) peuvent commencer à apparaître 1 min dans la première phase. </li><li> Régler la mise au point de l&#39;image sur le système vasculaire. Contrôle de la luminosité et de se concentrer à l&#39;aide du module de commande et le bouton de mise au point, respectivement. Ces valeurs sont réglables numériquement et sont facilement maintenus constants. Gardez la distance de l&#39;œil de la souris à la constante de lentille de la caméra pour assurer la qualité d&#39;image est reproductible en utilisant la technique qui suit. Remarque: Comme l&#39;appareil ne peut l&#39;image d&#39;une partie de l&#39;œil postérieur, nous essayons de garder le focus, la luminosité et la distance entre la lentille de la caméra et l&#39;oeil de la souris constante comme nous l&#39;image de la totalité de l&#39;œil postérieur sous des angles différents. La clé pour cela est d&#39;aligner la luminescence en forme de cercle émis par le GIC à travers l&#39;œil avec le domaine de la View de la caméra. Ceci est accompli en faisant de gauche à droite, des ajustements vers le haut et vers le bas, et en-and-out de la position de la caméra jusqu&#39;à ce que la totalité de l&#39;image n&#39;a pas de zones sombres. Lorsque la luminescence et le champ de vision de la caméra sont alignées, la distance de l&#39;œil à la lentille sera reproductible pour le prochain ensemble d&#39;images, ainsi que à une distance optimale pour une qualité d&#39;image. </li><li> Une fois le système vasculaire est mise au point, de capturer les trames d&#39;image en appuyant sur le bouton rond noir sur le module d&#39;acquisition. Le bouton rond noir peut également être utilisé pour réduire ou augmenter le signal de l&#39;ICG pour une meilleure qualité d&#39;image. </li><li> Déterminer l&#39;angle de vue optimal et profondeur de focalisation à des lésions de la choroïde de l&#39;image. Il est important de garder la position de l&#39;œil, la profondeur de focalisation, et d&#39;autres paramètres de l&#39;appareil fixe pour l&#39;ensemble de l&#39;ICGA temps bien sûr. Les images sont enregistrées en appuyant sur le bouton d&#39;acquérir sur le panneau de l&#39;écran tactile du module d&#39;acquisition. </li><li> Acquérir des images dans la phase intermédiaire à 6-15 min à l&#39;arrièreinjection er. Remarque: Les deux de la choroïde et vaisseaux rétiniens deviennent moins distinctes. Vascularisation de la choroïde apparaît fluorescence diffuse. Lésions choroïdiennes présentant hyperfluorescence émergent contrairement à la décoloration entourant la fluorescence de fond normal. </li><li> Acquérir des images dans la phase tardive à 17-25 minutes après l&#39;injection. Remarque: hyperfluorescents s&#39;estompe. Les deux navires de la choroïde et de la rétine ne sont plus visibles. La tête du nerf optique devient noir. Lésions de la choroïde hyperfluorescentes ont contraste maximal avec le fond à la décoloration. </li><li> Après avoir terminé l&#39;acquisition d&#39;images, appliquer un gel lubrifiant œil clair pour les yeux de souris et de laisser la souris sur un coussin chauffant pour la récupération. </li><li> Souris retourner dans leurs cages et zone d&#39;attente. Exporter des images sous forme de fichiers TIFF ou JPEG pour une analyse plus approfondie. </li></ol> Remarque: Le calendrier de chaque phase n&#39;est pas absolue. Nous avons constaté que le calendrier de chphase de ch pourrait changer en fonction de la quantité de ICG injectée. Plus ICG tend à prolonger chaque phase. La meilleure façon de définir une phase est fonction des caractéristiques principales de chacune des phases énumérées ci-dessus.

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YF est un inventeur de deux brevets en instance qui sont pertinents pour le modèle de la souris AMD utilisée dans ce travail. SK, ZB, et ADJ n&#39;ont rien à divulguer.

Dans cette étude, nous avons démontré l&#39;utilisation de ICG à l&#39;image des lésions choroïdiennes chez des souris transgéniques HtrA1. Les caractéristiques du début, au milieu, et les phases tardives de ICG dans notre modèle de souris correspondent le cours du temps et dans les études humaines 1. Il est important de prendre de meilleures comparaisons entre pathologie et animales phénotypes humains, qui ont une valeur inestimable pour la recherche sur les mécanismes physiopathologiques et des stratégies d...

Indocyanine angiographie au vert (ICG) est un test de diagnostic de problèmes d&#39;image liés aux vaisseaux sanguins dans l&#39;oeil. Le spectre d&#39;absorption de l&#39;ICG varie de 790 à 805 nm alors que le spectre d&#39;émission s&#39;étend de 770 à 880 nm avec le pic d&#39;émission à 835 nm 1. Ceci est différent de l&#39;autre colorant populaire, la fluorescéine de sodium, dont le spectre se situe dans la gamme visible. Le spectre infrarouge permet ICG à pénétrer à travers l&#39;épithélium rétinien pigmentaire (RPE), fluide sérosanguineux, et les exsudats lipidiques, qui peut facilement bloquer la visualisation par base de sodium de fluorescéine angiographie à la fluorescéine (FA). ICG est de 98% liée aux protéines dans le système vasculaire résultant en moins d&#39;extravasation, permettant une meilleure imagerie des vaisseaux de la choroïde et de lésions de la choroïde 1,2. ICG est presque le seul choix pour visualiser la vascularisation de la choroïde, qui est postérieure à l&#39;EPR. Figure 1 montre la comparaison des ICG et FA en imagerie vasculaire dans les yeux de souris. FA peut be utilisé pour l&#39;image de la vascularisation de la rétine bien mais pas la vascularisation de la choroïde. En revanche, ICG peut être utilisé à la fois l&#39;image de la rétine et de la vascularisation de la choroïde. ICG est réalisée avec haute résolution de systèmes d&#39;imagerie numérique ou ophtalmoscope laser à balayage (SLO) ainsi que dans l&#39;infrarouge des caméras vidéo, que nous utiliserons dans cette étude. Dans la clinique, ICG a été recommandée dans le diagnostic d&#39;un certain nombre de troubles choriorétiniennes impliquant le système vasculaire de la choroïde, y compris polypoïdale choroïde vasculopathie (PCV), de la rétine angiomateux prolifération (RAP), stries angioïdes, vitelliforme dystrophie maculaire, CRSC, hémangiome choroïdien, la rétine hémorragie macroaneurysms artériolaires, les tumeurs de la choroïde, et certaines formes de uvéite postérieure 1,3. La combinaison de ICG avec FA et la tomographie par cohérence optique (OCT) fournissent des outils puissants pour les cliniciens dans le diagnostic et la gestion des exsudative maculaire liée à l&#39;âgedégénérescence (AMD) 4-10. ICG est particulièrement utile pour des conditions impliquant la choroïde diagnostic. En fait, ICG est considéré comme l&#39;étalon-or pour le diagnostic PCV, une variante de la DMLA exsudative 11-13. PCV est caractérisé par un réseau de vaisseaux de ramification avec des dilatations polypoïdale terminaux dans le système vasculaire de la choroïde 11-13. PCV est fréquemment associée à des détachements sérosanguineux récurrents de l&#39;EPR et de la rétine avec des fuites et des saignements des composants polypoïdale 11,14,15. Nous avons récemment rapporté la génération du premier modèle animal de PCV par voie transgénique exprimant HTRA1 humain, une serine protease multi-fonctionnel, chez la souris l&#39;épithélium pigmentaire rétinien (EPR) 16. Nous avons montré que l&#39;augmentation induite HTRA1 caractéristiques de PCV, par exemple lésions polypoïdale. Ici, nous avons démontré l&#39;utilisation du temps-cours ICGA par injection dans la veine de la queue à la recherche d&#39;AMD en utilisant notre modèle de souris de HTRA1. Nos données suggèrent queIV-ICG est supérieure à l&#39;IP (ou sous-cutanée (SC))-ICG qui sont actuellement utilisés dans le domaine de 17,18 pour la caractérisation des lésions dans la choroïde. Déclaration sur la recherche sur les animaux Les expérimentations animales ont été menées selon des protocoles approuvés par des institutionnels de protection des animaux et l&#39;utilisation Comité (IACUC), et ont été réalisées conformément à la Déclaration ARVO pour l&#39;utilisation d&#39;animaux dans ophtalmique et Vision Research.

<table><tbody><tr><td>Système d’imagerie multimodale Spectralis</td><td>Heidelberg Engineering, Allemagne</td><td>SPECTRALIS HRA+OCT</td><td></td></tr><tr><td>Solution ophtalmique tropicamide (1 %)</td><td>Bausch & Lomb</td><td>NDC 24208-585-64</td><td>pour la dilatation des pupilles</td></tr><tr><td>GenTeal Gel</td><td>Genteal</td><td>NDC 58768-791-15</td><td>&nbsp ; gel lubrifiant transparent pour les yeux&nbsp ;</td></tr><tr><td>Kétamine</td><td>Vedco Inc</td><td>NDC 50989-996-06</td><td></td></tr><tr><td>Xylazine</td><td>Lloyd Laboratories</td><td>NADA 139-236</td><td></td></tr><tr><td>Acépromazine</td><td>Vedco Inc</td><td>NDC 50989-160-11</td><td></td></tr><tr><td>32-G Aiguille</td><td>Steriject</td><td>PRE-32013</td><td></td></tr><tr><td>Seringue de 1 ml</td><td>BD</td><td>309659</td><td></td></tr><tr><td>Indocyanine Green</td><td>Pfaltz & Bauer</td><td>I01250</td><td></td></tr></tbody></table>

détecter des anomalies dans les vaisseaux sanguins de la choroïde dans un modèle de souris de la dégénérescence maculaire liée à l&#39;âge par time-sûr indocyanine vert angiographie

Detecting Abnormalities in Choroidal Vasculature in a Mouse Model of Age-related Macular Degeneration by Time-course Indocyanine Green Angiography

Vert d&#39;indocyanine angiographie (ou ICG) est une technique réalisée par les ophtalmologistes pour diagnostiquer des anomalies de la choroïde et le système vasculaire rétinien de diverses maladies oculaires telles que la dégénérescence maculaire liée à l&#39;âge (DMLA). ICG est particulièrement utile pour l&#39;imagerie du système vasculaire choroïdienne postérieure de l&#39;oeil dû à sa capacité de pénétrer à travers la couche pigmentée avec son spectre infrarouge. ICG cours du temps peut être divisé en début, milieu et fin phases. Les trois phases fournissent de précieuses informations sur la pathologie de problèmes oculaires. Bien que le temps bien sûr ICGA par voie intraveineuse (IV) l&#39;injection est largement utilisé dans la clinique pour le diagnostic et la gestion des problèmes choroïde, ICG par injection intrapéritonéale (IP) est couramment utilisé dans la recherche animale. Ici, nous avons démontré la technique pour obtenir des images haute résolution ICGA temps-cours chez la souris par injection de queue veineuse et ophtalmoscopie confocale à balayage laser. Nous avons utilisé cette technique à l&#39;image de la choroïde lesions dans un modèle de souris de la dégénérescence maculaire liée à l&#39;âge. Bien qu&#39;il soit beaucoup plus facile d&#39;introduire ICG à la vascularisation de la souris par IP, nos données indiquent qu&#39;il est difficile d&#39;obtenir des images reproductibles ICGA cours du temps par IP-ICG. En revanche, ICG par injection dans la veine caudale fournit ICGA images temps de cours de qualité comparables à des études humaines. En outre, nous avons montré que ICGA effectuée sur des souris albinos donne des images plus claires de vaisseaux choroïdiens que celle réalisée sur des souris pigmentées. Nous suggérons que le temps bien sûr IV-ICG devrait devenir une pratique courante dans la recherche AMD basée sur des modèles animaux.

Nous avons effectué ICG cours du temps dans HtrA1 des souris transgéniques de la même portée et de WT de commande, qui sont tous deux sur le fond CD1. Le CD1 fond albinos a été choisi pour faciliter l&#39;angiographie au vert d&#39;indocyanine (ICG) d&#39;imagerie (voir la discussion). Certains anévrisme comme dilatations ont commencé à apparaître dans la phase précoce chez la souris HTRA1 (Figure 2, une flèche rouge indique la dilatation à l&#39;extrémité d&#39;un navire et un cercle rouge indique une ...

Vert d&#39;indocyanine (angiographie ou ICG) réalisée par injection dans la veine caudale fournit des images ICGA de cours de temps de qualité pour caractériser des anomalies dans la choroïde de la souris.

Détecter des anomalies dans les vaisseaux sanguins de la choroïde dans un modèle de souris de la dégénérescence maculaire liée à l&#39;âge par Time-sûr indocyanine vert angiographie

Indocyanine Green&#160;Angiography (or ICGA) is a technique performed by ophthalmologists to diagnose abnormalities of the choroidal and retinal ...

L'objectif général de cette procédure est de détecter des anomalies dans la vascularisation choroïdienne chez des modèles murins de dégénérescence maculaire liée à l'âge, en utilisant l'endo in green et la géographie en fonction du temps. Cela est réalisé en premier lieu en préparant les animaux et le colorant pour l'injection. La deuxième étape consiste à effectuer des injections intraveineuses par la queue avec l'endo in green.Les images suivantes de l’œil sont acquises aux phases précoce, intermédiaire et tardive de l’ICG en angiographie verte, puis exportées et analysées. En fin de compte, l’analyse temporelle de l’ICG en angiographie verte pourrait être utilisée comme procédure standard pour caractériser différents types de lésions dans la choroïde de la dégénérescence maculaire liée à l’âge. Modèles murins.Le principal avantage de cette technique par rapport à nos méthodes existantes, comme l'injection intrapéritonéale d'endo signin vert, est qu'elle fournit des images de haute qualité en cours de temps comparables aux études chez l'humain. Pour commencer la procédure, revêtez la tenue appropriée pour travailler avec des animaux. Cela inclut la mise d'une blouse chirurgicale, de couvre-chaussures stériles, d'une coiffe pour cheveux, d'un masque facial et de gants. Ensuite, préparez le coussin chauffant à utiliser pendant l'imagerie en allumant le système, en réglant la température à 37 degrés Celsius et en le recouvrant d'un drap bleu stérile.Ensuite, allumez une plaque chauffante et chauffez un bécher d'eau à 40 degrés Celsius. Préparez le système d'imagerie avant l'injection intraveineuse dans la queue en préchauffant le laser et en fixant un objectif de 55 degrés sur l'appareil. Ouvrez ensuite le logiciel d'imagerie et saisissez les informations d'identification de la souris pour l'imagerie sous une nouvelle fiche patient.Sous le type d'appareil, sélectionnez le mode infrarouge. Une fois le système d'imagerie configuré, dilatez les yeux de la souris à l'aide d'une solution ophtalmique de tropicamide à 1 % et attendez cinq minutes. Pendant ce temps, pesez la souris afin de déterminer la quantité d'anesthésique nécessaire.Ensuite, injecter une mixture de kétamine, de xylazine et d’acépromazine par voie intrapéritonéale, comme décrit dans le protocole accompagnant le texte. Attendre environ cinq minutes jusqu’à ce que la souris soit complètement anesthésiée. Au lieu de recouvrir les yeux de la souris anesthésiée avec une pommade ophtalmique, appliquer du PBS stérile sur les yeux toutes les deux minutes ou insérer des lentilles de contact spécialisées afin d’éviter qu’ils ne s’assèchent et ne développent des cataractes.Une fois l'animal anesthésié, plonger la queue de la souris dans de l'eau à 40 degrés Celsius pendant 20 à 30 secondes afin de dilater la veine caudale. Ensuite, utiliser une seringue d'un millilitre équipée d'une aiguille de calibre 32 pour prélever deux microlitres par gramme de poids corporel d'une solution de vert d'indocyanine à un milligramme par millilitre. Veiller à ne pas introduire de bulles d'air dans la seringue.Ensuite, tenez la queue avec une main de manière à ce que la veine latérale de la queue soit orientée vers le haut, puis passez un coton-tige imbibé d’alcool sur la queue afin de stériliser la zone à injecter. Introduisez ensuite l’aiguille d’environ deux millimètres dans la veine selon un angle minimal, avec le biseau de l’aiguille tourné vers le haut. Aspirez légèrement avec la seringue et observez la présence d’un filet de sang dans l’embase de l’aiguille, signe que l’aiguille a été correctement insérée dans la veine.Ensuite, injectez lentement la solution de vert indocyanine. La résistance doit être minimale lors de l'injection suivante. Retirez l'aiguille et appliquez un tampon imbibé d'alcool directement sur le site d'injection pendant cinq à dix secondes afin d'arrêter tout saignement.La souris est alors prête à être soumise à l'imagerie après injection intraveineuse dans la queue. Transférez rapidement la souris vers le système d'imagerie préalablement préparé afin de réaliser des images durant la phase précoce de remplissage choroïdien. Tout d'abord, réglez l'image et focalisez-vous sur la vascularisation d'intérêt.Fixer la mise au point entre 35 et 45 dioptries pour la vascularisation rétinienne et entre 10 et 15 dioptries pour la vascularisation choroïdienne. Ensuite, régler la luminosité à l’aide du module de commande, ajuster numériquement les valeurs de mise au point et de luminosité, puis, une fois définies, les maintenir constantes pour ce type de prise de vue. Conserver également constante la distance entre l’œil de la souris et la caméra.Pour garantir une qualité d'image reproductible, effectuez le dépistage initial en imagerie de la totalité de la partie postérieure de l'œil sous différents angles. Commencez par aligner la luminescence en forme de cercle émise par le colorant vert d'indocyanine avec le champ de vision de la caméra.Pour ce faire, effectuez des ajustements de gauche à droite, de haut en bas et en profondeur. Modifiez la position de la caméra jusqu'à ce que l'image entière soit nette et ne présente aucune zone sombre. Enregistrez les paramètres optimaux de l'appareil pour les procédures répétées.Une fois que le réseau vasculaire est en netteté, capturez les images en appuyant sur le bouton rond noir du module d'acquisition. Ce bouton permet également d'atténuer ou d'amplifier le signal de l'indoc et du vert pour obtenir une qualité d'image optimale. Pour examiner une zone lésionnelle particulière en fonction des résultats du dépistage précédent, configurez le système d'imagerie en utilisant l'angle et les paramètres de l'appareil qui ont été déterminés précédemment comme optimaux.Conserver la position de l'angle de vue de l'œil, la profondeur de mise au point et les autres réglages du dispositif fixes pendant toute la durée du procédé. Enregistrer les images en appuyant sur le bouton d'acquisition situé sur le panneau tactile du module d'acquisition. Continuer à acquérir des images en phase précoce jusqu'à ce que les circulations rétinienne et choroïdienne atteignent leur luminosité maximale.Cela peut prendre jusqu'à quatre minutes. Ensuite, continuer à acquérir des images en phase intermédiaire entre six et quinze minutes après l'injection. Comme on peut le voir ici, les vaisseaux choroïdiens deviennent moins distincts durant cette phase et apparaissent sous forme d'une fluorescence diffuse.En outre, les lésions chorioïdiennes présentant une hyperfluorescence apparaissent ensuite ; des images sont acquises en phase tardive, entre 17 et 25 minutes après l'injection. Durant cette phase, l'hyperfluorescence s'estompe et les vaisseaux ne sont plus visibles. De plus, la tête du nerf optique devient noire et les lésions chorioïdiennes présentent un contraste maximal avec l'arrière-plan en cours de disparition.Une fois l'acquisition des images terminée, appliquez un lubrifiant clair IGEL sur les yeux de la souris et laissez la souris sur un coussin chauffant pour la récupération. Lorsqu'elles ont retrouvé une certaine mobilité, remettez les souris dans leurs cages et leur zone d'hébergement. Enfin, exportez toutes les images sous forme de fichiers image ou de fichiers vidéo pour une analyse ultérieure.On voit ici une comparaison entre l'angiographie au fluorescéine à base de fluorescéine de sodium et l'angiographie en vert avec l'endocyt pour l'imagerie de la vascularisation rétinienne et choroïdienne chez la souris. Alors que les vaisseaux rétiniens peuvent être visualisés à l'aide de l'angiographie à la fluorescéine (FA) et de l'angiographie à l'indocyanine verte (ICGA), les vaisseaux choroïdiens ne peuvent être observés qu'avec l'ICGA. Voici des images de la vascularisation choroïdienne obtenues après injection intraveineuse via la queue de l'endocyt en vert chez une souris de type sauvage.Aucune dilatation ni lésion n’a été observée à aucun stade d’imagerie chez la souris transgénique HT A1. Toutefois, des dilatations ainsi que des lésions polyploïdes de type en grappe ont été détectées au stade précoce, et plusieurs lésions supplémentaires sont apparues en phase intermédiaire, devenant plus nettes au stade tardif. Afin de comparer la qualité d’imagerie entre l’injection intraveineuse par la queue et l’injection intrapéritonéale de l’indocyanine verte, des souris transgéniques HRA1 supplémentaires ont été soumises à l’imagerie après injection IP. La vascularisation choroïdienne est principalement invisible cinq minutes après l’injection chez les deux souris, et devient invisible au-delà de 12 minutes pour la souris.Dans les panneaux inférieurs, en plus de la racine de l'injection, la couleur du pigment influence également la qualité des images. Ici, une souris pigmentée et une souris albinos ont été comparées à l'aide d'un suivi temporel IV incy en vert, un géographie. La souris albinos présentait des images nettement plus précises des vaisseaux choroïdiens, tant gros que petits, aux phases précoces et intermédiaires, et fournirait un bon fond génétique pour des études ultérieures dans ce domaine après son développement.Cette technique a ouvert la voie aux chercheurs dans le domaine de la recherche sur la vision pour explorer les anomalies choroidiennes chez les modèles murins.

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